Isolierung der mit Tomatensamen assoziierten Mikrobiota durch kontrollierte Keimung und vergleichende Kultivierung

Zusammenfassung

Dieses Protokoll kombiniert standardisierte Samenoberflächensterilisation mit kontrollierter Keimung, um die reproduzierbare Isolierung der mit Tomatensamen assoziierten Mikrobiota während des Übergangs vom Samen zum Sämling zu ermöglichen. Der Ansatz verbessert die Rückgewinnung kultivierbarer Mikroorganismen, die in Trockensamen unterrepräsentiert sind, und unterstützt vergleichende kulturomatische Studien während der frühen Keimlingsentwicklung.

Zusammenfassung

Oberflächensterilisation ist ein kritischer, aber häufig unteroptimierter Schritt in Studien, die darauf abzielen, samenassoziierte Mikroorganismen zu isolieren, da übermäßig harte Behandlungen endogene mikrobielle Populationen reduzieren oder verzerren können. Dieses Protokoll bietet einen reproduzierbaren Ansatz zur Isolierung kultivierbarer, tomatensamenassoziierter Mikrobiota mittels Oberflächensterilisationsbedingungen, die auf zuvor validierten Methoden basieren und mit kontrollierter Keimung kombiniert werden. Anstatt universell optimale Sterilisationsbehandlungen zu definieren, verwendet der Ansatz standardisierte Bedingungen, die entsprechend den Eigenschaften der Samen angepasst werden können, wobei Verzerrungen minimiert und endogene mikrobielle Populationen erhalten bleiben.

Um die Rückgewinnung kultivierbarer Mikroorganismen zu verbessern, die mit dem Übergang vom Samen zum Sämling assoziiert sind, beinhaltet das Protokoll einen kontrollierten Keimungsschritt vor der mikrobiellen Isolierung. Im Gegensatz zu herkömmlichen Ansätzen, die auf der Mazeration trockener, nicht keimender Samen basieren, fördert die kontrollierte Keimung die mikrobielle Aktivierung während des Übergangs vom Samen zum Setzling unter sterilen Bedingungen. Vergleichende Analysen der koloniebildenden Einheit (CFU) von äquivalenten biologischen Replikaten, die jeweils aus gesammeltem Material aus 3–5 trockenen Samen oder 3–5 keimenden Setzlingen bestanden, zeigten eine deutliche Verschiebung der kultivierbaren Gemeinschaft nach der Keimung. Gattungen, die in trockenen Samen schwach vertreten waren, wurden nach der Keimung bereichert, während andere, die häufiger an trockenen Samen vorhanden waren, in ihrer relativen Repräsentation abnahmen, was Studien zu frühen Pflanzen-Mikroben-Interaktionen während der Setzlingsetablierung unterstützt.

Über biologische Replikate hinweg wurden Gattungen wie Stutzerimonas, Stenotrophomonas und Priestia unter Isolaten, die aus keimenden Setzlingen geborgen wurden, konstant bereichert, während Paenibacillus unter allen Bedingungen reichlich vorhanden blieb, aber deutliche Veränderungen in der Artenzusammensetzung zeigte. Durch die Integration standardisierter Sterilisationsbedingungen mit kontrollierter Keimung und vergleichender Analyse von trockenem und keimendem Material bietet dieses Protokoll einen robusten und reproduzierbaren Rahmen für die kulturomische Isolierung von samenassoziierten Mikrobiota mit potenzieller funktioneller Relevanz während der frühen Setzlingsentwicklung und unterstützt Studien zu frühen Pflanzen-Mikroben-Interaktionen während der Setzlingsetablierung.

Einleitung

Samen beherbergen vielfältige mikrobielle Gemeinschaften, die aus Bakterien und Pilzen bestehen, die sowohl mit inneren Geweben als auch mit äußeren Oberflächen verbunden sind ^1,2,3. Diese Mikroorganismen werden zunehmend als integraler Bestandteil der Pflanzenbiologie anerkannt, da sie die Funktion der Pflanzen bereits in den frühesten Entwicklungsstadien beeinflussen können, einschließlich Keimung, Setzlingsbildung und Reaktionen auf biotischen und abiotischen Stress ^1,2,3. Ökologisch gesehen fungieren Samen nicht nur als Vermehrungsmittel für die Pflanzenfortpflanzung, sondern auch als Reservoirs für mikrobielles Inokulum, was sie zu einem wichtigen Einstiegspunkt macht, um zu verstehen, wie pflanzenassoziierte Mikrobiome im gesamten Pflanzenlebenszyklus^initiiert und erhalten ^werden.

Samenassoziierte Mikroorganismen können das erste mikrobielle Inokulum sein, dem die aufkommende Pflanze begegnet, und können daher während des Übergangs vom Samen zum Sämling zur Samenbildung des Mikrobioms^{beitragen 1,3,4}. Dieses frühe Inokulum kann die mikrobiellen Gemeinschaften beeinflussen, die anschließend Wurzeln und andere Pflanzenkompartimente kolonisieren, mit Folgen für die Pflanzenbildung und spätere Wechselwirkungen zwischen Pflanze^und Mikroben ^1,4. Außerdem kann ein Teil der Samenmikrobiota vertikal über Fortpflanzungsstrukturen wie Blüten, Fruchtsprünge und Pollen übertragen werden, sodass mikrobielle Populationen über Pflanzengenerationen ^4,5 hinweg bestehen können. Diese generationenübergreifende Kontinuität legt nahe, dass einige samen übertragene Mikroorganismen kontinuierlich zur Fitness und Anpassung der Pflanzen beitragen können.

Funktional können samenassoziierte Mikroorganismen die Wirtsleistung durch verschiedene Mechanismen beeinflussen, darunter die Produktion von Phytohormonen, antimikrobiellen Verbindungen und anderen bioaktiven Metaboliten, die die Pflanzenentwicklung modulieren oder Konkurrenten und Krankheitserreger unterdrücken ^5,6,7. Samen übertragene mikrobielle Populationen scheinen ebenfalls durch unterschiedliche Ressourcennutzung und ökologische Aufteilung zu koexistieren, was darauf hindeutet, dass der Samen eher einen selektiven Lebensraum als einen passiven Behälter für mikrobielle Vielfalt darstellt⁷. Zusammen stützen diese Ergebnisse die Idee, dass Samen mikrobielle Populationen beherbergen, die die frühe Pflanzenentwicklung beeinflussen könnten und Kandidaten für eine nachgeschaltete funktionelle Charakterisierung ^2,3,5,7 darstellen.

Um samenassoziierte Mikroorganismen auf funktional informative und experimentell handhabbare Weise zu untersuchen, ist es notwendig, lebensfähige mikrobielle Populationen aus Samenmaterial zu gewinnen. In diesem Zusammenhang ermöglicht die mikrobielle Isolation den Zugang zu lebenden Mikroorganismen, die anschließend experimentell charakterisiert und in nachgelagerten Assays bewertet werden können, die für Pflanzen-Mikroben-Interaktionen relevant sind. Dies ist besonders wichtig in Saatgutsystemen, wo samenassoziierte Mikroorganismen zur frühen Pflanzenbildung beitragen und Kandidaten für funktionelles Screening und zukünftige Anwendung darstellen können.

Die Gewinnung von samen assoziierten Mikroorganismen ist sehr empfindlich gegenüber Probenvorbereitungsverfahren, insbesondere der Oberflächensterilisation, der Gewebeverarbeitung und der Entwicklungsphase des beprobten Materials. Diese Empfindlichkeit ist besonders relevant in Saatgutsystemen, da die mikrobielle Biomasse oft gering ist und kleine prozedurale Unterschiede sowohl die Anzahl der Kolonieneinheiten als auch die Zusammensetzung der Isolate stark beeinflussen können. Unter diesen Variablen ist die Oberflächensterilisation eine der kritischsten und schwierigsten zu optimieren. Eine Sterilisation ist notwendig, um die epiphytische Kontamination vor der mikrobiellen Isolierung zu reduzieren, doch eine übermäßige Exposition gegenüber Sterilisationen kann die Lebensfähigkeit oder Kultivierbarkeit endogener Mikroorganismen verringern, während unzureichende Sterilisation es ermöglicht, oberflächenassoziierte Taxa nachfolgende Kulturen zu dominieren ^8,9,10. Dementsprechend ist das Ziel der Sterilisation nicht, die chemische Exposition zu maximieren, sondern die mildeste Behandlung anzuwenden, die wirksam oberflächenbedingte Kontaminationen unterdrückt und gleichzeitig wiedergewinnbare innere Mikroorganismen^{erhält 5,11}.

