Herstellung und Implantation raffinierter Silikon-Dehnungsmesser zur Langzeitüberwachung der Magenbeweglichkeit bei frei bewegenden Mäusen

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung und chirurgische Implantation flexibler, biokompatibler Silikon-Dehnungsmesser zur kontinuierlichen Überwachung der Magenbeweglichkeit in frei bewegenden C57BL/6J-Mäusen. Die Methode ermöglicht stabile Langzeitaufzeichnungen durch eine raffinierte Silikonkapselung und sichere, kopfmontierte Steckverbinderfixierung.

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung und chirurgische Implantation flexibler, biokompatibler Silizium-Dehnungsmesser zur Langzeitüberwachung der Magenbeweglichkeit bei frei bewegenden C57BL/6J-Mäusen. Die kontinuierliche Beurteilung der magenmotorischen Aktivität bei bewussten Tieren bleibt technisch herausfordernd, da Anästhesie und invasive Eingriffe die normale gastrointestinale Physiologie verändern können. Um diese Herausforderungen zu bewältigen, kombiniert dieses Protokoll die raffinierte Silikonkapselung des Dehnungsmessers mit einer sicheren kopfmontierten Steckverbinder-Fixierung, um die Stabilität des Geräts während Langzeitaufnahmen zu verbessern und gleichzeitig die elektrische Schaltung vor mechanischen Schäden im Zusammenhang mit normaler Tieraktivität zu schützen. Das Verfahren ermöglicht eine zuverlässige Einnistung und kontinuierliche Aufzeichnung der gastrischen kontraktilen Aktivität über einen 15-tägigen postoperativen Zeitraum. Repräsentative Aufnahmen zeigen deutliche Magenbewegungsmuster während der Anästhesie, Wachphase, postoperativer Erholung und fütterungsbedingter Akkommodation. Die histologische Untersuchung zeigt nur milde lokale Gewebereaktionen rund um die Einnistungsstelle, was die Biokompatibilität des Geräts unter den untersuchten Bedingungen unterstützt. Dieses Protokoll bietet einen reproduzierbaren Ansatz, um stabile, langfristige Magenbeweglichkeitsaufzeichnungen bei bewussten Mäusen zu erhalten und kann Untersuchungen zur gastrointestinalen Physiologie und Erkrankung erleichtern, einschließlich Studien mit genetisch veränderten Mausmodellen.

Einleitung

Die präzise Überwachung physiologischer Aktivitäten in der biomedizinischen Forschung, insbesondere bei Studien zur gastrointestinalen Motilität, ist entscheidend für das Verständnis von Verdauungsmechanismen und Krankheitspathologien ^1,2. Allerdings haben aktuelle Methoden zur Überwachung der Magenbeweglichkeit bei frei bewegenden Tieren erhebliche Einschränkungen. Bildgebungstechniken sind oft durch operative Komplexität, hohe Ausrüstungsanforderungen und potenzielle Strahlenbelastung^{eingeschränkt 3,4}. Ballonbasierte Methoden sind zwar nützlich, können aber im Allgemeinen die Magenbeweglichkeit bei frei bewegenden Tieren über längere Zeiträume nicht überwachen und sind oft auf betäubte Zustände beschränkt⁵. Minimalinvasive Ansätze wie die Sonomikrometrie sind nicht in der Lage, die Magenbeweglichkeit bei bewussten Tieren zu erfassen⁶. Ähnlich sind manometrische Methoden hauptsächlich auf narkosierte Mäuse ^7,8,9 anwendbar. Alternativ wurde die elektrophysiologische Aufzeichnung gastrischer langsamer Wellen mittels Serosalelektroden als direkter Ansatz entwickelt, um die zugrunde liegende myoelektrische Aktivität des Schrittmachers zu erfassen, die Magenkontraktionen antreibt^10,11. Obwohl Serosalelektroden sehr effektiv bei der Erkennung elektrischer Rhythmen und Dysrhythmien sind, messen sie die daraus resultierende mechanische Kraft nicht direkt. Darüber hinaus spiegeln extrazellulär aufgezeichnete langsame Wellen, die in vivo gewonnen werden, nicht immer die echten intrazellulären langsamen Wellen¹² treu wider, und elektrische Signale, die von Oberflächen- oder Serosalelektroden aufgezeichnet werden, können erheblich von lokalisierter neuronaler Aktivität beeinflusst werden, was bedeutet, dass sie nicht zwangsläufig tatsächliche phasische mechanische Kontraktionen^13,14 darstellen.

Im Gegensatz dazu wandeln Silikon-Dehnungsmessstreifen Änderungen der mechanischen Bewegung in elektrische Signale um und ermöglichen so eine längere Aufzeichnung von Motilitätsmustern in hohlen viszeralen Organen wie Magen und Darm unter physiologischen und pathologischen Bedingungen 15,16,17. Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, die Herstellung und chirurgische Implantation von raffinierten Silikon-Dehnungsmessern zur Langzeitüberwachung der Magenbeweglichkeit bei frei bewegenden C57BL/6J-Mäusen zu beschreiben, dem am weitesten verbreiteten genetischen Hintergrund für transgene Modelle in der Gastroenterologie. Aufbauend auf den zuvor beschriebenen Dehnungsmess-Methodologien¹⁸ integriert dieses Protokoll ein ultradünnes (0,2 mm) Sensorprofil mit einer leichten, biokompatiblen 704-Silikonkapselung, um die mechanische Belastung der Maus-Magenwand im Vergleich zu früheren Entwürfen zu reduzieren. Darüber hinaus minimiert eine modulare, kopfmontierte Steckverbinder-Leitungsstrategie die Spannung des postoperativen Kabels und kaubedingte Schäden und verbessert so die Stabilität des Geräts während Langzeitaufnahmen. Das Protokoll richtet sich an Forscher, die langfristige, direkte Messungen der magenmechanischen Aktivität bei bewussten Mäusen während unterschiedlicher physiologischer Zustände, einschließlich postoperativer Erholung und Nahrungsaufnahme, suchen. Die berichteten Reduktionen der Gewebeadhäsion und minimale funktionelle Störungen sollten im Rahmen der präsentierten Validierungsdaten interpretiert werden, und eine weitere quantitative Bewertung dieser Parameter bleibt eine wichtige Richtung für zukünftige Studien.

