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Methodenartikel

Ein Doppelgefäß-Bypass-Bypass-Transplantat-Transplantatmodell mit autologen inneren Mammarienvenen

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DOI:

10.3791/72141

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4. August 2026

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute, Hainan Academy of Agricultural Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Diese Studie etablierte erfolgreich drei doppelgefäßige Koronararterie-Bypass-Transplantate (CABG)-Schweinemodelle mit autologen internen Mammarivenen (IMVs). Da das native LAD und LCX nicht ligiert wurden, erhält dieses Modell theoretisch den nativen Koronarfluss und könnte eine technische Grundlage für zukünftige Studien zu wettbewerbsflussbedingten Venentransplantatveränderungen bieten.

Zusammenfassung

Die Vena saphena ist eine der am häufigsten verwendeten Leitungen bei der Bypass-Transplantation der Koronararterie (CABG). Die hohe Langzeitversagensrate begrenzt jedoch seine klinische Wirksamkeit. Obwohl allgemein angenommen wird, dass hämodynamische Faktoren das Venentransplantatversagen (VGF) antreiben, bleiben die genauen zugrunde liegenden Mechanismen unklar. Derzeit dient das Graft des Transplantats der Ratte der gemeinsamen Karotisarterie als primäres Tiermodell zur Untersuchung von VGF. Erhebliche Unterschiede in der kardiovaskulären Physiologie und Hämodynamik zwischen Ratten und Menschen begrenzen jedoch die klinische Übertragung von Forschungsergebnissen. Schweine stellen ein ideales Tiermodell für die kardiovaskuläre Forschung dar, da ihre kardiovaskuläre Anatomie und Physiologie denen des Menschen sehr ähneln. In dieser Studie wurden drei Doppelgefäss-CABG-Porcine Modelle mit autologen linken und rechten internen Bumbärvenen (IMVs) entwickelt, wobei ein Transplantat von der Aorta zur linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) und das andere von der Aorta zur linken circumflexen Koronararterie (LCX) anastomosiert wurde. Die intraoperative Ultraschalluntersuchung bestätigte den Fluss beider IMV-Transplantate bei einem repräsentativen Tier, während die postoperative Computertomographie-Angiographie (CTA) eindeutig die Öffnung des Aorta-zu-LAD-IMV-Transplantats zeigte. Daher beschreibt diese Studie einen technisch machbaren Ansatz zur Etablierung eines Großtier-CABG-Modells für zukünftige VGF-Studien.

Einleitung

Die Vena saphena bleibt aufgrund ihrer Verfügbarkeit, Länge und technischen Vielseitigkeit eine der wichtigsten Kanalquellen für koronare Bypass-Transplantate (CABG). Allerdings zeigen Saphenvenen-Transplantate eine Versagensrate von bis zu 61 % 10 Jahre nach CABG2. Dies erhöht den Bedarf an wiederholter Revaskularisation und ist mit einem höheren Risiko der Sterblichkeit im Krankenhaus verbunden. In den letzten Jahren haben sich zunehmende Belege darauf hindeutet, dass hämodynamische Faktoren, insbesondere wettbewerbsorientierter Fluss und abnormale Wandscherspannung, wesentliche Beiträge zum späten Transplantatversagen 3,4,5 sind. Das Fehlen geeigneter Tiermodelle hat jedoch einen Engpass für verwandte Forschung geschaffen. Derzeit stützen sich die meisten präklinischen Studien zum Venentransplantatversagen (VGF) weiterhin hauptsächlich auf Kleintiere, insbesondere Ratten, Mäuse und Kaninchen, da diese Modelle kostengünstig und technisch zugänglich sind, während Großtiertransplantationsmodelle relativ begrenzt bleiben6. Die am häufigsten verwendete Methode zur Herstellung von Venentransplantat-Modellen für kleine Tiere besteht darin, die gemeinsame Halsschlagader zu durchschneiden und die beiden Stümpfe mit einer autologen unteren Vena cava 7,8,9 zu verbinden. Aufgrund der erheblichen Unterschiede in Herzfrequenz und Blutdruck zwischen Kleintierenund Menschen spiegeln Befunde aus Kleintiermodellen möglicherweise nicht vollständig die pathophysiologischen Mechanismen beim Menschen wider.