Da die Sterilisationseffizienz von Pflanzenarten, Gewebestruktur, Eigenschaften des Samenmantels und der zugehörigen mikrobiellen Gemeinschaft abhängt, sollten Protokolle aus zuvor validierten Methoden ausgewählt und dann vorsichtig an das untersuchte System ^8,12,13 angepasst werden. Bei Materialien mit niedriger Biomasse wie Tomatensamen ist dieses Gleichgewicht besonders wichtig: Übersterilisation kann die mikrobielle Rückgewinnung stark verringern, während eine Untersterilisation die Wahrscheinlichkeit erhöht, dass schnell wachsende Oberflächenkontaminanten die gewonnenen Isolate dominieren. Aus diesem Grund sollte die Sterilisationseffizienz routinemäßig überprüft und nicht angenommen werden. Das Plattieren des Endspülwassers bietet eine praktische Kontrolle für verbleibende äußere Verunreinigungen, aber diese Kontrolle sollte stets mit der mikrobiellen Rückgewinnung aus Samen- oder Setzlingshomogenaten interpretiert werden. Ein Protokoll, das sterile Spülkontrollen, aber wenig oder keine rückgewinnbare interne Mikrobiota ermöglicht, kann ungeeignet sein, wenn das Ziel eine vergleichende mikrobielle Isolierung statt maximaler Dekontamination^ist.

Sinnvolle Vergleiche erfordern daher eine starke prozedurale Standardisierung. In Proben mit geringer Biomasse können Inkonsistenzen beim Waschen, Transfer, Homogenisierung, Verdünnen, Plattieren oder Inkubation sowohl die gesamte mikrobielle Rückgewinnung als auch die scheinbare Darstellung einzelner Taxa verändern. Dies ist besonders wichtig beim Vergleich von trockenem und keimendem Material, wo methodische Unterschiede leicht mit biologischer Veränderung verwechselt werden können.

Eine wesentliche Einschränkung vieler Samenmikrobiologie-Protokolle ist, dass sie ausschließlich auf trockenen, nicht keimenden Samen als Ausgangsmaterial angewiesen sind. Obwohl dies eine nützliche Basislinie für den vor der Samenaktivierung vorhandenen mikrobiellen Anteil bietet, kann es Mikroorganismen unterschätzen, die ruhend, metabolisch inaktiv, gestresst oder anfangs bei niedriger relativer Häufigkeit ^2,15 vorkommen.

Im trockenen Zustand stellen Samen eine physiologisch ruhige Umgebung dar, in der sowohl Wirtsgewebe als auch zugehörige Mikroorganismen relativ inaktiv bleiben können. Folglich repräsentieren die mikrobiellen Populationen, die direkt aus trockenen Samen gewonnen werden, möglicherweise nicht vollständig jene, die nach Beginn der Keimung leichter wiederholbar sind.

Während der Keimung durchlaufen die Samen eine Wasseraufnahme, metabolische Reaktivierung, Nährstoffmobilisierung und Gewebereorganisation, die alle die lokale Umgebung der assoziierten Mikroorganismen verändern^11,16. Diese Veränderungen können das mikrobielle Wachstum fördern, die relative Repräsentation mikrobieller Populationen verändern und den Nachweis oder die Wiederherstellung von Taxa erleichtern, die zuvor selten oder schlecht in trockenen Samen gefunden wurden. Darüber hinaus schafft das Hervorkommen der Radikel ein neues Pflanzenkompartiment, das die mikrobielle Vermehrung und Umverteilung unterstützen kann, was den Übergang vom Samen zum Sämling zu einer besonders informativen Stufe für die mikrobiologische Analyse ^1,17 macht.

Aus diesem Grund bietet die parallele Verarbeitung von Trockensamen und Keimlinge ein informativeres experimentelles Design als die Analyse von Trockensamen allein. Trockene Samen legen eine Basis für die vor der Aktivierung vorhandenen kultivierbaren Populationen dar, während gekeimtes Material eine vergleichende Bewertung von Taxa ermöglicht, die während der frühen Entwicklung leichter wiedergewonnen werden können. Dieser Ansatz ist besonders nützlich, wenn es nicht nur darum geht, rückgewinnbare Mikroorganismen zu katalogisieren, sondern auch Taxa zu identifizieren, die mit dem Übergang vom Samen zum Setzling verbunden sind, und Isolate für die nachgelagerte Charakterisierung zu priorisieren (Abbildung 1).

Abbildung 1: Konzeptionelle und prozedurale Übersicht des vergleichenden Isolations-Workflows. (A) Konzeptionelle Darstellung des Trockentomatensamenzustands vor der Keimung. (B) Konzeptionelle Darstellung des Ursprungs gekeimten Tomatensamenzustands während des Übergangs vom Samen zum Sämling. (C) Schematischer Arbeitsablauf des Protokolls, einschließlich Sterilisation der Saatgutoberfläche, Spülkontrollbewertung, direkter Verarbeitung trockener Samen oder kontrollierter Keimung, Homogenisierung von gesammelten biologischen Replikaten, serielle Verdünnung und Beschichtung, CFU-basierte Quantifizierung, Isolatrückgewinnung, taxonomische Identifikation sowie vergleichende Analyse von trockenem und keimendem Material. Kritische Kontrollpunkte, die im Workflow hervorgehoben werden, umfassen Sterilisationseffizienz, äquivalente biologische Replikate sowie konsistente Beschichtungs- und CFU-Analysen. Die Panels A und B wurden als KI-unterstützte konzeptionelle Illustrationen ausschließlich für die visuelle Darstellung erstellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Da das Protokoll den Vergleich der mikrobiellen Rückgewinnung aus trockenem und gekeimtem Material absichtlich ist, ist strenge methodische Konsistenz unerlässlich. Alle Vergleiche sollten mit demselben Saatgutbestand, identischen Sterilisationsbedingungen, demselben Kulturmedium und gleichwertigen Verdünnungs-, Platter- und Inkubationsverfahren durchgeführt werden. Ohne dieses Maß an Standardisierung könnten offensichtliche Unterschiede zwischen trockenen und keimenden Proben eher auf technische Unterschiede als auf biologisch sinnvolle Anreicherung zurückzuführen sein. Dies ist besonders wichtig in Isolationsworkflows, bei denen der gewonnene Anteil sowohl durch die biologische Probe als auch durch die selektiven Effekte des experimentellen Verfahrens selbst geprägt wird ^4,15.

Biologische Replikation ist ebenfalls unverzichtbar. Taxa mit niedriger Häufigkeit können je nach Saatgut variieren, und die mikrobielle Wiedergewinnung aus Proben mit niedriger Biomasse ist selbst unter streng kontrollierten Bedingungen von Natur aus stochastisch. Mindestens fünf unabhängige biologische Replikate pro Bedingung werden für einen robusten Vergleich empfohlen. In diesem Workflow besteht jede biologische Replikation aus gesammeltem Material aus 3–5 trockenen Samen oder 3–5 keimenden Setzlingen, die als einzelne Probe verarbeitet werden. Zusätzlich sollten alle Manipulationen nach der Sterilisation unter aseptischen Bedingungen durchgeführt werden, um sekundäre Kontaminationen zu minimieren und die Interpretierbarkeit des resultierenden Isolatsets zu erhalten.

Auch die Keimdauer sollte sorgfältig gewählt werden. Es muss lang genug sein, um das Auswachsen der Radikel und die frühe Setzlingsentwicklung zu ermöglichen, aber nicht so lange, dass späteres Pflanzenwachstum zusätzliche ökologische Komplexität mit sich bringt, die nicht mit dem unmittelbaren Übergang vom Samen zum Sämling zusammenhängt. Bei Tomaten bietet eine Keimzeit von bis zu 5 Tagen unter sterilen Bedingungen ein praktisches Zeitfenster, in dem der Keimling eng mit der Samenumgebung verbunden bleibt, während bereits frühe mikrobielle Aktivierung und Umverteilung stattfinden kann. Ein konsistenter Zeitpunkt zwischen den Experimenten ist unerlässlich, da Unterschiede im Entwicklungsstadium selbst die mikrobiellen Erholungsmuster beeinflussen können. Dieser Arbeitsablauf eignet sich am besten für die vergleichende Rückgewinnung kultivierbarer Mikrobiota aus Samensystemen mit niedriger Biomasse, wenn das Ziel ist, keimbedingte Verschiebungen unter standardisierten Bedingungen zu bewerten. Sie eignet sich weniger für die direkte Schätzung der gesamten Samenmikrobiomdiversität oder für experimentelle Systeme, in denen kulturunabhängige Ansätze erforderlich sind, um die breitere mikrobielle Gemeinschaft zu erfassen.

Ziel dieses Protokolls ist es, ein reproduzierbares Rahmenwerk für die Isolierung kultivierbarer, mit Tomatensamen assoziierter Mikrobiota bereitzustellen, indem standardisierte Oberflächensterilisation mit kontrollierter Keimung integriert wird. Die Methode ermöglicht eine vergleichende Analyse von getrockneten Samen und keimenden Setzlingen mit gleichwertigen biologischen Replikaten, die jeweils aus gesammeltem Material von 3–5 Trockensamen oder 3–5 keimenden Setzlingen bestehen, um keimungsabhängige Verschiebungen in der Wiederherstellung der koloniebildenden Einheit (CFU) und der taxonomischen Zusammensetzung zu bewerten. Durch die Minimierung des Sterilisationsbias und die Förderung der mikrobiellen Erholung während des Übergangs vom Samen zum Setzling erleichtert dieser Ansatz die Isolierung von Mikroorganismen mit potenziell funktioneller Relevanz während der frühen Keimlingsentwicklung und unterstützt nachgelagerte Studien früher Pflanze-Mikroben-Interaktionen.