Protokoll

Diese Studie wurde gemäß den Leitempfehlungen zur Behandlung von Versuchstieren durchgeführt, die vom Ministerium für Wissenschaft und Technologie herausgegeben wurden. Alle Experimente wurden vom Ausschuss für die Ethik der Tierversuche an der China Academy of Chinese Medical Sciences (Nr. D2024-01-26-07) genehmigt.

1. Tiervorbereitung

1. Holen Sie gesunde Wildtyp-C57BL/6J-männliche Mäuse, die 8 Wochen alt sind und 25 ± 3 g wiegen.
2. Halten Sie die Mäuse unter spezifischen, pathogenfreien Bedingungen (SPF) bei 22 °C ± 1 °C, 55 % ± 5 % relativer Luftfeuchtigkeit und einem 12-stündigen Hell-/Dunkelzyklus. Gemeinschaftshaus nicht mehr als fünf Mäuse pro Käfig.
3. Bieten Sie standardmäßiges Essen und Wasser ad libitum an. Lassen Sie den Mäusen freien Zugang zu Nahrung und Wasser bis zur Einleitung der Anästhesie, um während der Operation eine angemessene Magenwandspannung aufrechtzuerhalten.
4. Lassen Sie die Tiere 7 Tage lang an das Labor gewöhnen, bevor Sie am achten Tag mit den Experimenten beginnen.
5. Zuweisen Sie die akklimatisierten Mäuse zufällig den Versuchsgruppen, um eine potenzielle Selektionsverzerrung zu minimieren.
6. Führen Sie 24 Stunden vor der Operation für jede Maus eine klinische Gesundheitsuntersuchung durch, indem Sie Aussehen, Verhalten und Körpergewicht bewerten. Tiere ausschließen, die Anzeichen von Krankheit, Verletzung oder Körpergewichtsverlust von mehr als 10 % zeigen.
7. Missen Sie das Körpergewicht jeder Maus unmittelbar vor der Anästhesie. Berechnen Sie das Injektionsvolumen mit 20 mL/kg, entsprechend einer Tribromoethanol-Dosis von 250 mg/kg.

2. Vorbereitung auf Dehnmesser¹⁸

1. Man erhält eine Dehnungsspur von 350 Ω mit einer Grundgröße von 3,6 mm × 3,0 mm, einer Gittergröße von 2,0 mm × 1,0 mm und einer Dicke von 0,06 mm. Verwenden Sie einen Dehnungsmessstreifen mit einem Empfindlichkeitskoeffizienten von 2,0 % ± 1 % (Genauigkeitsklasse A), der an doppelt emaillierten Drähten (0,15 mm Durchmesser, 100 mm Länge) vorbefestigt ist.
2. Tragen Sie eine gleichmäßige Schicht Silikonkautschuk auf beide Seiten des Dehnungsmessers auf, bis das vollständig gekapselte Gerät etwa 0,2 mm dick ist. Stellen Sie sicher, dass alle Oberflächen vollständig abgedeckt sind, ohne exponierte Bereiche.
3. Tragen Sie einen zusätzlichen Tropfen Silikonkautschuk auf die Lötstelle auf und verteilen Sie ihn gleichmäßig mit einem Wattestäbchen, bis der Dehnmessmesser vollständig eingeschlossen ist. Überprüfen Sie, dass die Endmaße des Geräts etwa 6,0 mm × 8,0 mm betragen.
4. Bestätigen Sie die vollständige Verkapselung, indem Sie sicherstellen, dass die Silikonbeschichtung glatt und frei von Luftblasen oder Spalten ist und dass das Endprodukt den Zielmaßen entspricht.
5. Härten Sie den gekapselten Dehnungsmessstreifen mindestens 48 Stunden bei Raumtemperatur (22 °C ± 1 °C) und 60 %–70 % relativer Luftfeuchtigkeit in einer gut belüfteten, staubfreien Umgebung aus.
6. Schweißen Sie den kopfmontierten Stecker mit einem Lötkolben, Lötzinn und säurefreiem Lötflussmittel an den emaillierten Draht.
7. Überprüfen Sie die Integrität der Lötstellen, indem Sie die emaillierten Drähte vorsichtig mit einer Iris-Dissektionszange ziehen. Überprüfen Sie, dass die Verbindungen ohne Drahtablösung sicher bleiben.
8. Verbinden Sie den zusammengesetzten Dehnungsmessstreifen über eine Nulleinstellungsbox mit einem Brückenverstärker.
9. Balancieren Sie die Schaltung, indem Sie den montierten Dehnungsmess an eine maßgefertigte 350-Ω-Nulleinstellungsbox und den Brückenverstärker anschließen, um den durch den Drahtwiderstand verursachten Grundversatz zu eliminieren und den verfügbaren Signalbereich zu maximieren. Nach Abschluss aller Verbindungen biegen Sie das gekapselte Dehnungsmessgerät sanft mit einer Zange sowohl in der Luft als auch in 0,9 % Kochsalzlösung, während die Ausgangswellenform in der Erfassungssoftware überwacht wird. Überprüfen Sie die ordnungsgemäße Funktion des Geräts, indem Sie eine klare Wellenformablenkung überprüfen, was auf ausreichende elektrische Konnektivität, Wasserdichtigkeit und Sensorempfindlichkeit hinweist.