Schweine sind ideale Modelle für Herz-Kreislauf-Chirurgie, da ihre Herzen menschlichen Herzen in Herzgröße, Koronaranatomie und chirurgischer Behandlung sehr ähnlich sind11,12. Darüber hinaus sind die Koronararterien bei Scherben und Menschen sowohl anatomisch als auch hämodynamisch sehr ähnlich, und es wurde gezeigt, dass Schweine den pathologischen Phänotyp der Venentransplantaterkrankung13,14 wiederholen. Daher kann die Durchführung von CABG mit Venentransplantaten in einem Schweinemodell ein überlegenes Tiermodell zur Untersuchung von VGF bieten.

In dieser Studie wurden drei Pumpen-Doppel-Gefäß-CABG-Modelle in Bama-Miniaturschweinemodellen unter Verwendung bilateraler autologer interner Mammariavenen (IMVs) etabliert. Ein IMV-Transplantat wurde von der Aorta zur linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) konstruiert, das andere von der Aorta zur linken circumflexen Koronararterie (LCX). In einem repräsentativen Modell bestätigte die intraoperative Ultraschalluntersuchung die Öffnung beider Venentransplantate, und die postoperative Computertomographie-Angiographie (CTA) zeigte die Öffnung des Aorta-zu-LAD IMV-Grafts. Bemerkenswert ist, dass die Zielarterien der nativen Koronararterien in diesem Modell nicht ligiert wurden. Daher eignet sich dieses Modell am besten, um die Auswirkungen des kompetitiven Flusses in den Zielkoronararterien auf die Hämodynamik des Transplantats und das Versagen des Transplantats zu untersuchen. Der Wettbewerbsfluss in den Zielkoronararterien wurde jedoch in der vorliegenden Studie nicht direkt gemessen. Daher zeigt diese Studie vor allem die technische Machbarkeit der Modelletablierung.

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Protokoll

Die Tierversuche in dieser Studie wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Fuwai Hospital, Chinesische Akademie der Medizinischen Wissenschaften, genehmigt (Genehmigungsnummer 0110-1-10-ZX(X)-07). Alle Verfahren wurden in strikter Übereinstimmung mit Tierschutzvorschriften und ethischen Richtlinien durchgeführt, um die Einhaltung der relevanten Standards sicherzustellen. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt. Ziel der Etablierung dieses Modells war es, eine potenzielle Plattform zur Untersuchung der Auswirkungen des Wettbewerbsflusses auf VGF zu bieten. Daher wurden nach Abschluss der koronaren Bypass-Transplantation die nativen Koronararterien nicht proximal zu den anastomotischen Stellen ligiert.

Führen Sie alle Verfahren gemäß institutionellen Vorschriften zur Biosicherheit und zum Tierschutz durch. Behandeln Sie scharfe Gegenstände, elektrochirurgische Geräte, gerinnungshemmendes Blut, CPB-Schaltkreise und biologische Materialien mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung. Überprüfen Sie eine ausreichende Erdung, bevor Sie die elektrochirurgische Einheit verwenden. Überwachen Sie die ACT sorgfältig nach der systemischen Heparinisierung und vor Beginn der CPB-Behandlung. Stellen Sie sicher, dass alle Kanülen und extrakorporalen Leinen vor Beginn der CPB vollständig entlüftet werden, um das Risiko einer Luftembolie zu verringern.

1. Vorbereitung von Tieren auf CABG

  1. Verwenden Sie gesunde männliche Bama-Miniaturschweine, typischerweise 35–40 kg und 10–12 Monate alt, und lassen Sie sie sich eine Woche vor der Operation an das Wohnumfeld gewöhnen.
  2. Durchführung einer Basisuntersuchung, einschließlich Körpergewichtsmessung, vollständigem Blutbild, Serumbiochemie, Echokardiographie und CTA.