Protokoll

1. Herstellung von Reagenzien, Medien und sterilen Materialien

1. Bereiten Sie eine 70%ige (v:v) Ethanollösung mit sterilem destilliertem Wasser vor.
2. Bereiten Sie eine 20 % (v:v) Arbeitslösung aus kommerziellem Bleichmittel her, das 5 % verfügbares Natriumhypochlorit enthält, indem Sie 20 ml Bleichmittel in 80 ml sterilem destilliertem Wasser verdünnen.
3. Bereiten Sie steriles destilliertes Wasser für die Waschschritte vor.
4. Bereiten Sie sterile 0,45 % NaCl für Homogenisierung und serielle Verdünnung vor und nutzen Sie diese Lösung während des gesamten Arbeitsablaufs konsequent.
5. Bereiten Sie Luria Bertani (LB) Agarkulturmedium vor (pro Liter: 10 g Trypton, 5 g Hefeextrakt, 10 g NaCl und 15 g Agar) und gießen Sie Teller im Voraus unter sterilen Bedingungen ein.
6. Sterilisieren Sie alle Instrumente, die nach der Sterilisation mit Samen oder Setzlingen in Kontakt kommen, einschließlich Zangen, Stößeln, Streuer, Scheren und Röhrenhalter, durch Autoklavierung oder validierte aseptische Behandlung.
7. Stellen Sie sterile Petrischalen, Tuben, Pipettenspitzen und Kulturplatten vor Beginn der Samenbehandlung in einer laminaren Flusshaube an.
   HINWEIS: Da die samenassoziierte mikrobielle Biomasse gering sein kann, ist es wichtig, unnötige Handhabungszeit zu minimieren und alle Materialien vor Beginn der Sterilisation bereit zu haben. Verzögerungen zwischen chemischen Behandlungen, Waschen, Plattieren oder Keimaufbau können zu Schwankungen in der Erholung führen. Alternative sterile Puffer können in anderen experimentellen Systemen verwendet werden, aber ein einzelner Puffer sollte während jedes vergleichenden Experiments aufrechterhalten werden. Zusätzliche Medien wie Reasoner's 2A (R2A) oder selektive Medien können in erweiterte kulturomatische Workflows enthalten sein, aber LB-Agar wurde als Standardmedium für das hier beschriebene vergleichende Protokoll verwendet.

2. Auswahl und Zuteilung der Saatgut

1. Verwende Samen aus einem einzelnen Tomatensamen-Batch für jedes Experiment, wann immer möglich.
   HINWEIS: In dem hier beschriebenen repräsentativen Arbeitsablauf wurden Tomatensamen aus einem einzelnen Samen-Batch von CV. Money Maker während jedes Experiments verwendet.
2. Untersuchen Sie die Samen visuell und werfen Sie beschädigte, sichtbar zerbrochene oder missgestaltete Samen weg.
3. Teilen Sie die Samen in die für die Studie erforderlichen experimentellen Gruppen auf. Mindestens sollten die Samen verteilt werden: Trockensaatenisolierung nach der Sterilisation und Keimung gefolgt von Setzlingsisolierung.
4. Wenn mehr als eine Sterilisationsbedingung getestet werden soll, werden die Samen zufällig über die Sterilisationsbehandlungen verteilt, um eine durch Samengröße oder -bedingung verursachte Behandlungsverzerrung zu vermeiden.
   HINWEIS: Alle nachgelagerten Vergleiche sind stärker, wenn sie auf derselben Samencharge basieren, die parallel verarbeitet wird. Der Arbeitsablauf kann an andere Tomatengenotypen oder -sorten angepasst werden, aber jeder Vergleich innerhalb eines Experiments sollte mit einer einzelnen Samencharge parallel verarbeitet werden.

3. Oberflächensterilisation von Tomatensamen

1. Übertragen Sie 3–5 Samen in jede sterile 2-mL-Mikrozentrifugenröhre innerhalb einer laminaren Flusshaube.
2. Gib 1 ml 70 % (v:v) Ethanol zu jedem Rohr, um die Samen vollständig einzutauchen.
3. Inkubiere die Röhrchen 5 Minuten lang mit sanftem Mischen mit dem Röhrenrotator bei 25 U/min.
4. Entfernen Sie das Ethanol vollständig mit einer sterilen Pipette.
5. Gib sofort 1 ml der 20%igen (v:v) Natriumhypochlorit-Arbeitslösung zu jedem Rohr, um die Samen vollständig einzutauchen.
6. Inkubiere die Röhren 10 Minuten lang mit sanfter Bewegung durch den Röhrenrotator bei 25 U/min.
7. Entfernen Sie die natriumhypochlorithaltige Lösung vollständig mit einer sterilen Pipette.
8. Wasche die Samen dreimal mit 1 ml sterilem destilliertem Wasser pro Wasch.
   1. Für jede Wäsche gib steriles Wasser hinzu, rühre vorsichtig 30 Sekunden, lass die Samen bei Bedarf 30 Sekunden einsetzen und entferne die Waschlösung vollständig, bevor du frisches steriles Wasser hinzufügst.
9. Das Abschlussspülwasser aus jedem Schlauch behalten, um die Sterilisationseffizienz zu kontrollieren.
10. Übertragen Sie die sterilisierten Samen in sterile Petrischalen oder sterile Röhren, je nachdem, ob sie sofort als trockene Samen verarbeitet oder für kontrollierte Keimung verwendet werden.
    VORSICHT: Behandeln Sie Natriumhypochlorit mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung und führen Sie alle Schritte gemäß den institutionellen Chemikaliensicherheitsvorschriften durch.
    HINWEIS: Die hier verwendete Ethanol-Natriumhypochlorit-Sequenz wurde als standardisierte Arbeitsbedingung für Tomatensamen auf Basis zuvor validierter Sterilisations-Workflows ausgewählt. Verwenden Sie dieselben Sterilisationsbedingungen für alle Proben, die in einem vergleichenden Experiment enthalten sind. Wenn mehr als ein Sterilisationsregime bewertet wird, wird jede Behandlung parallel durchgeführt und die Sterilisationseffizienz unabhängig für jede Erkrankung bewertet. Minimieren Sie die Zeit zwischen der Endwäsche und der nachgelagerten Verarbeitung, um die Variabilität der mikrobiellen Rückgewinnung zu verringern.

4. Überprüfung der Sterilisationseffizienz

1. Bereiten Sie 10-fache Serienverdünnungen des Endspülwassers in sterilem 0,45 % NaCl vor, indem Sie 100 μL Spülwasser in 900 μL Verdünner übertragen und denselben Schritt sequentiell bis zu ^10-4 wiederholen. Plattieren Sie 100 μL jeder Verdünnung auf LB-Agar mit derselben Beschichtungsmethode wie bei Trockensamen- und Keimlingshomogenaten.
2. Inkubieren Sie die Platten bei 28 °C für 24–48 Stunden.
3. Untersuchen Sie die Platten nach der Brutzeit auf das Wachstum der Kolonie.
4. Zeichnen Sie das Vorhandensein oder Fehlen von Kolonien für jede Verdünnung auf. Wenn Kolonien vorhanden sind, notieren Sie den Verdünnungsgrad, die ungefähre Kolonienzahl und die sichtbare Koloniemorphologie.
   HINWEIS: Verwenden Sie während des gesamten Experiments dasselbe Beschichtungsvolumen und dasselbe Beschichtungsformat, um einen direkten Vergleich zwischen Spülkontrollen und biologischen Proben zu ermöglichen. Wenn keine Kolonien in den unverdünnten oder am geringsten verdünnten Spülkontrollplatten festgestellt werden, wird die Probe unter den verwendeten Kulturbedingungen als nachweisbares Wachstum registriert.

5. Verarbeitung von trockenen (nicht keimenden) Samen

1. Übertragung von Pool-Sets von 3–5 sterilisierten trockenen Samen, die einer biologischen Replikation entsprechen, in sterile 2-mL-Mikrozentrifugenröhren mit 1 mL sterilem 0,45 % NaCl.
2. Homogenisieren Sie die Samen mit einem sterilen Einwegstößel, bis das Samengewebe sichtbar zerstört ist und keine intakten Samenstrukturen mehr übrig sind.
3. Wirbeln Sie das Homogenat für 30 Sekunden, um mikrobielle Zellen gleichmäßig zu suspendieren.
4. Bereiten Sie 10-fache serielle Verdünnungen des Homogenats in sterilem 0,45 % NaCl vor, indem 100 μL Homogenat in 900 μL Verdünner für die erste Verdünnung übertragen und das gleiche Verhältnis sequentiell bis zu ^10-6 wiederholt wird.
5. Platte 100 μL der ausgewählten Verdünnungen auf LB-Agar mittels Spread-Platting.
6. Inkubieren Sie die Platten bei 28 °C für 24–72 Stunden.
7. Wählen Sie die Platten aus, die dem Verdünnungsbereich entsprechen, der isolierte und abzählbare Kolonien liefert, für die nachgeschaltete CFU-Schätzung und Isolierungsrückgewinnung.
8. Erfassen Sie die Gesamtzahl der Kolonien, sichtbare Koloniemorphotypen und etwaige Unterschiede im Wachstumsmuster zwischen den Replikaten.
   HINWEIS: Führen Sie die Trockensaatenverarbeitung parallel zu Keimlingsproben mit demselben Kulturmedium, Verdünnungsschema, Plattenvolumen und Inkubationsbedingungen durch. LB-Agar wurde als Standardmedium für den hier beschriebenen vergleichenden Arbeitsablauf verwendet. Zusätzliche Medien können in erweiterte Isolations-Workflows integriert werden, wenn eine breitere Wiederherstellung langsam wachsender Taxa erforderlich ist.