3. Chirurgischer Eingriff zur Innistation des Dehnungsmessers

1. Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente mit 75 % Ethanol. Die vorbereiteten Dehnungsmessstreifen-Komponenten werden 15 Minuten in 75 % Ethanol eingeweicht, anschließend 15 Minuten in 0,9 % Natriumchloridlösung eingetaucht.
2. Entfernen Sie die Komponenten des Dehnungsmessers aus der 0,9%igen Natriumchloridlösung und beginnen Sie sofort mit der chirurgischen Einnistung ohne zusätzliches Lufttrocknen oder Ausspülen.
3. Betäuben Sie die Maus durch intraperitoneale Injektion von 1,25 % Tribromoethanol-Lösung (20 mL/kg).
4. Verwenden Sie eine kommerziell hergestellte 1,25%ige Tribromoethanol-Lösung ohne weitere Verdünnung. Lagere die Lösung bei 4°C in einer bernsteinfarbenen Flasche, die vor Licht geschützt ist, und verwende sie innerhalb des Ablaufdatums des Herstellers.
5. Überwachen Sie das Tier während der gesamten Operation alle 10 Minuten, um eine regelmäßige Atmung und das Fehlen von Bewegung als Reaktion auf taktile Stimulation sicherzustellen. Bestätigen Sie eine ausreichende chirurgische Anästhesieebene, indem Sie den Verlust des Aufrichtreflexes und das Fehlen des Zehen-Pinch-Rückzugsreflexes überprüfen.
6. Eine zusätzliche Narkose war nicht erforderlich, da die Anfangsdosis während des gesamten Eingriffs eine ausreichende chirurgische Fläche bot.
7. Halten Sie die Körperkerntemperatur des Tieres mit einer rückkopplungsgesteuerten Heizdecke bei 37,0 °C ± 0,5 °C. Tragen Sie während des gesamten chirurgischen Eingriffs eine petrolatum-ophthalmische Salbe auf, um eine Hornhauttrocknung zu verhindern.
8. Entfernen Sie die Haare vom Bauch und Schädel mit einer Haarschneider für kleine Tiere. Desinfizieren Sie die freiliegende Haut mit 1 % Povidon-Jod-Lösung, gefolgt von 75 % Ethanol (Abbildung 1A–C).
9. Bedecken Sie den Bauch mit einem sterilen chirurgischen Vorhang (Abbildung 1D).
10. Decken Sie das Operationsfeld mit einem sterilen Operations-Mulltuch ab. Erzeugen Sie einen ventralen Mittellinienschnitt von etwa 1,5–3,0 cm Länge, der sich kaudal vom Xiphoideusfortsatz durch die Haut- und Bauchmuskulatur erstreckt. Erzeugen Sie einen zweiten Längsschnitt von etwa 5,0–8,0 mm Länge entlang der sagittalen Naht an der Schädelspitze (Abbildung 1E,J).
11. Wählen Sie die Schnittlänge entsprechend der Körpergröße des Tieres aus, um eine ausreichende Öffnung des Magenantrums für das Nähen zu gewährleisten, während Gewebetraumata minimiert und der Wundverschluss erleichtert wird.
12. Fasse den Magen vorsichtig mit einem Wattestäbchen nach außen. Trennen Sie das größere Oment und erhalten Sie während des gesamten Eingriffs die Feuchtigkeit des Gewebes mit Wattebäuschchen, die in 0,9 % physiologischer Kochsalzlösung getränkt sind (Abbildung 1F).
13. Trennen Sie das große Oment von der Magenwand durch eine sanfte, stumpfe Dissektion mit einem feuchten Wattestäbchen oder einer stumpfen Pinzette, wobei Sie darauf achten, benachbarte Blutgefäße und umliegendes Gewebe nicht zu schädigen.
14. Tragen Sie warmes (37,0°C± 0,5°C) steriles 0,9%ige Kochsalzlösungsmittel auf den freiliegenden Magen alle 3–5 Minuten oder wann immer die Gewebeoberfläche zu trocknen beginnt, um die Feuchtigkeit des Gewebes zu erhalten.
15. Trennen Sie vorsichtig die Haut von der darunterliegenden Muskulatur mit einem Wattestäbchen und einer zerschneidenden Zange, um einen kontinuierlichen subkutanen Tunnel zwischen Schädel- und Bauchschnitten zu schaffen. Führen Sie die Dehnungsmessanlage durch den Tunnel, positionieren Sie den kopfmontierten Stecker auf der Stirn und legen Sie den Dehnungsmesser über den Bauchbereich (Abbildung 1G,J).
16. Führen Sie den Draht durch den subkutanen Tunnel vom Bauchschnitt entlang der linken Seitenwand des Körpers, unter der linken Vordergliedmaße und über den dorsalen Hals bis zum Schädelschnitt.
17. Nähen Sie den Dehnungsmessstreifen mit 7-0 nicht absorbierbaren Nähten an die serosale Oberfläche des Magenantrums (Abbildung 1H). Verschieben Sie das größere Omentum über dem Dehnungsmessstreifen und begrenzen Sie die funktionelle Nahtfläche auf etwa 5,0 mm × 5,0 mm.
18. Platzieren Sie das Dehnungsmessgerät auf der serosalen Oberfläche des Magenantrums mit seiner langen Achse und angeschlossenen Drähten, die parallel zu den Längsmuskelfasern ausgerichtet sind, die sich von der Kardia bis zum Pylorus erstrecken. Richte die Lötstellen zur Bauchwand aus, wobei das lötete Ende zum Kopf und das gegenüberliegende Ende zum Pylorus (Abbildung 1H) gerichtet ist.
19. Befestigen Sie die Dehnungsanzeige mit einer kontinuierlichen Naht mit drei Fixierungspunkten an der Magenserosa. Setzen Sie eine Masche am kaudalen (pylorischen) Ende und zwei aufeinanderfolgende Stiche am Schädelende (kardiales Ende) und sichern Sie die Montage mit einem einzigen Knoten an der oberen Mittellinie (Abbildung 1H).
20. Bringen Sie den Magen und alle anderen Bauchorgane wieder in ihre normale anatomische Position. Befestigen Sie den emaillierten Draht an der Bauchmuskulatur, um die vorder-hintere Bewegung zu minimieren.
21. Befestigen Sie die emaillierten Drähte an der Bauchmuskulatur, indem Sie mit der Naht einen ersten Knoten in den Muskel setzen, die Naht mehrmals um beide Drähte wickeln und einen letzten Knoten binden, um die Drähte fest zu verankern.
22. Schließe die Bauchmuskulatur und anschließend die Haut mit 6-0 absorbierbaren Nähten (Abbildung 1I).
23. Entfernen Sie das Periost mit 3 % Wasserstoffperoxid, um die vordere Fontanelle freizulegen (Abbildung 1J).
    VORSICHT: Wasserstoffperoxid ist ein Reizstoff. Tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung und vermeiden Sie den Kontakt mit Augen und Haut.
24. Trage etwa 10 Sekunden lang 3 % Wasserstoffperoxid auf den freiliegenden Schädel auf, um das Periost zu entfernen und leichte Blutungen zu kontrollieren. Entfernen Sie die Lösung sofort mit einem sterilen Wattestäbchen, spülen Sie gründlich mit steriler Kochsalzlösung ab und trocknen Sie die Oberfläche vollständig ab, bevor Sie das Basingharz auftragen.
25. Mische und trage das Basingharz auf den Schädel auf. Drücken Sie den kopfmontierten Stecker auf das Harz, bis es natürlich fest wird. Nähen Sie die Kopfhaut um den gesicherten Stecker herum und lassen Sie die kreisförmige Öffnung des kopfmontierten Steckers frei (Abbildung 1K).
26. Lassen Sie das Basierharz etwa 5 Minuten ungestört polymerisieren. Überprüfen Sie die vollständige Aushärtung, indem Sie die Harzoberfläche vorsichtig mit der Spitze einer Zange berühren.
27. Stabilisieren Sie den kopfmontierten Stecker während der Anfangshärtungsphase mit einer Zang, bis das Harz ausreichend ausgehärtet ist, um den Stecker ohne Unterstützung in Position zu halten.
28. Tragen Sie Povidon-Jod-Lösung rund um die Operationswunde auf. Verabreichen Sie Meloxicam (0,2 mg/kg, subkutan) zur postoperativen Analgesie und entzündungshemmenden Behandlung.
29. Nach der Erholung von der Anästhesie werden die Maus wieder in ihren Stammkäfig zurückgebracht. Meloxicam (0,2 mg/kg, intraperitoneal) einmal täglich für zwei aufeinanderfolgende Tage verabreichen.
30. Bringen Sie die Maus erst in ihren Stammkäfig zurück, wenn sie den Aufrichtreflex wiedererlangt hat, regelmäßige und stabile Atmung zeigt und sich normal bewegen kann.
31. Überwachen Sie die Mäuse täglich an mindestens den ersten zwei postoperativen Tagen und danach mindestens zweimal pro Woche. Tiere human einschläfern, die anhaltenden Körpergewichtsverlust zeigen, begleitet von verminderter Bewegungsaktivität gemäß den vordefinierten humanen Endpunktkriterien.