2. Anästhesie und Überwachung

  1. Futter 8–12 Stunden und Wasser 2–4 Stunden vor der Narkose zurückhalten.
  2. Anästhesie wird durch intramuskuläre Injektion von Ketamin (10 mg/kg) und Midazolam (1 mg/kg) (nach institutionell genehmigtem Protokoll) induziert.
  3. Halten Sie die Anästhesie mit inhaliertem Isofluran (2 %–3 %) sowie einer Infusion von Dexmedetomidin (1 μg/kg/h) und Propofol (1–2 mg/kg/h) aufrecht.
  4. Bestätigen Sie eine ausreichende Narkose, indem Sie den entspannten Kiefertonus und das Fehlen einer Schmerzreaktion auf das Zehenkneifen überprüfen.
  5. Machen Sie einen 4–6 cm langen Schnitt am Hals, um die Vena Jugularis und die Halsschlagader freizulegen.
  6. Venenzugang über die Jugularvene wird mit einem 5-F-Dreifach-Lumen-zentralvenösen Katheter für die Überwachung des zentralvenösen Drucks (CVP) und die Verabreichung von Medikamenten hergestellt.
  7. Herstellen Sie den Zugang zur Halsschlagader mit einem 20-G-Arterienkatheter zur Echtzeitüberwachung von Blutdruck und hämodynamischen Parametern.
  8. Stellen Sie Zugang zur Oberschenkelarterie mit einem 20-G-Arterienkatheter zur Überwachung des Blutdrucks und der Sauerstoffsättigung in den unteren Extremitäten her.
  9. Führen Sie eine orotracheale Intubation mit einem 6,5–8 mm langen Endotrachealrohr durch. Überprüfen Sie, dass der Luftstrom ungehindert ist und 100 % Sauerstoff bereitstellen.
  10. Machen Sie einen 2–3 cm großen Schnitt im Unterbauch, um die Blasenwand freizulegen. Die Blase wird mit feinen Nähten an den Rändern des Schnitts befestigt und dann eine Blasenfistel gebildet. Führe einen 10 °F Foley-Katheter in die Blase, pumpe den Ballon mit 5 ml sterilem Wasser auf und ziehe den Katheter vorsichtig, bis der Ballon an der Blasenwand ruht. Schließen Sie den Harnkatheter an einen Sammelbeutel für den Urinabfluss und die Überwachung an.
    HINWEIS: Da die Harnröhre bei männlichen Schweinen lang und gebogen ist, ist es schwierig, den Harnkatheter einzuführen. Daher muss eine Blasenfistel geschaffen werden, um den Urin für die frühe postoperative Überwachung des Urinausstoßes abzuleiten. Der Katheter sollte so früh wie möglich entfernt werden, vorzugsweise innerhalb von 24–48 Stunden nach der Operation, sobald das Schwein wach, hämodynamisch stabil ist und keine kontinuierliche Urinüberwachung mehr benötigt.
  11. Überwachen Sie kontinuierlich das Elektrokardiogramm, invasiven arteriellen Druck,SpO2, Endtidal-CO2, Temperatur und Urinausscheidung.

3. Chirurgische Exposition

  1. Setzen Sie das Schwein in die Rückenlage.
  2. Rasieren und desinfizieren Sie den gesamten vorderen Brustkorb und den oberen Bauch mit Povidon-Jod. Dann drapiert man den Operationsbereich.
  3. Machen Sie mit einer elektrochirurgischen Einheit (ESU) einen Mittellinienschnitt vom mittleren Zervikalbereich bis unterhalb des Xiphoid-Prozesses.
  4. Führen Sie eine mediane Sternotomie entlang der Mittellinie vom Xiphoide-Prozess aufwärts mit einer Brustbeinsäge durch. Kauterisiere die sternalen Schnittkanten mit einer ESU und trage Knochenwachs auf die Knochenmarkhöhle auf, um eine Hämostase zu erreichen.
  5. Halten Sie die Brust mit einem sternalen Retraktor offen.