6. Axene Keimung sterilisierter Samen

1. Setzen Sie sterilisierte Samen auf sterile Keimstützen, wie zum Beispiel Murashige- und Skoog (MS) Agarplatten.
2. Säumen Sie die Samen gleichmäßig, um Kontakt zwischen aufkommenden Setzlingen zu vermeiden.
3. Versiegeln Sie Platten mit Labordichtfolie oder einem gleichwertigen Material, das äußere Verunreinigungen reduziert und gleichzeitig eine normale Keimung ermöglicht.
4. Inkubieren Sie die Platten horizontal bei 25 °C im Dunkeln.
5. Lassen Sie die Samen unter sterilen Bedingungen keimen, bis die frühe Radikelbildung deutlich sichtbar ist; Im repräsentativen Experiment entsprach dies 5 Tagen Brützeit.
6. Überprüfen Sie die Platten regelmäßig auf Anzeichen von Kontamination, abnormaler Keimung oder übermäßiger Kondensation.
   HINWEIS: Die Keimungsbedingungen sollten bei den Replikaten konstant gehalten werden. Variationen in der Keimdauer oder im Setzlingsstadium können die mikrobielle Erholung unabhängig vom untersuchten Effekt verändern. Andere sterile Keimunterstützungen, darunter Phytoagarplatten oder steriles feuchtes Filterpapier, können in angepassten Arbeitsabläufen verwendet werden, sofern die Unterstützung innerhalb jedes Experiments konstant bleibt. Alternative Plattenorientierungen können für die Inkubation verwendet werden, abhängig vom Keimbehälter, aber die Orientierung sollte innerhalb des Experiments konstant gehalten werden. (Pausepunkt) Keimende Setzlinge können bei Bedarf kurz bei 4 °C vor der Verarbeitung gehalten werden, aber sofortige Verarbeitung ist, wenn möglich, bevorzugt.

7. Isolierung von Mikroorganismen aus keimenden Setzlingen

1. Sammeln Sie keimende Setzlinge mit sterilen Pinzetten in einer laminaren Flusshaube.
2. Sammelndes Material von 3–5 keimenden Setzlingen, entsprechend einer biologischen Replikat, in sterile 2-mL-Mikrozentrifugenröhren übertragen.
3. Gib 1 ml sterile 0,45 % NaCl zu jedem Tuben.
4. Homogenisieren Sie das gesammelte Setzlingsmaterial gründlich mit einem sterilen Einwegstößel, wobei sowohl die aufkommende Wurzel als auch das zugehörige Restsamengewebe enthalten sind, bis das Gewebe sichtbar zerstört ist.
5. Wirbel das Homogenat für 30 Sekunden, um mikrobielle Zellen gleichmäßig freizusetzen und wieder aufzuhängen.
6. Bereiten Sie 10-fache serielle Verdünnungen des Homogenats in sterilem 0,45 % NaCl vor, indem Sie 100 μL Homogenat in 900 μL Verdünner für die erste Verdünnung übertragen und das gleiche Verhältnis sequentiell bis zu ^10-4 wiederholen.
7. Platte 100 μL der ausgewählten Verdünnungen auf LB-Agar unter Verwendung des Sektors, Drop-Platting.
8. Inkubieren Sie die Platten bei 28 °C für 24–72 Stunden. Erfassen Sie die Gesamtzahl der Kolonien, sichtbare Koloniemorphotypen und Unterschiede im Vergleich zu Trockensamenproben.
   HINWEIS: Definieren Sie ein biologisches Replikat als gesammeltes Material aus 3–5 keimenden Setzlingen und verarbeiten Sie alle Replikate parallel unter Verwendung des gleichen Verdünnungsschemas, Plattenvolumens, Kulturmediums und Inkubationsbedingungen. Fügen Sie sowohl das restliche Samengewebe als auch die entstehende Wurzel in das Homogenat ein, um die Konsistenz über Keimlingsproben zu gewährleisten.

8. Kolonienzählung und Isolat-Wiederholung

1. Nach der Brutzeit wählen Sie die Verdünnungsplatten aus, die abzählbare und gut getrennte Kolonien ergeben. Verwenden Sie Platten mit 30–300 Kolonien zur CFU-Schätzung.
2. Zählen Sie die Kolonien auf den ausgewählten Platten und berechnen Sie die CFU pro biologischer Replikat mit folgender Formel:
   CFU pro Replikat = (Anzahl der Kolonien × Verdünnungsfaktor)/plattiertes Volumen (Milliliter)
   1. Wenn mehr als eine Platte aus derselben Verdünnung verwendet wird, berechnen Sie vor Anwendung der Formel die mittlere Anzahl der Kolonien für diese Verdünnung.
3. Erfassen Sie die Morphologie der Kolonie mit standardisierten Deskriptoren, darunter Größe, Form, Farbe, Kante, Höhe und Opazität.
4. Wählen Sie Kolonien für die Isolierung stromabwärts aus, um Stichprobenverzerrung zu minimieren. Wählen Sie alle unterscheidbaren Morphotypen aus, wenn die Kolonienzahlen niedrig sind, oder wählen Sie zufällig mehrere Kolonien über Platten hinweg, wenn die Kolonienzahlen hoch sind.
5. Die ausgewählten Kolonien werden auf frische LB-Agarplatten neu gestrichen, um reine Kulturen zu erhalten.
6. Wiederholen Sie das Wiederholen, bis jedes Isolat eine einheitliche Koloniemorphologie auf der Platte zeigt.
   HINWEIS: Berichten Sie klar, ob CFU-Werte pro biologischer Replikation, pro Biomasseeinheit oder mit einem anderen Normalisierungsansatz angegeben werden. Wenn zusätzliche Normalisierungsansätze, einschließlich biomassebasierter Normalisierung, angewendet werden, wird die Berechnungsmethode explizit im Abschnitt Datenanalyse beschrieben.

9. Erhaltung gereinigter Isolate

1. Reine Kolonien werden in flüssiges LB-Kulturmedium geimpft und inkubiert, bis sichtbares Wachstum erreicht ist.
2. Mische die Kultur (1:1, v:v) mit sterilem 80%-Glycerol gemäß der standardisierten mikrobiologischen Praxis.
3. Lagern Sie Kryoschäfte bei -80 °C.
4. Führen Sie für jedes Isolat eine digitale Aufzeichnung, einschließlich Probenherkunft, Replikationsnummer, Zustand (Trockensamen oder Keimling), Sterilisationsbehandlung, Isolierungsdatum, Plattenmedium, Koloniemorphologie und nachgelagerter Identifikationsstatus.
   HINWEIS: Genaue Isolat-Metadaten sind unerlässlich, wenn Anreicherungsmuster mit dem Saatgutstadium, der Behandlung oder der biologischen Replikation verknüpft werden sollen.