Abbildung 1. Chirurgischer Implantationsablauf und Aufbau der Magenbewegungsaufzeichnung. (A) Haarentfernung aus dem Bauch. (B) Desinfektion mit Povidon-Jod-Lösung. (C) Reinigung mit 75 % Ethanol. (D) Anbringen eines sterilen chirurgischen Vorhangs über den Bauch. (E) Mittellinie Bauchschnitt und Kopfhautschnitt. (F) Deckung des Bauches. (G) Subkutaner Durchgang der Dehnungsmessanlage und Platzierung des Sensors am Magenantrum. (H) Nähte des Dehnungsmessers an die serologische Schicht des Magenantrums, anatomisch zwischen Incisura angularis und Pylorus gelegen. (I) Sequentieller Verschluss der Bauchmuskulatur und Haut. (J) Exposition der vorderen Fontanelle nach Entfernung des Periosts mit 3 % Wasserstoffperoxid. (K) Fixierung des kopfmontierten Steckers und Verschluss der Kopfhaut um die Steckeröffnung. (L) Maßgeschneidertes Dehnungsmessgerät neben einem Lineal abgebildet. (M) Schaltplan des frei beweglichen Magenmotilitätsaufzeichnungssystems, einschließlich der Aufzeichnungskammer, des Drehkommutators, des angebundenen Kopfsteckers, des Brückenverstärkers, des Datenerfassungssystems, des Computers und der Signalanalysesoftware. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

4. Aufzeichnung der Magenbewegung

1. Positionieren Sie die individuell frei bewegliche runde Aufnahmekammer unter einer 2K-Autofokus-Kamera, um eine kontinuierliche synchronisierte Verhaltensüberwachung der Maus zu ermöglichen.
2. Baue die Aufnahmekammer mit einem transparenten zylindrischen Plexiglasbehälter (35 cm Durchmesser × 45 cm Höhe).
   1. Befestigen Sie eine maßgefertigte Aufhängplatte (39,5 cm × 10,0 cm) über der Kammer, um das am Kopf montierte Steckkabel zu stützen.
   2. Stützen Sie die Hängplatte mit zwei vertikalen Ständern, die auf gegenüberliegenden Seiten der Kammer positioniert sind. Stellen Sie die Höhe (bis zu 15,5 cm) ein, um während der Aufnahme die passende Kabelspannung zu halten.
3. Setze die Maus in die Aufnahmekammer. Verbinden Sie die kopfmontierte weibliche Buchse mit dem flexiblen Mehrkanal-Aufnahmeseil, der am Drehkommutator hängt. Stellen Sie sicher, dass die Leine uneingeschränkte Bewegung, Drehung und Fütterung ermöglicht.
4. Gewöhnen Sie die Mäuse täglich für 60 Minuten an die Aufzeichnungskammer an drei aufeinanderfolgende Tage vor der Operation. Nach der Einnistung wird die betäubte Maus für 30 Minuten in die Kammer gelegt, um eine physiologische Stabilisierung zu ermöglichen, bevor mit der kontinuierlichen Aufzeichnung begonnen wird.
5. Verbinden Sie das gegenüberliegende Ende der flexiblen Leine mit dem Brückenverstärker und verbinden Sie den Verstärker mit dem PowerLab 8/35 Datenerfassungssystem.
6. Überprüfen Sie die Balance des Brückenverstärkers und die Nullstellung des Dehnungsmessers wie in Schritt 2.9 beschrieben. Überwachen Sie das Live-Signal mindestens 2 Minuten lang und beginnen Sie erst mit der Aufnahme, nachdem Sie eine stabile Basislinie mit vernachlässigbarem Drift bestätigt haben.
7. Konfigurieren Sie die Hardware-Einstellungen in der LabChart-Datenerfassungssoftware (Version 8.0) mit einer Abtastfrequenz von 10 kHz und einer Verstärkungsverstärkung von 10 × für den rohen Gastrischen Signalkanal.
8. Konfigurieren Sie das Erfassungssystem mit einem Eingangsspannungsbereich von ±5 V, einer Brückenanregungsspannung von 5 V und einem Hardware-Tiefpassfilter, der auf 100 Hz eingestellt ist, um hochfrequentes Rauschen zu minimieren und gleichzeitig die Signaltreue zu erhalten.
9. Schalte die 2K-Autofokus-Kamera ein und starte gleichzeitig die Datenerfassungssoftware auf dem Aufnahmecomputer.
10. Erfassen Sie Daten mit der Datenerfassungssoftware mit einer eigenen Beschaffungsvorlage. Konfigurieren Sie einen analogen Kanal für das rohe Magen-Dehnungsmesssignal und einen synchronisierten Videokanal von der 2K-Autofokus-Kamera. Speichere alle Aufnahmen im nativen Erfassungssoftware-Dateiformat (*.adicht).
11. Führen Sie Aufzeichnungssitzungen während der postoperativen Erholung, des Übergangs von der Anästhesie in den Wachzustand sowie einen 6-minütigen Ernährungsverhaltenstest durch, bestehend aus einem 2-minütigen Vor-Prandial-Basis, einer 2-minütigen Fütterungsphase und einer 2-minütigen postprandialen Phase.
12. Machen Sie Aufnahmen zwischen 09:00 und 15:00 Uhr an den postoperativen Tagen (PODs) 1, 3, 5, 7, 10 und 15. Beginnen Sie sofort mit der Aufnahme des Tieres in der Kammer und verwenden Sie ab 10 Minuten gesammelte Daten zur Analyse, um eine physiologische Stabilisierung sicherzustellen.
13. Schnelle Mäuse 12 Stunden vor dem Fütterungsexperiment. Erfassen Sie die Magenbeweglichkeit kontinuierlich für 6 Minuten, bestehend aus einer 2-minütigen Basislinie vor der Mahlzeit, einer 2-minütigen Fütterungsphase, die mit der Fütterung beginnt, und einer 2-minütigen Phase nach der Mahlzeit.
14. Aufnahmen werden von der Analyse ausgeschlossen, wenn sie eines der folgenden Kriterien erfüllen: (i) Signalverlust durch Steckverbinderausfall oder Drahtbruch; (ii) schwere Bewegungsartefakte, die durch Grooming oder Betrieb entstehen und den Eingangsbereich des Verstärkers überschreiten; oder (iii) instabile Signale oder Baseline-Drift von mehr als 20 % der Baseline-Amplitude während einer einzelnen Aufnahmesitzung.