4. Ernte von zwei autologen IMV-Leitungen

  1. Verabreichen Sie 300 U/kg Heparin zur systemischen Antikoagulation zur Verhinderung von Thrombosen während des Eingriffs.
  2. Sezieren Sie das umliegende Gewebe des IMV mit einer ESU. Schneiden Sie die Seitenzweige mit einer Schere durch und erzielen Sie mit der ESU eine Hämostase.
  3. Klemme das distale Ende des linken IMV mit einer hämostatischen Klemme ab. Mache mit einem Skalpell einen Schnitt direkt nahe der Klemme. Führen Sie eine stumpfe Spülnadel durch den Schnitt und sichern Sie sie mit einer 5-0 nicht absorbierbaren Polypropylennaht. Nach der Ligatur wird das distale Ende des linken IMV vollständig durchquert.
  4. Stellen Sie sicher, dass das entnommene Adernrohr eine ausreichende Länge hat (ca. 7–8 cm). Klemme das proximale Ende des linken IMV mit einer hämostatischen Klemme ab. Schneide das IMV distal zur Klemmstelle durch und ligiere das proximale Ende mit einer 5-0 nicht absorbierbaren Polypropylennaht. Ein erfolgreich geerntetes IMV sollte 7–8 cm lang sein, frei von offensichtlichen Krampmen oder Verdrehungen und ohne sichtbare Seitenzweigblutung.
    HINWEIS: Der IMV hat eine dünne Wand und ist anfällig für Krämpfe. Direktes Greifen, übermäßiger Trakt und Hochdruckdehnung sollten vermieden werden. Der Kanal sollte wann immer möglich vom umgebenden Gewebe behandelt und nach der Ernte sofort in eiskalten Heparin-Paverin-Kochsalzlösung aufbewahrt werden.
  5. Setzen Sie das linke IMV in eiskalte Heparin-Papaverin-Kochsalzlösung (30 mg Paverin und 2.500 U Heparin gelöst in 500 ml Kochsalzlösung).
  6. Ernten Sie das richtige IMV mit demselben Verfahren.

5. Einrichtung und Einleitung des kardiopulmonalen Bypass (CPB)

  1. Öffnen Sie das Perikard längs und hängen Sie es mit Traktionsnähten auf.
  2. Stellen Sie eine aktivierte Gerinnungszeit (ACT) > 480 Sekunden sicher.
  3. Setzen Sie zwei konzentrische Nähte mit 5-0 nicht absorbierbaren Polypropylennähten an. Stellen Sie eine zentrale arterielle Kanüle mit einer 18 F Arterienkanüle her. Nach gründlicher Entlüftung verbinden Sie die arterielle Kanüle mit der arteriellen Leitung des kardiopulmonalen Bypass-Kreislaufs.
  4. Venenkanüle mit einer 24-F-Venenkanüle im rechten Vorhof herstellen und sie mit der Venenlinie verbinden.
  5. Initiiere CPB. Langsam den arteriellen Zufluss etablieren, gefolgt von venösem Abfluss. Erhöhen Sie den Pumpendurchfluss in den nächsten Minuten entsprechend dem systemischen arteriellen Druck, dem venösen Rücklauf, dem Reservoirstand und den globalen Perfusionsparametern.
    HINWEIS: Da Bama-Miniaturschweine ein relativ kleines Blutvolumen haben, sollte der CPB-Kreislauf ausreichend mit 2 L laktierter Ringer-Lösung und 500 mg Methylprednisolon vorbereitet werden. Bei übermäßiger Hämodilution kann eine Bluttransfusion bei Bedarf in Betracht gezogen werden.

6. Aortenkreuzklemmung und kardioplegischer Stillstand

  1. Setzen Sie eine antegrade Kardioplei-Kanüle in die Aortenwurzel durch eine Purkennaht. Verbinden Sie die Kardioplegiekanüle mit der Kardiopleinie.
  2. Kreuzklemmen Sie die aufsteigende Aorta an einer Position zwischen der Arterienkanüle und der Kardioplegie-Zugangsstelle.
  3. Herzstillstand mit 4 °C kaltmodifizierter St.-Thomas-Lösung (10–15 mL/kg) induzieren. Tragen Sie Eisschlamm auf die Herzoberfläche auf, um eine schnelle Kühlung und Myokardschutz zu gewährleisten.
    HINWEIS: Die St.-Thomas-Lösung wurde gemäß Pfizer Hospital US Plegisol, NDC 00409-7969-05, hergestellt: Jede 100 ml enthielt Natriumchlorid 643 mg, Kaliumchlorid 119,3 mg, Magnesiumchloridhexahydrat 325,3 mg und Calciumchloriddihydrat 17,6 mg in Wasser zur Injektion, wobei unmittelbar vor der Anwendung 10 ml 8,4 % Natriumbicarbonat zu jedem 1.000 ml hinzugefügt wurden.