10. Molekulare Identifikation von Isolaten

1. Extrahiere genomische DNA aus gereinigten Bakterienkulturen mit einem Bakterien-DNA-Extraktionsset gemäß den Anweisungen des Herstellers.
2. Amplifizieren Sie das bakterielle 16S-rRNA-Gen entweder mit der V5-V8-Hypervariablenregion oder dem nahezu vollständigen 16S-rRNA-Gen.
   1. Zur Verstärkung des V5–V8-Bereichs (~700 bp) verwenden Sie die Primer 799F (5′-AACMGGATTAGATACCCKG-3′) und 1392R (5′- ACGGGCGGTGTGTRC-3′).
   2. Für die Amplifikation des nahezu vollständigen 16S-rRNA-Gens (~1500 bp) werden die Primer 27F (5′-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3′) und 1492R (5′-GGTTACCTTGTTACGACTT-3′) verwendet.
   3. Bereite jede Polymerase-Kettenreaktion (PCR)-Reaktion in einem Endvolumen von 25 μL mit PCR-Mastermischung, 0,4 μM jedes Primers und 1 μL Template-DNA vor.
   4. Betrieb in einem Thermozyklus unter folgenden Bedingungen: erste Denaturierung bei 95 °C für 2 Minuten; 40 Denaturationszyklen bei 95 °C für 3 Sekunden, Glühen bei 45 °C für 30 Sekunden und Verlängerung bei 72 °C für 2 Minuten; gefolgt von einer letzten Verlängerung bei 72 °C für 7 Minuten. Fügen Sie bei jedem PCR-Durchlauf eine Kontrolle ohne Templates ein.
3. Verifizieren Sie PCR-Produkte durch Elektrophorese an einem 1%igen Agarosegel und visualisieren Sie die Ampliconen mit einem Gel-Elektrophorese- und Bildgebungssystem.
4. Reinigen Sie die PCR-Produkte mit einem PCR-Reinigungskit gemäß den Anweisungen des Herstellers und reichen Sie die gereinigten Amplicons für die Sanger-Sequenzierung ein.
5. Qualitätskontrolle, Trimmen und Zusammensetzen der resultierenden Sequenzen, wo nötig.
   1. Vergleichen Sie jede Sequenz mit der Nukleotiddatenbank des National Center for Biotechnology Information (NCBI) unter Verwendung von BLASTn (Megablast-Einstellungen für sehr ähnliche Sequenzen).
   2. Nutze den am besten unterstützten Treffer, um eine Taxonomie zuzuweisen. Isolierungen werden der Gattungsebene zugeordnet, wenn der beste Treffer eine ausreichende Ausrichtungsabdeckung und mindestens 94,5 % Sequenzidentität zeigt.
   3. Verwenden Sie die vorläufige Artenzuweisung nur, wenn der beste Treffer mindestens 98,7 % Sequenzidentität, eine hohe Abfrageabdeckung und keine widersprüchlichen Top-Übereinstimmungen zwischen nahe verwandten Arten zeigt.
   4. Wenn die wiederholte Amplifikation fehlschlägt oder die Sequenzqualität unzureichend ist, wird das Isolat als Unidentifiziert eingetragen. Da die 16S-rRNA-Ähnlichkeit allein möglicherweise nicht enge verwandte Bakterienarten auflöst, sollten alle Zuweisungen auf Artebene als vorläufig behandelt und bei Bedarf durch phylogenetische oder genombasierte Analysen bestätigt werden.
6. Melde isolierte Identität mit der höchst unterstützten taxonomischen Auflösung. Nutzen Sie diese Identifizierungen, um morphologiebasierte Gruppierungen zu validieren und repräsentative Isolate für nachgelagerte genomische und funktionelle Analysen zu priorisieren.
   HINWEIS: Dieser molekulare Identifikationsschritt soll die Isolatklassifikation und die Auswahl repräsentativer Stämme unterstützen. Es sollte nicht dazu verwendet werden, Gemeinschaftsstrukturen oder quantitative Häufigkeitsmuster über Behandlungen hinweg abzuleiten.

11. Datenanalyse

1. Führen Sie das Experiment mit mindestens fünf biologischen Replikaten pro Bedingung durch.
   HINWEIS: In diesem Workflow besteht jede biologische Replikation aus gesammeltem Material aus 3–5 trockenen Samen oder 3–5 keimenden Setzlingen, die als einzelne Probe verarbeitet werden.
2. Für jede Bedingung quantifizieren: (i) die gesamte CFU-Erschütterung, (ii) die Anzahl der sichtbaren Koloniemorphotypen, (iii) die Anzahl der gereinigten Isolate und (iv) die taxonomische Zusammensetzung der geborgenen, kultivierbaren Mikrobiota auf Gattungsebene und, wo relevant, auf Artebene.
3. Vergleichen Sie Proben von Trockensamen und Keimlingen, um keimabhängige Veränderungen in der Gesamterholung und taxonomischen Zusammensetzung zu bewerten.
4. Berechnen Sie die relative Repräsentation jedes Taxons als Prozentsatz der insgesamt zurückgewonnenen CFUs unter jeder Bedingung. Berechnen Sie Faltungsänderungen mit absoluten CFU-Werten.
5. Quantitative Daten mit einer geeigneten statistischen Analysesoftware (z. B. GraphPad Prism [v11.0.2]) analysieren. Berichte die Daten als Mittelwert ± Standardabweichung (SD).
   1. Für paarweise Vergleiche zwischen Trockensamen- und Keimlingsproben verwenden Sie einen zweiseitigen Student's t-Test, wenn die Daten den Annahmen der Normalität entsprechen.
   2. Wenn diese Annahmen nicht erfüllt sind, verwenden Sie einen Mann–Whitney-U-Test. Betrachten Sie statistisch signifikante Unterschiede bei p < 0,05.
6. Berichte klar darüber, ob jeder gezeigte Wert absolute CFUs, relative CFU-abgeleitete Prozentsätze oder Faltenänderungen entspricht, die aus absoluten CFU-Werten berechnet werden.
   HINWEIS: Verwenden Sie während der gesamten Studie dieselben Berechnungskriterien, um einen direkten Vergleich zwischen Trockensamen- und Keimlingsproben zu ermöglichen. Bei der Darstellung der taxonomischen Zusammensetzung geben Sie explizit an, ob die Werte auf Gattungsebene oder auf Artebene angegeben sind.

12. Kritische Qualitätskontrollpunkte und Fehlerbehebung

1. Eine sterile Endspülung zeigt allein nicht, dass das gewählte Sterilisationsregime für das experimentelle Ziel optimal ist. Begrenze äußere Kontamination und bewahre gleichzeitig die Rückgewinnung kultivierbarer Mikroorganismen aus der inneren oder dicht samenassoziierten Fraktion. Interpretieren Sie die Spülkontrollergebnisse zusammen mit der mikrobiellen Rückgewinnung aus Trockensamen- und Keimlingshomogenaten.
2. Eine geringe Rückgewinnung sowohl aus trockenen als auch aus gekeimten Proben kann auf Übersterilisation, übermäßig starke Homogenisierung, ungeeignete Kulturbedingungen oder verzögerte Probenverarbeitung hinweisen. In diesen Fällen sollte überprüft werden, dass die Sterilisationszeiten konsequent angewendet wurden, dass die Gewebezerstörung ausreichend, aber nicht übermäßig war, und sicherstellen, dass Verdünnung, Plattierung und Inkubation sofort und unter denselben Bedingungen über die Proben hinweg durchgeführt wurden.
3. Eine hohe Kontamination in Spülkontrollen oder ein schnelles Überwuchern durch eine kleine Anzahl von Kolonietypen kann auf eine unzureichende Sterilisation oder eine Kontamination hinweisen, die während der Behandlung nach der Sterilisation eingeführt wurde. In diesen Fällen sollten Sie den Zeitpunkt der Sterilisation, Waschschritte, aseptisches Handling und die Organisation der Materialien im laminaren Fluss-Haube überprüfen, bevor das Experiment wiederholt wird.
4. Unterschiede zwischen trockenen und gekeimten Proben biologisch nur zu interpretieren, wenn Keimungsstadium, biologische Replikationsstruktur, Kulturmedium, Verdünnungsschema, Beschichtungsvolumen und Inkubationsbedingungen im gesamten Experiment standardisiert wurden.
5. Bei der Arbeit mit Samenmaterial mit geringer Biomasse kann das scheinbare Fehlen bestimmter Taxa in einer Bedingung auch auf Unterprobennahme und nicht auf echtes Fehlen hinweisen. Aus diesem Grund führen Sie konsistente Replikationsverarbeitung und Isolierungs-Identifikation durch, um keimbedingte Verschiebungen robust zu interpretieren.

13. Speichern von Proben für andere Ansätze

1. Nach der Überprüfung der Sterilisationseffizienz und vor dem Anrichten werden weitere 200 μL Aliquot jedes Trockensamen- oder Keimlingshomogenats in ein steriles 1,5-ml-Mikrozentrifugenrohr übertragen.
2. Beschriften Sie jedes Röhrchen mit Probentyp, biologischer Replikatnummer, Behandlungszustand und Entnahmedatum.
3. Frieren Sie die Aliquots sofort ein und lagern Sie sie bei -80 °C, bis sie in nachgelagerten Analysen verwendet werden.
4. Verwenden Sie das gespeicherte homogene Material für komplementäre Ansätze wie DNA-basierte Analysen, mikroskopische Tests oder Bestätigungsexperimente, die dieselbe biologische Ausgangsreplikation erfordern.
   HINWEIS: Lagern Sie die Aliquots vor der seriellen Verdünnung und Beschichtung, um die ursprüngliche Homogenitätszusammensetzung zu erhalten. Vermeiden Sie wiederholte Frost-Tau-Zyklen, indem Sie separate Aliquots erstellen, wenn mehrere nachgelagerte Analysen geplant sind.

Ergebnisse

Durchführung der Oberflächensterilisation und Kontrolle äußerer Kontamination
Die Oberflächensterilisation unter standardisierten Bedingungen auf Basis zuvor validierter Methoden führte zu einer effektiven Reduzierung externer mikrobieller Kontamination und bewahrte gleichzeitig die Rückgewinnung kultivierbarer Mikroorganismen aus samenbasiertem Material. Die Beschichtung des Endspülwassers zeigte kein nachweisbares Koloniewachstum, was auf eine effektive Entfernung oberflächenassoziierter Mikroorganismen unter den verwendeten Bedingungen hinweist.

Wichtig ist, dass das Fehlen von mikrobiellem Wachstum in den Spülkontrollen nicht mit dem Verlust wiedergewinnbarer Mikroorganismen aus Trockensamen- oder Keimlingshomogenaten einherging. Dies zeigt, dass die angewandten Sterilisationsbedingungen die äußere Kontamination effektiv minimierten, ohne die anschließende Gewinnung kultivierbarer Mikroorganismen aus verarbeitetem Saatgutmaterial zu verhindern. Zusammengenommen deuten diese Beobachtungen darauf hin, dass das Protokoll das beabsichtigte Gleichgewicht zwischen Sterilisationseffizienz und nachgelagerter mikrobieller Erholung erreichte.