5. Signalverarbeitung und statistische Analyse

1. Stellen Sie die vollständige Hardwareverbindung her und wenden Sie den Hardware- und Software-Filter-Workflow an, um die rohen biologischen Signale zu verarbeiten und Magenmotilitätswellen aus Bewegungsartefakten zu isolieren.
   1. Leiten Sie die biologischen Signale durch den integrierten analogen Tiefpassfilter des Brückenverstärkers und des Datenerfassungssystems. Stellen Sie die analoge Tiefpassfilter-Cutoff-Frequenz auf 100 Hz ein, um hochfrequente elektromagnetische Störungen und Stromleitungsstörungen zu reduzieren und den Basis-Rohdatenkanal zu erzeugen (Abbildung S1).
   2. Verwenden Sie während der Datenerfassung keine zusätzlichen Hardwarefilter wie Hochpass-, Notch- oder Anti-Aliasing-Filter.
   3. Generiere einen geglätteten Analysekanal mit dem Glättungsmodul in der Erfassungssoftware (Abbildung S2). Wählen Sie im Kanal-Dropdown-Menü Glättung, wählen Sie Dreieckig (Bartlett) als Glättungstyp und setzen Sie die Fensterbreite auf 10 s (Abbildung S3).
      HINWEIS: Das dreieckige Fenster 10 s fungiert als adaptiver digitaler Tiefpassfilter, der Atem- und Bewegungsartefakte dämpft und gleichzeitig die Amplitude und den Rhythmus der basalen murinen Magenwelle (~5 Zyklen/min; ~0,083 Hz) bewahrt.
   4. Wenden Sie keine zusätzlichen digitalen Vorverarbeitungsschritte an, einschließlich Baseline-Korrektur, Detrending, Resampling, Kanal-Offset-Anpassung oder Signalnormalisierung.
   5. Speichere die geglättete Wellenform als neuen Analysekanal (Kanal 2) zusammen mit dem Rohsignal (Kanal 1) in derselben nativen Erfassungssoftwaredatei (*.adicht) ohne externe Konvertierung (Abbildung S3 und S4).
2. Entnehmen Sie die geglätteten Magenbeweglichkeitssignale zur Analyse. Wählen Sie stabile, repräsentative kontinuierliche 2-minütige Aufzeichnungsfenster für jede experimentelle Bedingung aus, wobei bewegungs- und verhaltensbezogene Artefakte minimiert werden (Abbildung S4).
   1. Wählen Sie zufällig ein durchgehendes 2-minütiges Aufnahmefenster mit der synchronisierten Videoaufnahme aus. Beziehen Sie nur Segmente mit stabiler Basislinie und ohne Bewegungsartefakte, Pflegeverhalten oder Bewegungsaktivität ein.
   2. Entnehmen Sie ein kontinuierliches 2-minütiges Aufzeichnungssegment aus jedem zugewiesenen POD 1–15. Vergleichen Sie Magenmotilitätswellenformen, die unter Tiefennarkose aufgezeichnet wurden, mit denen im voll bewussten Zustand.
   3. Standardisieren Sie alle Aufzeichnungen zwischen 09:00 und 15:00 Uhr, wie in Schritt 4.12 beschrieben, um den Einfluss zirkadianer Schwankungen auf die Magenbeweglichkeit zu minimieren.
   4. Analysieren Sie eine durchgehende 6-minütige Aufzeichnung aus dem Fütterungsexperiment, indem Sie die Aufzeichnung in drei aufeinanderfolgende 2-minütige Phasen unterteilen, die den Vor-Essens-Basis, das aktive Füttern und die Nach-Mahlzeiten repräsentieren.
   5. Identifizieren Sie den Fressenbeginn anhand der synchronisierten Videoaufnahme, wenn das Tier mit dem anhaltenden Kauen beginnt. Definieren Sie die Fütterungsphase als das folgende 2-Minuten-Intervall und schließen Sie Aufnahmen aus, bei denen das Füttern nur wenige Sekunden dauert.
3. Quantifizieren Sie die durchschnittliche zyklische Frequenz (Zyklen/min), die zyklische Amplitude (μV) und die Fläche unter der Kurve (AUC; mV·s·min⁻¹) anhand der geglätteten Wellenformen. Bestimmen Sie die kontraktile Frequenz durch eine Peak-zu-Peak-Intervallanalyse und berechnen Sie den AUC durch Integration des gleichgerichteten kontraktilen Signals über das ausgewählte Aufzeichnungsintervall (Abbildung S5).
   1. Führen Sie die Peak-Detektion automatisch mit dem Cyclic Measurements-Modul in der Datenerfassungssoftware Data Pad durch, um die durchschnittliche zyklische Frequenz für jedes ausgewählte Aufzeichnungssegment zu berechnen (Abbildung S5).
   2. Definieren Sie die Baseline als die minimale Signalspannung innerhalb des gewählten Aufzeichnungsintervalls. Berechnen Sie die AUC automatisch mit der Funktion Integral relativ zum Minimum im Data Pad-Modul (Abbildung S5).
   3. Messen Sie die kontraktile Amplitude automatisch als mittlere zyklische Höhe mit dem Data Pad-Modul, das die durchschnittliche Höhe von Spitze zu Senke für jedes 2-minütige Aufzeichnungssegment berechnet (Abbildung S5).
4. Grafisch zusammenfassen und statistisch die Frequenz-, Amplituden- und AUC-Daten über alle experimentellen Bedingungen hinweg analysieren.
   1. Vergleichen Sie die Magenbeweglichkeitsparameter zwischen der Tiefenanästhesie und vollständig bewussten Zuständen.
   2. Bewerten Sie die longitudinalen Veränderungen der Magenbeweglichkeit von POD 1 bis POD 15.
   3. Vergleichen Sie die Magenmotilitätsparameter während der aktiven Ernährungsphase mit denen während der prä- und postprandialen Phasen.
   4. Beziehen Sie alle Daten, die die vordefinierten Qualitätskriterien für Aufzeichnungen erfüllen, in die statistische Analyse ein. Führen Sie keine statistische Ausreißererkennung durch oder schließen Sie Beobachtungen aufgrund statistischer Kriterien aus.
5. Bewerten Sie die Normalität der Daten und die Homogenität der Varianz vor der statistischen Analyse. Normalverteilte Daten werden mit einer gewöhnlichen Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) oder einem ungepaarten t-Test analysiert. Analyse nicht-normalverteilter Daten mit dem Kruskal–Wallis-Test oder dem Mann– Whitney-U-Test .
   1. Bewertung der Datennormalität mit dem Shapiro–Wilk-Test und die Varianzhomogenität mit dem Brown–Forsythe-Test. Normalverteilte Daten mit gleichen Varianzen mit Einweg-ANOVA analysieren und nicht-normalverteilte Daten oder Daten mit ungleichen Varianzen mit dem Kruskal–Wallis-Test analysieren.
   2. Führen Sie post-hoc-Mehrfachvergleichstests mit Tukey-Test nach Einweg-ANOVA oder Dunn-Test nach dem Kruskal–Wallis-Test durch, je nach Anwendung.
6. Analysieren Sie alle Daten mit GraphPad Prism Version 10.0. Geben Sie Daten als Mittelwert ± Standardfehler (SE) an. Betrachten wir p < 0,05 als statistisch signifikant.
   1. Führen Sie alle statistischen Analysen als zweiseitige Tests durch. Betrachten wir p < 0,05 als statistisch signifikant.
   2. Blinde den für Datenfilterung und Parameterextraktion zuständigen Forscher für die experimentellen Gruppen und Behandlungen. Anonymisieren und codieren Sie alle Datensätze vor der Analyse.
   3. Archiviere alle rohen Wellenformen, verarbeiteten Signale und zugehörige Metadaten im nativen Erfassungssoftware-Dateiformat (*.adicht). Speichere diese Dateien und exportierten Tabellenkalkulationen in einem zentralen Repository, um eine unabhängige Verifikation zu ermöglichen. Stellen Sie die entsprechenden Datensätze und statistischen Analysedateien auf angemessene akademische Anfrage zur Verfügung.