7. Distale Anastomose von IMV-Transplantaten

  1. Injizieren Sie 4 °C Heparin-Papaverin-Kochsalzlösung (wie in Schritt 4.5 beschrieben) durch eine stumpfe Spülnadel in das Transplantat, um auf Leckage zu prüfen, schneiden Sie das freie Ende ab und setzen Sie das 8-0 Nicht absorbierbare Polypropylennaht.
  2. Öffne die LCX mit einer mikrochirurgischen Schere. Setzen Sie einen intraluminalen Shunt ein.
  3. Mit einem 8-0 nicht absorbierbare Polypropylen-Naht, führen Sie eine End-to-Side-Anastomose zwischen einem Ende des IMV-Transplantats und dem LCX mit einer Fallschirmnahttechnik durch.
  4. Entfernen Sie den Shunt. Injizieren Sie heparinisiertes autologes Blut in das IMV-Transplantat, um das Gefäß zu dehnen, um eingeschlossene Luft auszustoßen und auf Austritt an den anastomotischen Stellen und Seitenästen zu prüfen. Nach der Injektion von heparinisiertem autologem Blut sollte sich das Transplantat glatt ausbreiten, ohne fokale Verengung, Verdrehung, Austritt aus den Seitenästen oder distale Anastomose. Schließen Sie die Anastomose zwischen dem IMV-Transplantat und dem LCX ab.
    HINWEIS: Das heparinisierte autolog Blut wird direkt aus dem CPB-Kreislauf gewonnen. Das Gesamtvolumen des heparinisierten autologen Blutes sollte mindestens 50 ml betragen, und das genaue Volumen für jede Injektion sollte entsprechend der Dehnung des Transplantats und dem Leckage von den Transplantaten oder Anastomotikstellen angepasst werden.
  5. Verwenden Sie dieselbe Methode, um ein Ende des anderen IMV-Transplantats vollständig an die Seite des LAD zu anastomosieren.

8. Proximale Anastomose der IMV-Transplantate

  1. Entfernen Sie die Kardioplegie-Kanüle. Mach an dieser Stelle eine Öffnung mit einem 3,5-mm-Loch.
  2. Injizieren Sie Raumtemperatur-Heparin-Paverin-Normalsalzlösung (mit den Anteilen von Heparin, Papaverin und normaler Kochsalzlösung wie in Schritt 4.5 beschrieben) in das IMV-Transplantat, das mit einer stumpfen Spülnadel an den LAD anastomosiert ist. Nachdem das IMV-Transplantat aufgebläht ist, klemmen Sie es teilweise ab und schneiden Sie das Ende, das mit der stumpfen Spülnadel verbunden ist, durch. Schneiden Sie das freie Ende weiter mit einer Gewebeschere.
    HINWEIS: Vermeiden Sie in diesem Schritt die Verwendung von 4 °C Heparin-Pavaverin-Kochsalzlösung, um Transplantatkrämpfe zu reduzieren. Das spezifische Injektionsvolumen von Heparin-Paverin-Normalsalzlösung sollte durch die benötigte Menge bestimmt werden, um die Dehnung des IMV-Transplantats aufrechtzuerhalten.
  3. Schneiden Sie ein Segment des arteriellen Katheters ab und verbinden Sie es mit dem linken ventrikulären Ventrikel. Nach dem Anschluss wird der arterielle Katheter durch die gestanzte Öffnung in die Aorta eingeführt.
  4. Verarbeiten Sie das IMV-Transplantat, das an die LCX anastomosiert ist, wie in Schritt 8.2 beschrieben.
  5. Schaffen Sie eine Öffnung auf der linken Seite der Aortenwurzel mit einem 3,5 mm Loch.
  6. Führen Sie eine End-to-Side-Anastomose des freien Endes des IMV-Transplantats durch, anastomosiert an die LCX bis zur Öffnung auf der linken Seite der Aortenwurzel, und lassen Sie die Anastomose unvollständig.
  7. Führen Sie den linken Herzventilkatheter durch diese anastomotische Öffnung in die Aortenwurzel ein.
  8. Führen Sie eine End-to-Side-Anastomose des freien Endes des IMV-Transplantats durch, distal an das LAD an die andere Öffnung in der Aortenwurzel anastomosiert.
  9. Entfernen Sie den linken Herzventilatorkatheter. Klemmen Sie beide IMV-Transplantate mit mikrochirurgischen hämostatischen Klammern. Schließen Sie die Anastomosen beider IMV-Transplantate an der Aorta ab.
    HINWEIS: Vor der Reperfusion sollten beide IMV-Transplantate ohne Spannung oder Knick liegen, und die proximalen und distalen Anastomosen sollten keine offensichtliche Leckage zeigen.