Begrenzte Erholung und eingeschränkte Zusammensetzung kultivierbarer Mikrobiota aus trockenen Samen
Die Verarbeitung sterilisierter, trockener, nicht keimender Samen führte zu einer konstant niedrigen Rückgewinnung kultivierbarer Mikroorganismen in biologischen Replikaten. Die Zahl der Koloniebildungs-Einheit (CFU) war im Allgemeinen niedrig, und Kulturplatten wurden typischerweise von einer begrenzten Anzahl von Morphotypen dominiert, was darauf hindeutet, dass nur ein begrenzter Teil der samen assoziierten Mikrobiota unter diesen Bedingungen leicht wiedergewonnen werden konnte.

Quantitative Bewertungen zeigten außerdem, dass der kultivierbare Anteil aus trockenen Samen sowohl in der Häufigkeit als auch in der Zusammensetzung begrenzt war. Nur eine Teilmenge der Taxa wurde konsistent über trockene Samenreplikaten geborgen, während mehrere andere fehlten oder bei sehr niedrigen CFU-Werten nachgewiesen wurden. Dieses Muster legt nahe, dass die direkte Verarbeitung von trockenen Samen nur einen Teil der kultivierbaren Mikrobiota erfasst, die mit Tomatensamen assoziiert ist, und Mikroorganismen unterrepräsentiert, die anfangs selten, physiologisch inaktiv oder vor der Keimung schlecht wiederhergestellt sind.

Die eingeschränkte Erholung, die bei trockenen Samen beobachtet wird, begründet diese Bedingung als informative Ausgangslage für vergleichende Analysen. Ohne Keimung erscheint die samenassoziierte kultivierbare Gemeinschaft sowohl quantitativ eingeschränkt als auch kompositorisch vereinfacht, was die Ansicht stützt, dass allein die Isolation von trockenem Saat eine unvollständige Darstellung der Mikroorganismen liefert, die während des Übergangs vom Samen zum Sämling stärker an Bedeutung gewinnen könnten (Abbildung 2 und Abbildung 3).

Abbildung 2: CFU-Verteilung auf Artebene in trockenen und keimenden Proben. Koloniebildende Einheiten (CFUs) wurden aus trockenen und keimenden Proben gewonnen und nach Bakterienarten gruppiert. (A) Absolute CFU-Häufigkeit pro biologischer Replikat. (B) Die relative Artenverteilung als Prozentsatz der gesamten CFUs. Die Farben stehen für einzelne Bakterienarten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 3: Relativer Anteil der zurückgewonnenen CFUs, die einzelnen Taxa in trockenen Samen und keimenden Setzlingen zugeordnet sind. Gestapelte Balken zeigen den relativen Beitrag jedes gesicherten Taxons zu den insgesamt in Trockensamen- und Keimlingsproben festgestellten CFUs. Das Diagramm zeigt die proportionale Verteilung der einzelnen Taxa, die in der vergleichenden Analyse für jede Erkrankung enthalten sind. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Keimung fördert eine erhöhte mikrobielle Erholung und eine breitere Zusammensetzungsrepräsentation
Die kontrollierte Keimung sterilisierter Samen war mit einer erhöhten mikrobiellen Erholung verbunden. Die CFU-Werte aus keimenden Setzlingen waren höher als die aus getrockneten Samen, was auf eine verbesserte Kultivierbarkeit nach der Keimung hinweist. Dieser Anstieg war jedoch nicht für alle zurückgewonnenen Taxa einheitlich, sondern ging mit einer deutlichen Veränderung der Zusammensetzung der kultivierbaren Gemeinschaft einher.

Neben einer erhöhten Gesamterholung wiesen keimende Proben eine breitere Bandbreite an Koloniemorphotypen auf als Trockensaatproben. Platten aus keimenden Setzlingen zeigten größere Variationen in Koloniegröße, Morphologie und Wachstumsmuster, was darauf hindeutet, dass die Keimung das Spektrum der unter den verwendeten Kulturbedingungen gewonnenen Mikroorganismen erweiterte. Diese breitere Repräsentation entsprach der Entdeckung von Taxa, die in trockenen Samen schwach oder fehlend waren, aber nach der Keimung an Bedeutung gewannen, sowie mit unterschiedlichen Veränderungen zwischen bereits in Trockensamenproben vorhandenen Taxa.

Diese Beobachtungen stützen die Interpretation, dass Keimung Bedingungen für eine differenzielle mikrobielle Erholung während der frühen Keimlingsentwicklung fördert. Hydration, Nährstoffmobilisierung und metabolische Aktivierung, die mit dem Übergang vom Samen zum Keimling verbunden sind, tragen wahrscheinlich nicht nur zur erhöhten Gesamt-CFU-Erholung bei, sondern auch zur Umstrukturierung der kultivierbaren Mikrobiota. Dementsprechend sollte Keimung nicht nur als Schritt betrachtet werden, der den mikrobiellen Ertrag erhöht, sondern als biologisch informative Phase zum Vergleich von Veränderungen in der gewinnbaren, samenassoziierten Gemeinschaft.

Keimungsabhängige Umstrukturierung der CFU-Zusammensetzung auf Gattungsebene
Eine vergleichende CFU-basierte Analyse von Trockensamen und keimenden Setzlingen zeigte deutliche Veränderungen in der Zusammensetzung der kultivierbaren Mikrobiota nach der Keimung. Auf Gattungsebene wurden einige Taxa nach der Keimung prominenter, während andere an relativer Repräsentation abnahmen. In mehreren Gattungen verdeckten Trends auf Gattungsebene auch kontrastierende Reaktionen auf Artebene.

Zu den ausgeprägtesten Veränderungen gehört, dass Stutzerimonas stutzeri von 0,1 CFUs in trockenen Samen auf 70 CFUs in keimenden Setzlingen anstieg, was einem 700-fachen Anstieg entspricht. Priestia megaterium stieg von 0,2 CFU auf 12 CFUs, was einem 60-fachen Anstieg entspricht. Auf Gattungsebene stieg die Zahl der Stenotrophomonas von 28 auf insgesamt 62 CFUs, was einem Anstieg von etwa 27,8 % auf 32,3 % der zurückgewonnenen CFUs entspricht. Allerdings verhielten sich die Artebene-Einträge dieser Gattung nicht einheitlich: S. maltophilia blieb unter beiden Bedingungen bei 12 CFUs stabil, ein Eintrag für S. rhizophila sank von 15 CFUs auf 5 CFUs, während ein weiterer Eintrag für S. rhizophila von 1 CFU auf 45 CFUs stieg. Daher war der Anstieg der Stenotrophomonas auf Gattungsebene mit unterschiedlichen Reaktionen zwischen den gesicherten Arteneinträgen verbunden, nicht mit einem einheitlichen Anstieg über die gesamte Gattung hinweg.

Im Gegensatz dazu gingen andere Taxa, die häufiger an trockenen Samen waren, nach der Keimung zurück. Auf Gattungsebene sank Enterobacter von 10 CFUs auf 2 CFUs, was einer Reduktion der absoluten Erschütterung um 80 % entspricht, und Bacillus ging von 27,1 CFUs auf insgesamt 10 CFUs zurück, wobei die relative Repräsentation von etwa 26,9 % auf 5,2 % sank. Bacillus zeigte jedoch auch kontrastierende artbezogene Reaktionen. Bacillus simplex sank von 15 CFUs auf 2 CFUs, Bacillus safensis von 12 CFUs auf 6 CFUs, während Bacillus subtilis von 0,1 CFU auf 2 CFUs stieg. Ebenso blieb Leclercia-Adecarboxylata unter beiden Bedingungen eine untergeordnete Komponente und stieg leicht von 0,2 CFU auf 1 CFU.

Ein besonders aufschlussreiches Muster wurde bei Paenibacillus beobachtet. Auf Gattungsebene blieb die gesamte CFU-Rückgewinnung unverändert bei 35 CFUs sowohl in trockenen als auch in gekeimten Proben, obwohl ihre relative Repräsentation von etwa 34,8 % auf 18,2 % zurückging, da die gesamte mikrobielle Erholung nach der Keimung weiter anstieg. Diese scheinbare Stabilität auf Gattungsebene verbarg eine deutliche Artenumstrukturierung. Paenibacillus polymyxa verringerte sich von 27 CFUs auf 7 CFUs, P. peoriae verringerte sich von 7 CFUs auf 0 CFUs und wurde nach der Keimung nicht mehr erholt, während P. amylolyticus von 1 CFU auf 28 CFUs zunahm, was einem 28-fachen Anstieg entspricht. Zusammen zeigen diese Ergebnisse, dass die Keimung mit einer deutlichen Umstrukturierung der kultivierbaren Gemeinschaft verbunden war, einschließlich sowohl Gattungsniveau-Verschiebungen als auch Artenwechsel während der frühen Keimlingsentwicklung.