Ergebnisse

Magenbeweglichkeit unter Anästhesie und Wachzustände

Um den potenziellen Einfluss der Anästhesie auf die Magenbeweglichkeit zu bewerten, wurden die Parameter der Magenbeweglichkeit zwischen anästhesierten und bewussten Mäusen verglichen (n = 6; Abbildung 2A,B). Es wurde kein signifikanter Unterschied in der Häufigkeit zwischen dem anästhesierten und dem bewussten Zustand beobachtet (5,38 ± 0,13 vs. 5,48 ± 0,10 Zyklen min⁻¹ [cpm]; ungepaarter t-Test: t = 0,4053, p = 0,6874). Ebenso ist weder die Amplitude (73,88 ± 10,79 vs. 60,79 ± 3,96 μV; Mann–Whitney U-Test: U = 68,5, p = 0,1620) noch die Fläche unter der Kurve (AUC) (6,83 ± 1,26 vs. 7,47 ± 0,84 mV·s·min⁻¹; Mann–Whitney U-Test: U = 102, p = 0,8437) unterschied sich signifikant zwischen den beiden Bedingungen. Diese repräsentativen Aufnahmen zeigen vergleichbare Magenbeweglichkeitsparameter unter den untersuchten anästhesierten und bewussten Bedingungen.

Abbildung 2. Repräsentative Magenmotilitätsaufzeichnungen, quantitative Analyse und Magenhistologie nach der Implantation des Dehnungsmessers. (A,B) Repräsentative Spuren der Magenbeweglichkeit, die unmittelbar nach der Operation unter Narkose (A) und im wachen, bewussten Zustand (B) (n = 6 Mäuse) aufgezeichnet wurden. (C–H) Repräsentative Magenmotilitätsspuren, die während der postoperativen Erholung an postoperativen Tagen (POD) 1 (C), POD 3 (D), POD 5 (E), POD 7 (F), POD 10 (G) und POD 15 (H) aufgezeichnet wurden. Der Skalenbalken in H gilt für die Panels A–H: 50 μV, 15 s. (I–K) Quantifizierung der Magenbeweglichkeitsfrequenz (I; Brown-Forsythe- und Welch-Analyse der Varianz mit Mehrfachvergleichen, F = 0,3898, p = 0,8762), Amplitude (J; Kruskal–Wallis H-Test, H = 3,989, p = 0,6782), und Fläche unter der Kurve (AUC) (K; Kruskal–Wallis H-Test, H = 0,8218, p = 0,9915) über längsliegende Zeitpunkte (n = 6 Mäuse). (L) Repräsentative Magenbeweglichkeitsspur vor, während und nach der freiwilligen Fütterung. Der schattierte Bereich zeigt die 2-minütige Fütterungszeit an. Skalenbar: 100 μV, 30 s. (M–O) Quantifizierung der Magenbeweglichkeitsfrequenz (M; gewöhnliche Einweganalyse der Varianz, F = 5,490, p = 0,0138), Amplitude (N; Kruskal–Wallis H-Test, H = 0,3639, p = 0,8451), und AUC (O; gewöhnliche Einweg-Varianzanalyse, F = 4,954, p = 0,0193) vor, während und nach dem Füttern (n = 7 Mäuse). (P–S) Hämatoxylin- und Eosin-gefärbte Magenabschnitte von normalen Kontrollmäusen (P) und implantierten Mäusen auf POD 7 (Q), POD 10 (R) und POD 15 (S). Im Panel P zeigt a die Muscularis, b die Submukosa und c die Schleimhaut an. Der in Panel S gezeigte 100-μm-Maßstab gilt für alle histologischen Tafeln (P–S). Die Daten werden als Mittelwert ± Standardfehler dargestellt. *p < 0,05. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Veränderungen der postoperativen Magenbeweglichkeit im Laufe der Zeit