9. Reperfusion, Absetzen von CPB und Dekanülierung

  1. Lösen Sie die Aorten-Kreuzklemme und refizieren Sie das Herz.
  2. Setzt einen weiteren 8:0 nicht absorbierbare Polypropylennähte an den anastomotischen Stellen oder entlang der IMV-Transplantate bei Bedarf zur Hämostase.
  3. Vom CPB absetzen, sobald das Schwein hämodynamisch stabil ist und das Herz wieder ausreichend funktioniert.
  4. Decannulieren Sie die Aorta und das rechte Vorhof und sichern Sie die Hämostase an allen Kanülstellen.
  5. Nach der Trennung vom CPB werden beide Transplantate mittels intraoperativer Ultraschall gemäß dem institutionellen Standardprotokoll begutachtet. Verwenden Sie Farb-Doppler-Bildgebung, um Blutflusssignale in den Aorta-zu-LAD- und Aorta-zu-LCX-Transplantaten zu identifizieren und die Lage des Transplantats, die Flussrichtung und die qualitative Öffnung zu dokumentieren. Wenn verfügbar, führen Sie Transitzeit-Flussmessung (TTFM) zur quantitativen Graft-Flow-Bewertung durch.

10. Hämostase und Brustverschluss

  1. Erreichen Sie eine akribische Hämostase an proximalen Aortenanastomosen, distalen koronaren Anastomosen, Erhebungsbetten der internen Mammarvene, Aorten- und Vorhofkanulationsstellen sowie an den Rändern der Sternotomie.
  2. Führen Sie zwei Drainagerohre ein.
  3. Approximieren Sie das Brustbein erneut und schließen Muskeln, Faszien, subkutanes Gewebe und Haut in Schichten.
  4. Bringen Sie das Schwein in eine überwachte postoperative Erholung.

11. Postoperative Versorgung und Nachsorge

  1. Halten Sie die Wärmeunterstützung kontinuierlich mit Heizpads oder Warmluftdecken aufrecht, um die Körperkerntemperatur des Schweins bei 37,0–38,5 °C zu halten.
  2. Erfassen Sie täglich die Flüssigkeitsaufnahme und -abgabe des Schweinemodells, das Bewusstseinsniveau, die Herzfrequenz, den arteriellen Blutdruck, den zentralvenösen Druck, die vollständige Blutwertzahl und die Blutgasergebnisse.
  3. Mechanische Belüftungsunterstützung mit 100 % Sauerstoff in der frühen postoperativen Phase bereitstellen, um einen stabilen Gasaustausch zu gewährleisten und eine durch Hypoxie induzierte pulmonale Vasokonstriktion zu verhindern. Entwöhnen Sie das Tier vom Beatmungsgerät und entfernen Sie den Endotrachealschlauch, sobald das Schwein wieder zu starkem, regelmäßigem spontanem Atmen zurückkehrt, einen schützenden Schluckreflex zeigt und zufriedenstellende arterielle Blutgasergebnisse erzielt.
  4. Postoperative antimikrobielle Prophylaxe: Nach der Operation werden alle 8–12 Stunden für 48–72 Stunden Cefuroxim-Natrium (3–5 mg/kg) verabreicht. Untersuchen Sie die Tiere täglich auf Anzeichen einer Infektion. Untersuchen Sie täglich den Sternotomie-Schnitt und die Drainagerohrstellen auf abnormale Exsudat- oder Abszessbildung.
  5. Beurteilen Sie alle 2–4 Stunden die Schmerzanzeichen des Tieres mit Standardskalen für Schweineverhaltensschmerzen. Achten Sie auf häufige Anzeichen von Schmerzen nach der Sternotomie, darunter Lautäußerung, gekrümmte Haltung, Bewegungsunfähigkeit, Zähneknirschen oder soziale Isolation. Verabreichen Sie je nach Verhalten des Tieres Opioide oder nichtsteroidale entzündungshemmende Medikamente (NSAIDs), um eine angemessene Schmerzlinderung und eine reibungslose Genesung zu gewährleisten.
  6. Passen Sie die vasoaktiven Medikamente (z. B. Dopamin, Adrenalin) und die Flüssigkeitsunterstützung umgehend an, um einen stabilen arteriellen Blutdruck (>70 mmHg) aufrechtzuerhalten.
  7. Beurteile die postoperative Graft-Patency per CTA am postoperativen Tag 1 und postoperativen Tag 28 gemäß dem institutionellen Standardbildgebenden.