Selektive Anreicherung der Gattungen, die mit keimenden Setzlingen assoziiert sind
Die deutlichsten keimbedingten Anreicherungen wurden bei Taxa beobachtet, die in trockenen Samen fehlten oder nur schwach vertreten waren, aber nach der Keimung stärker wurden. Stutzerimonas stutzeri zeigte die stärkste Reaktion und erhöhte sich um das 700-fache, während das Priestia megaterium um das 60-fache zunahm. Diese deutlichen Veränderungen zeigen, dass kontrollierte Keimung die Wiedergewinnung von Taxa begünstigen kann, die in trockenen Samen schlecht vertreten sind.

In anderen Fällen gingen Veränderungen auf Gattungsebene mit kontrastierenden Artenreaktionen einher. Die Anzahl der Stenotrophomonas nahm nach der Keimung insgesamt zu, was jedoch nicht durch eine einheitliche Reaktion aller gefundenen Arteneinträge verursacht wurde. S. maltophilia blieb in der absoluten CFU-Erreichung stabil, während Einträge, die S. rhizophila zugeordnet wurden, entgegengesetzte Trends zeigten, wobei eine abnehmende und eine andere stark zunahm. Daher war der Anstieg von Stenotrophomonas nach der Keimung mit einer inneren Zusammensetzungsänderung innerhalb der Gattung verbunden.

Ein ähnliches, aber noch ausgeprägteres Muster wurde bei Paenibacillus beobachtet. Obwohl die vollständige Erholung der Gattung zwischen trockenen und keimenden Bedingungen stabil blieb, überdeckte dies eine bedeutende Veränderung der Artenzusammensetzung. P. polymyxa nahm stark ab, P. peoriae wurde nur noch aus trockenen Samen gefunden, und P. amylolyticus nahm stark zu, sodass nach der Keimung die dominante wiedergewonnene Paenibacillus-Art wurde. Dies deutet darauf hin, dass Keimung die mikrobielle Erholung nicht nur zwischen Gattungen, sondern auch innerhalb der Gattungen verändern kann, indem sie einige Arten begünstigt, andere aber verringert.

Bacillus zeigte trotz eines allgemeinen Rückgangs auf Gattungsebene auch gemischtes Artverhalten. Sowohl B. simplex als auch B. safensis nahmen nach der Keimung ab, während B. subtilis von einer sehr niedrigen anfänglichen Erholung zunahm. Im Gegensatz dazu zeigte Enterobacter hormaechei eine deutliche Reduktion, wobei die absoluten CFUs um 80 % abnahmen. Zusammen zeigen diese Muster, dass kontrollierte Keimung mit selektiven Verschiebungen der kultivierbaren mikrobiellen Erholung während des Übergangs vom Samen zum Sämling verbunden war.

Keimassoziierte Veränderungen in mikrobiellen Erholungsmustern
Die wichtigsten Trends in dieser Studie waren eine geringe mikrobielle Erholung durch trockene Samen, eine erhöhte Gesamtzahl der CFU nach der Keimung sowie deutliche Veränderungen in der Gemeinschaftszusammensetzung zwischen Trockensamen- und Keimlingsproben. Taxa, die in trockenen Samen schwach vertreten waren, wie Stutzerimonas und Priestia, wurden nach der Keimung prominenter, während andere, stärker vertretene Taxa in trockenen Samen, darunter Enterobacter und auf Gattungsebene Bacillus, eine verminderte Erholung im Keimmaterial zeigten. Artenanalysen zeigten außerdem, dass Trends auf Gattungsebene eine deutliche interne Umstrukturierung verbergen könnten, wie bei Paenibacillus beobachtet, wo die gesamte CFU-Erholung auf Gattungsebene unverändert blieb, die Artenzusammensetzung jedoch erheblich verschoben wurde, sowie bei Stenotrophomonas und Bacillus, wo verschiedene Arteneinträge unterschiedliche Reaktionen auf Keimung zeigten.

Diese Beobachtungen stützen die Verwendung der kontrollierten Keimung als vergleichende Stufe zur Erkennung von Verschiebungen in der wiedergewonnenen, kultivierbaren Mikrobiota, die mit dem Übergang vom Samen zum Setzling verbunden sind. Unter den hier verwendeten standardisierten Bedingungen ermöglichte der Arbeitsablauf den Vergleich von trockenem und keimendem Material, wobei die Interpretierbarkeit von Unterschieden in CFU-basierter Rückgewinnung und taxonomischer Zusammensetzung erhalten blieb (Abbildung 4).

Abbildung 4: Workflow zur repräsentativen Kolonieisolation und Stammreinigung. Repräsentative Platten zeigen die Wiederherstellung der bakteriellen Kolonie durch serielle Verdünnung und anschließende Reinigung ausgewählter Isolate. (A) Serielle Verdünnungsbeschichtung, die die Kolonietrennung über Verdünnungssektoren hinweg illustriert. (B) Sektorplatte mit gereinigten Bakterienstämmen mit deutlichen Koloniemorphologien und Pigmentierung nach dem Streifen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Diskussion

Die hier präsentierten Ergebnisse zeigen, dass die Integration der standardisierten Oberflächensterilisation mit kontrollierter Keimung von Samen einen robusten Rahmen für die kulturomische Isolierung der samenassoziierten Mikrobiota bietet. Ein zentrales Ergebnis dieses Protokolls ist die Fähigkeit, eine effektive Entfernung externer Schadstoffe mit dem Erhalt endogener mikrobieller Populationen in Einklang zu bringen. Dieses Gleichgewicht ist in kulturbasierten Studien entscheidend, bei denen eine übermäßig strenge Sterilisation die mikrobielle Erholung verringern kann, während unzureichende Sterilisation durch die Vermehrung epiphytischer Mikroorganismen eine Verzerrung hervorrufen kann ^6,16. Anstatt universell optimale Sterilisationsbedingungen zu definieren, verfolgt dieses Protokoll einen Ansatz, der auf zuvor validierten Methoden basiert und je nach Sameneigenschaften und experimentellen Zielen angepasst werden kann⁶. Diese Ergebnisse zeigen, dass die hier verwendeten standardisierten Bedingungen die äußere Kontamination minimierten und gleichzeitig die Rückgewinnung kultivierbarer Mikroorganismen aufrechterhielten.

Samen stellen einen wichtigen Einstiegspunkt für die pflanzenassoziierte Mikrobiota dar und fungieren als Reservoirs für Mikroorganismen, die die Pflanzenentwicklung von den frühesten Wachstumsstadien an beeinflussen und während des Pflanzenlebenszyklus zur Zusammenstellung des Mikrobioms beitragen^{können 1,2,3}. Ein Bruchteil dieser Mikroorganismen kann vertikal übertragen werden und über Generationen hinweg bestehen, was darauf hindeutet, dass die samenassoziierte Mikrobiota eine wichtige Rolle bei der Pflanzenfitness und der frühen Etablierung spielen^{kann 4,5}. Ein zentrales Ergebnis dieser Studie ist, dass kontrollierte Keimung die Gewinnung kultivierbarer, samenassoziierter Mikrobiota aus äquivalenten biologischen Replikaten erheblich verändert. Im Vergleich zu trockenen, nicht keimenden Samen erzielten keimende Setzlinge höhere CFU-Werte und eine breitere zusammengesetzte Repräsentation kultivierbarer Taxa. Noch wichtiger ist, dass die Keimung zu deutlichen Veränderungen in der CFU-basierten Gemeinschaftsstruktur führte: Einige Taxa wurden stark angereichert, andere nahmen ab und andere behielten eine ähnliche Erholung auf Gattungsebene bei, während sie auf Artenebene stark intern umstrukturiert wurden. Diese Ergebnisse zeigen, dass Keimung nicht nur die gesamte mikrobielle Erholung erhöht, sondern die kultivierbare Gemeinschaft während des Übergangs vom Samen zum Setzling selektiv umgestaltet, was mit früheren Beobachtungen übereinstimmt, dass samenassoziierte Mikroorganismen in trockenen Samen ruhend oder schwach vertreten bleiben und während der Keimung besser nachweisbar werden^{können 2,18}.

Diese keimbedingte Umstrukturierung spiegelt wahrscheinlich die physiologischen Veränderungen wider, die während der frühen Keimlingsentwicklung auftreten, einschließlich Wasseraufnahme, metabolischer Aktivierung und Nährstoffmobilisierung¹⁸. Diese Prozesse können die Proliferation und Aktivität der Mikrobien anregen und den Übergang von samen assoziierten Mikroorganismen von einem ruhenden, niedrigen oder schlecht wiedergewinnbaren Zustand zu einer nachweisbaren kultivierbaren^{Population 8,9,15} erleichtern. In diesem Zusammenhang kann die Keimung als ein kritisches ökologisches Fenster betrachtet werden, in dem mikrobielle Populationen mit der Wirtspflanze interagieren und zu frühen Pflanze-Mikroben-Interaktionen beitragen. In der vorliegenden Studie zeigten Taxa wie Stutzerimonas, Priestia und Stenotrophomonas nach der Keimung eine deutliche Anreicherung, was den Nutzen dieses Arbeitsprozesses zur Wiedergewinnung von Mikroorganismen aus der frühen Keimlingsentwicklung unterstützt. Gleichzeitig zeigen die Daten auch, dass Muster auf Gattungsebene erhebliche interne Veränderungen verbergen können, wie Paenibacillus zeigt, bei der die gesamte CFU-Erholung auf Gattungsebene stabil blieb, während sich die Artenzusammensetzung zwischen trockenen und keimenden Bedingungen deutlich veränderte. Diese Unterscheidung ist wichtig, weil sie darauf hinweist, dass keimbedingte mikrobielle Verschiebungen sowohl zwischen Gattungen als auch innerhalb der Gattungen auftreten können und dass die Interpretation auf einer einzigen taxonomischen Ebene biologisch relevante Umstrukturierungen übersehen könnte.