Die Magenbeweglichkeit wurde bei frei bewegenden Mäusen von POD 1 bis POD 15 überwacht, um die postoperative Stabilität zu bewerten (n = 6; Abbildung 2C–K). Während der frühen postoperativen Phase (POD 1–3) unterschied sich die Häufigkeit nicht signifikant von der Basismessung (5,76 ± 0,27 vs. 5,38 ± 0,14 cpm; Brown-Forsythe- und Welch-Analyse der Varianz [ANOVA] mit Mehrfachvergleichen, p = 0,9670). Ebenso wurden keine signifikanten Unterschiede in der Amplitude beobachtet (60,41 ± 3,41 vs. 56,43 ± 4,78 μV; Kruskal–Wallis-Test mit Mehrfachvergleichen, p > 0,9999) oder AUC (6,34 ± 0,79 vs. 6,42 ± 0,92 mV·s·min⁻¹; Kruskal–Wallis-Test mit Mehrfachvergleichen, S. > 0,9999).

Während der intermediären postoperativen Phase (POD 5–7) blieben die gemessenen Parameter stabil, ohne signifikante Unterschiede in der Häufigkeit (5,49 ± 0,23 vs. 5,31 ± 0,22 cpm; p > 0,9999), Amplitude (58,96 ± 5,40 vs. 63,29 ± 8,01 μV; s. > 0,9999), oder AUC (7,52 ± 1,59 gegenüber 5,78 ± 0,69 mV·s·min⁻¹; p > 0,9999) relativ zu den entsprechenden Basiswerten.

Während der späteren postoperativen Phase (PODs 10–15) wurden keine signifikanten Veränderungen in der Häufigkeit beobachtet (5,55 ± 0,42 vs. 5,41 ± 0,10 Zyklen/min; p > 0,9999), Amplitude (69,33 ± 21,04 vs. 56,33 ± 7,95 μV; p > 0,9999), oder Fläche unter der Kurve (AUC; 9,74 ± 3,87 vs. 9,00 ± 2,71 mV·s·min⁻¹; p > 0,9999) im Vergleich zu den entsprechenden Basiswerten. Zusammen zeigen diese repräsentativen Daten, dass die gemessenen Magenbeweglichkeitsparameter während der gesamten postoperativen Beobachtungsperiode unter den untersuchten Bedingungen stabil blieben.

Magenbeweglichkeit während der Nahrungsaufnahme

Repräsentative Magenmotilitätsaufzeichnungen wurden während der freiwilligen Festnahrungsaufnahme erstellt, um phasenabhängige Veränderungen der Magenbeweglichkeit zu charakterisieren (n = 7; Abbildung 2L–O). Während der aktiven Fütterung sank die Häufigkeit signifikant gegenüber dem prä-prandialen Ausgangspunkt (5,78 ± 0,30 auf 4,44 ± 0,42 μm; gewöhnliche Einweg-ANOVA mit Mehrfachvergleichen, p = 0,0301). Im Gegensatz dazu unterschied sich die Amplitude zwischen der prä-prandialen und der Nahrungsphase nicht signifikant (62,73 ± 3,31 vs. 77,33 ± 15,32 μV; Kruskal–Wallis-Test mit Mehrfachvergleichen, S. > 0,9999). Obwohl der AUC von 7,50 ± 0,61 auf 4,92 ± 0,78 mV·s·min⁻¹ während des Fütterns sank, erreichte der Unterschied keine statistische Signifikans (gewöhnliche Einweg-ANOVA mit Mehrfachvergleichen, p = 0,0611).

Nach Stillstopp stieg die Häufigkeit im Vergleich zur Fütterungsphase signifikant an (5,84 ± 0,27 cpm; p = 0,0230). Ebenso stieg der AUC signifikant von 4,92 ± 0,78 auf 8,01 ± 0,82 mV·s·min⁻¹ (p = 0,0228). Es wurde kein signifikanter Unterschied in der Amplitude zwischen der Ernährungs- und der postprandialen Phase beobachtet (77,33 ± 15,32 vs. 64,17 ± 5,65 μV; S. > 0,9999). Im Vergleich der postprandialen Phase mit dem präprandialen Ausgangspunkt wurden keine signifikanten Unterschiede in Frequenz (p = 0,9908), Amplitude (p > 0,9999) oder AUC (p = 0,8784) festgestellt, was darauf hindeutet, dass die gemessenen Motilitätsparameter während des Beobachtungszeitraums auf das Ausgangsniveau zurückkehrten.

Gastrische histologische Veränderungen

Die histologische Untersuchung des Magengewebes, das auf PODs 7–15 gesammelt wurde, zeigte lokale entzündliche Veränderungen in der Nähe des implantierten Spannungsgauge, darunter milde entzündliche Zellinfiltration, desorganisierte zelluläre Architektur und nukleare Anomalien (Abbildung 2P–S). In den untersuchten Schnitten wurden keine schweren Entzündungen oder umfangreiche Gewebeschäden festgestellt. Diese repräsentativen histologischen Befunde deuten auf lokale Gewebereaktionen an der Einnistungsstelle unter den untersuchten Bedingungen hin.