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Ergebnisse

Drei Bama-Miniaturschweinchen, P1, P2 und P3, unterzogen sich dem Doppel-Gefäß-CABG-Verfahren. Alle drei Tiere überlebten mehr als sieben Tage. Abbildung 1 veranschaulicht die wichtigsten chirurgischen Schritte, darunter mediane Sternotomie, Entnahme der bilateralen autologen IMVs, Perikardiotomie zur Freilegung der Hauptgefäße, Etablierung von CPB, Abgabe kardioplegischer Lösung durch die Aorta, Abkühlung des Herzens mit Eisschlamm, distale und proximale Anastomosen für Doppelgefäß-CABG...

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Diskussion

In dieser Studie wurden drei Doppel-Gefäß-CABG-Schweinemodelle mit bilateralen autologen IMVs etabliert. Von den beiden IMV-Transplantaten wurde eines zum Bau einer Umgehung von der Aorta zum LCX verwendet, und das andere zum Bau einer Umgehung von der Aorta zum LAD. Obwohl die Vene saphena der Standard-klinische venöse Kanal für CABG ist, wurden IMVs ausgewählt, weil die Venen saphena bei Bama-Miniaturschweinen zu kurz waren, um zwei freie Transplantate ohne Spannung für den Aufbau von ...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde vom Nationalen Schlüsselforschungs- und Entwicklungsprogramm Chinas (2023YFF0724701), dem Frontier Biotechnology Key Project des Nationalen Schlüssel-F&E-Programms des chinesischen Ministeriums für Wissenschaft und Technologie (2023YFC3404300; nach Jiangping Song), klinischen Forschungsmitteln für zentrale Hochstufenkrankenhäuser des Fuwai-Krankenhauses, der Chinesischen Akademie der Medizinischen Wissenschaften, der präklinischen Studie zu xenogenenen, multigen-editierten Spenderschweineherzen für orthotopische Herztransplantationen bei Kindern mit Herzinsuffizienz (2025-GSP-ZD-4) und Projekt des State Key Laboratory für Herz-Kreislauf-Erkrankungen, Fuwai Hospital, Chinesische Akademie der Medizinischen Wissenschaften, Screening und Entwicklung von Medikamentenzielen für das langfristige Überleben orthotopischer kardialer Xenotransplantation (2025-GSP-GG-42).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
10-degree aortic cross-clampSinoviewCP40431-19CABG Surgery
45-degree aortic cross-clampSinoviewCP40044-18CABG Surgery
Affinity Fusion Oxygenation SystemMedtronicBB841Cardiopulmonary bypass
Anesthesia machineMindrayA9Anästhesie und andere
Arterial cannulaMedtronic18FrCardiopulmonary bypass
AtracuriumHengrui Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04021-25CABG Surgery
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04016-25CABG Surgery
Balanced handle pen-stylemicrosurgical forcepsSinoviewFC12010-21CABG Surgery
Bama miniature pigsInstitute of Zoology, ChineseAcademy of Sciences, NorthernLarge Animal Research Facility-Versuchstiere
Belzer UW Cold Storage SolutionBridge to Life Ltd.1000 ml/bagCABG Surgery
Black-handle extreme-sharp scissorsSinoviewSC35101-23UCCABG Surgery
Blood gas analyzerEdiagnosisPT1000Anästhesie und andere
Blunt Fill NeedleBD305180Flush and distend IMV grafts
Bone WaxEthiconW31GHämostase
Cardiopulmonary bypass circuitMedtronicB-HL-159Cardiopulmonary bypass
Central venous catheterBaihe Medical-Anästhesie und andere
Curved forcepsSureMedGC01002-12CABG Surgery
Curved forcepsSureMedGC01002-16CABG Surgery