Samenassoziierte Mikroorganismen haben gezeigt, dass sie Keimung und Keimlingsentwicklung durch Mechanismen wie Phytohormonproduktion, Nährstoffmobilisierung und Krankheitserregersuppression^{beeinflussen 4,5,13}. In diesem Zusammenhang können die mit diesem Protokoll geborgenen Taxa Mikroorganismen mit potenzieller Relevanz für die frühe Pflanzenetablierung umfassen. Die derzeitige Methode ist jedoch darauf ausgelegt, kultivierbare Mikroorganismen wiederherzustellen, die mit dem Übergang vom Samen zum Setzling assoziiert sind, und zeigt für sich genommen keine funktionale Aktivität in der Pflanzpflanze. Dementsprechend sollte die biologische Bedeutung angereicherter Taxa als hypothesengenerierendes Ergebnis interpretiert werden, das eine nachgelagerte funktionale Charakterisierung unterstützen kann.

Trotz dieser Vorteile sollten mehrere Einschränkungen berücksichtigt werden. Erstens, wie bei allen kulturbasierten Methoden, erfasst das Protokoll nur den kultivierbaren Anteil der samen assoziierten Mikrobiota, die eine Teilmenge der gesamten mikrobiellen Gemeinschaft ^7,15,19 darstellt. Kulturunabhängige Ansätze zeigen durchweg eine größere Vielfalt als die, die allein durch Kultivierung gewonnen wurde^(9,19), weshalb die hier erzielten Ergebnisse im Kontext kultivierbarer Mikrobiota interpretiert werden sollten. Zweitens wird das Ergebnis der mikrobiellen Isolation durch die Wahl des Kulturmediums, die Inkubationsbedingungen und die Probentiefe beeinflusst, was eine Verzerrung in der Darstellung mikrobieller Taxa führen kann ^7,17. Drittens kann die Keimung selbst die relative Häufigkeit und Wiederherstellbarkeit mikrobieller Populationen auf eine Weise verändern, die ihre Reaktionsfähigkeit auf keimbedingte Bedingungen widerspiegelt, statt ihre ursprüngliche Häufigkeit in trockenen Samen¹⁸. Aus diesem Grund sollte die Methode als vergleichender Ansatz zur Identifizierung von Taxa verstanden werden, die während der Keimung wiedergewinnbar oder angereichert werden, und nicht als direktes Maß für ihre anfängliche Häufigkeit im Samen. Darüber hinaus sind die in diesem Protokoll verwendeten Sterilisationsbedingungen, obwohl sie auf zuvor validierten Ansätzen basieren, möglicherweise nicht direkt auf alle Pflanzenarten oder Saatguttypen ohne Anpassung⁶ übertragbar. Faktoren wie die Samenschichtstruktur, chemische Zusammensetzung und die anfängliche mikrobielle Belastung können sowohl die Sterilisationseffizienz als auch die mikrobielle Erholung beeinflussen. Schließlich hängt die Reproduzierbarkeit davon ab, Konsistenz über experimentelle Schritte hinweg aufrechtzuerhalten, einschließlich Sterilisation, Keimbedingungen, Homogenisierung und Beschichtungsverfahren. Kleine Unterschiede in diesen Schritten können bei der Arbeit mit Proben mit niedriger Biomasse wie Samen¹⁵ verstärkte Effekte haben. Die Einbeziehung biologischer Replikate und parallele Verarbeitung trockener und keimiger Proben ist daher für eine robuste Interpretation der Ergebnisse unerlässlich.

Abschließend bietet dieses Protokoll einen reproduzierbaren und flexiblen Rahmen für die kulturomische Isolierung der samen assoziierten Mikrobiota, mit besonderem Schwerpunkt auf der Wiedergewinnung der Mikroorganismen, die mit dem Übergang vom Samen zum Setzling assoziiert sind. Durch die Integration der kontrollierten Keimung in den Arbeitsablauf ermöglicht die Methode die Erkennung keimabhängiger Veränderungen in der CFU-basierten mikrobiellen Zusammensetzung und verbessert die Rückgewinnung von Taxa, die für die frühe Pflanzenbildung und die Zusammenstellung des Mikrobioms relevant sein könnten. Allgemeiner bietet der Ansatz einen experimentell handhabbaren Einstieg für nachgelagerte Studien, die darauf abzielen, zu verstehen, wie samenassoziierte Mikroorganismen zu frühen Interaktionen zwischen Pflanzen und Mikroben beitragen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Agar	Sigma-Aldrich	01916-500G	Komponente des LB-Agarmediums; 15 g/l.
Autoklav	Lab1st	SV120H	Zum Sterilisieren von Instrumenten/Materialien oder zur Validierung aseptischer Behandlung.
Bakterien-DNA-Extraktionskit	Promocell	PK-MB708-206-100	DNA-Extraktion
Kolonienzähl-/Aufzeichnungseinrichtung	OCS	B079Y5W57N	Zum Aufzeichnen von KBE, Morphotypen und Plattenunterschieden erforderlich; im Manuskript wird kein Zähler/Modell angegeben.
Kryo-Vorratsfläschchen	Sigma-Aldrich	Z359033	Impliziert für die Lagerung von Glyzerolvorräten bei -80 °C; nicht explizit benannt, aber für den Konservierungsschritt erforderlich.
Digitales Isolat-Aufzeichnungssystem	Im Manuskript nicht angegeben	Nicht zutreffend	Zum Aufzeichnen von Isolat-Metadaten verwendet: Herkunft, Replikat, Zustand, Sterilisationsbehandlung, Isolationsdatum, Plattenmedium, Morphologie, Identifikationsstatus.
Ethanol	VWR	83813440	Zur Herstellung einer 70%igen v/v-Ethanollösung für die Samenoberflächensterilisation verwendet.
Filterpapier	Fisher Scientific	11718772	Optionale alternative Keimungsunterstützung.
Pinzette/Zange	Sigma-Aldrich	930229	Zum Übertragen von Samen und Sammeln gekeimter Sämlinge.
Genomisches DNA-Extraktionskit	PromoCell	PK-MB708-206-100	Zur Extraktion genomischer DNA aus gereinigten Bakterienkulturen verwendet; genaues Kit/Verfahren nicht angegeben.
Glycerol, steril 80%	VWR	24388364	1:1 v/v mit flüssiger Kultur zur Kryostock-Vorbereitung gemischt.
Laminar-Flow-Hauben Bio48	Faster	LAB-CAP-22	Erforderlich für aseptische Samenhandhabung, Sterilisationsübertragungen und Vorbereitung steriler Materialien.
LB-Agarmedium	VWR	846495000	Standardmedium für vergleichende Kultivierung; pro Liter: 10 g Trypton, 5 g Hefeextrakt, 10 g NaCl, 15 g Agar.
Mikrozentrifugenröhrchen	Ratiolab	RATI5615000	Zur Samensterilisation und Probenverarbeitung verwendet.
MS-Medium	Sigma	M0404-10L	Als steriles Keimungsunterstützungsmittel für axenische Keimung erwähnt.
NZYTaq II 2× Mastermix	Nzytech	MB35803	PCR-Mix zur Amplifikation
Parafilm	Parafilm/Merck	HS234526A	Zum Versiegeln von Keimungsplatten bei gleichzeitiger Reduzierung der Kontamination verwendet.
Petrischalen	Labbox	PDIP-E9N-500	Zum Keimungsaufbau, Platten und Handhaben sterilisierter Samen verwendet.
Phytoagar	Duchefa Biochemie	9002-18-0	Als optionale alternative sterile Keimungsunterstützung erwähnt.
Pipetten-Set und Spitzen	Merck	EP3123000918-1EA	Zum Entfernen von Sterilisationslösungen, Waschen, Verdünnen und Platten verwendet.
R2A-Agarmedium	HI-MEDIA	M1743-500G	Optionales zusätzliches Medium für erweiterte Kulturomics-Workflows.
Natriumchlorid, NaCl	Fisher Chemical	10040460	Zur Herstellung steriler 0,45%iger NaCl für Homogenisierung und serielle Verdünnungen verwendet; auch Bestandteil des LB-Mediums.
Natriumhypochlorit	Carlo Erba	370323	Zur Herstellung einer 20%igen v/v-Natriumhypochloritlösung für die Samenoberflächensterilisation verwendet. Korrosiv; erfordert PSA.
Sterile Einweg-Stössel	Eppendorf	EP0030120973	Zur Homogenisierung trockener Samen und gekeimter Sämlinge verwendet.
Vortex-Mixer	Fisher Scientific	15901137	Zum Resuspendieren mikrobielle Zellen aus Homogenaten verwendet.