Disposable blood microembolus filterSansinFAF-2Cardiopulmonary bypass
Disposable blood reservoir filterSansinFCR300KCardiopulmonary bypass
Disposable cardioplegia delivery systemMedtronicXP41Cardiopulmonary bypass
DopamineJiuan Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Electrosurgical unitMedtronicVLFT10FXGENCABG Surgery
Endotracheal tubeYaxin MedicineYS-0000Anästhesie und andere
EpinephrineJinyao Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Fine dissecting forcepsSureMedGC01090-20CABG Surgery
Gold-handle ultra-sharp scissorsSinoviewSC35001-23SCCABG Surgery
Heart-lung machineLivaNovaS5Cardiopulmonary bypass
HeparinNorth China Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Ice bucketSureMedGQ13018-00DCABG Surgery
Infusion pumpSino MDTSN-C8Anästhesie und andere
Intraluminal shuntMedtronic31200CABG Surgery
Intravenous catheterKDL16G-26GAnästhesie und andere
IsofluraneLunan Pharmaceutical-Anästhesie und andere
IsoproterenolHarvest Pharmaceutical-Anästhesie und andere
KetamineHikma Pharmaceuticals0143-9509-10Anästhesie und andere
Lactated Ringer's SolutionKelun Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Large basinSureMedGQ13033-00DCABG Surgery
LaryngoscopeHanfeiylTD-C-IIIAnästhesie und andere
Lidocaine hydrochloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20057816CABG Surgery
Magnesium sulfate for injectionZdjt Pharmaceutical co.,LtdH20051792CABG Surgery
Medical electric sternum sawJingdong xijiHF-X01CABG Surgery
Medium basinSureMed-CABG Surgery
Medium-sized sternum retractorSureMedGR04130-00CABG Surgery
MidazolamHikma Pharmaceuticals0641-6220-10Anästhesie und andere
Modified St. Thomas SolutionSelf-made-Anästhesie und andere
Multiparameter monitorMindrayBenoversion N17Anästhesie und andere
Needle passer for purse-string suturesSureMedGR04074-00CABG Surgery
NorepinephrineHarvest Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Papaverine hydrochlorideSigma-AldrichP3510Store IMV conduits
Pediatric sternum retractorSureMedGR04114-00CABG Surgery
Pen-style microsurgical needle holderSinoviewNH11300-21CABG Surgery
Potassium chloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH42021164CABG Surgery
PropofolHikma Pharmaceuticals0641-6194-10Anästhesie und andere
Protamine SulfateYoucare Pharmaceutical-Anästhesie und andere
Purse-string suture introducerSureMedGR04074-00CABG Surgery
Resano atraumatic magic forcepsSinoviewFC25501-23SCABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01110-14CABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01089-18CABG Surgery
Small basinSureMed-CABG Surgery
Sodium acetate Ringer's injectionDuo Rui Pharmaceutical co.,LtdH20163331CABG Surgery
Sodium bicarbonate injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20043739CABG Surgery
St. Thomas SolutionPfizer Hospital US00409-7969-05Cardioplegia
Sternal retractor (medium size)SureMedGR04130-00CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-12CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-16CABG Surgery
Suture 5-0 Prolene BBEthicon-CABG Surgery
Suture 8-0 ProleneEthicon-CABG Surgery
Suture Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon-CABG Surgery
Sutures 2-0 Prolene Blu M SHEthicon-CABG Surgery
Sutures BB 4-0 Pro

Referenzen

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