Abbildung S1. Einrichtung des Ausgangskanals zur Aufzeichnung der rohen Magenmotilität. Repräsentative Screenshot des rohen Magenmotilitätssignals, das in der Datenerfassungssoftware nach analoger Hardware-Filterung mit einem 100-Hz-Tiefpassfilter aufgenommen wurde. Dieser Baseline-Aufzeichnungskanal dient als Eingang für die anschließende digitale Signalverarbeitung und -analyse. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Abbildung S2. Generierung des geglätteten Analysekanals in der Datenerfassungssoftware. Repräsentativer Screenshot, der die Erstellung eines neuen geglätteten Analysekanals mit der Glättungsfunktion in der Datenerfassungssoftware zeigt. Der geglättete Kanal wurde aus der rohen Magenbeweglichkeitsaufzeichnung für die spätere quantitative Analyse erzeugt. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Abbildung S3. Konfiguration von Glättungsparametern in der Datenerfassungssoftware. Repräsentative Screenshots, die die Glättungseinstellungen der Datenerfassungssoftware für die digitale Signalverarbeitung zeigen. Das dreieckige (Bartlett) Glättungsfenster wurde mit einer Fensterbreite von 10 Sekunden gewählt, um Atem- und Bewegungsartefakte abzuschwächen und gleichzeitig den physiologischen Magen-Langsamwellenrhythmus zu erhalten. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Abbildung S4. Auswahl repräsentativer Aufzeichnungsfenster für quantitative Analysen. Repräsentatives Beispiel zeigt die Auswahl eines stabilen 2-minütigen kontinuierlichen Aufzeichnungssegments (grau schattierter Bereich) aus der geglätteten Magenmotilitätsspur für die quantitative Analyse. Aufzeichnungsfenster wurden ausgewählt, um bewegungs- und verhaltensbezogene Artefakte vor der Berechnung der Magenbeweglichkeitsparameter zu minimieren. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Abbildung S5. Quantifizierung der Magenbeweglichkeitsparameter anhand der geglätteten Wellenform. Repräsentative Screenshots der Datenerfassungssoftware Data Pad und der Analyseschnittstelle, die zur Quantifizierung der primären Magenbeweglichkeitsparameter verwendet werden. Die durchschnittliche zyklische Frequenz (Zyklen/min), die durchschnittliche zyklische Amplitude (μV) und die integrierte Fläche unter der Kurve (AUC; mV·s·min⁻¹) wurden aus den ausgewählten geglätteten Aufzeichnungssegmenten berechnet. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Diskussion

Dieses verfeinerte Protokoll bietet einen stabilen, biokompatiblen und reproduzierbaren Ansatz für die Langzeiterfassung der Magenbewegung bei frei bewegenden Mäusen. Ein entscheidender Schritt ist die Herstellung des Silikon-Dehnungsmessers¹⁸, der ein optimiertes Gerät (Gesamtmaße: ~6,0 mm × 8,0 mm; funktionelle Fläche: ~5,0 mm × 5,0 mm) ergibt, das zum murinen Magenantrum passt und gleichzeitig Interferenzen mit Pylorus und Fundus¹⁹ minimiert. Im Vergleich zu herkömmlichen starren Geräten bietet die Verkapselung mit 704 Silikonkautschuk eine überlegene mechanische Anpassung und Elastizität (Verlängerung beim Bruch ≥ 140 %), was es dem Sensor ermöglicht, die Magendehnung während der physiologischen Ernährung zu berücksichtigen und gleichzeitig die Wahrscheinlichkeit von Gerätbruch oder Bewegungseinschränkungen zu verringern. Darüber hinaus wird erwartet, dass die glatte Silikonkapselung die Gewebeadhäsion um das Implantat reduziert und so hilft, die Signalqualität während der Längsaufnahmen zu erhalten. Obwohl eine systematische quantitative Bewertung der postoperativen Adhäsionsbildung und der langfristigen mechanischen Leistungsfähigkeit außerhalb des Umfangs dieser Studie lag, zeigten die chronischen Aufzeichnungen eine stabile Signalqualität und eine anhaltende Sensorsensitivität bis zu 15 Tage nach der Implantation. Die dünne, glatte Silikonbeschichtung dient außerdem als schützende Barriere, die helfen kann, übermäßige Gewebehaftung zu verringern. Dennoch wird eine weitere Langzeitvalidierung mittels quantitativer Adhäsionsbewertung und spezieller mechanischer Leistungstests wichtig sein, um die chronische Geräteleistung vollständig zu charakterisieren. Schließlich minimiert die Integration eines kopfmontierten Steckers mit dem Silikon-Dehnungsmessstreifen das Verdrehen von Kabeln und kaubedingte Schäden und ermöglicht so die Langzeitaufzeichnung der Magenbeweglichkeit bei frei bewegenden Tieren.

Eine wesentliche Änderung dieses Protokolls ist, dass Mäuse bis zur Anästheseinduktion ad libitum den Zugang zur Nahrung behalten. Im Gegensatz zu herkömmlichen gastrointestinalen chirurgischen Protokollen wird präoperatives Fasten weggelassen, da die Magendehnung durch normale Nahrungsaufnahme die Sichtbarkeit der gastrischen Serosenoberfläche erleichtert und das Risiko einer unbeabsichtigten Schleimhautdurchdringung während des Einsetzens der 7-0 serosalen^{Nähte 16,19} verringern kann. Im Gegensatz dazu erhöht der Magenkollaps, der durch längeres Fasten ausgelöst wird, die Geweberedundanz, was die genaue Nahtplatzierung erschweren kann. Für nachfolgende Motilitätsaufnahmesitzungen wird jedoch vor den Basisaufnahmen eine standardisierte Fastenzeit von 12 Stunden eingeführt, um die postprandiale Variabilität^{zu minimieren.}

Eine weitere wichtige Verfahrensänderung ist die Auswahl des Anästhesieregimes. Obwohl die Inhalationsanästhesie bei der Nagetierchirurgie^weit verbreitet ^{ist, erfordert} das hier beschriebene Doppel-Stelle-Verfahren wiederholte Umpositionierung des Tieres und ungehinderten Zugang zum Schädeloperationsfeld zur Platzierung des kopfmontierten Connectors. Die Datenerfassung basiert außerdem auf einer leichten Leine mit einer individuell angepassten Aufzeichnungskammer (Abbildung 1M), die die Tierbewegung im Vergleich zu einer uneingeschränkten Heim-Käfigumgebung einschränken kann. Meile et al. entwickelten ein drahtloses Telemetriesystem für Dehnungsmesser, das in der Lage ist, die gastrointestinale Motilität bei frei bewegenden Ratten aufzuzeichnen²². Allerdings sind die Abmessungen und das Gewicht dieses Telemetriegeräts nicht leicht mit erwachsenen C57BL/6J-Mäusen kompatibel, was seine direkte Anwendung in diesem Modell einschränkt. Folglich stellt die hier beschriebene verdrahtete Konfiguration einen praktischen Ansatz für die Langzeitaufzeichnung der Magenbewegung bei Mäusen dar, während die kontinuierliche Signalaufnahme aufrechterhalten wird. Unter diesen Bedingungen ermöglicht die intraperitoneale Verabreichung von 1,25 % Tribromoethanol einen ungehinderten chirurgischen Zugang während des gesamten Eingriffs. Die Verwendung von 1,25 % Tribromoethanol wird durch die schnelle Einleitung, die zuverlässige chirurgische Anästhesie und die hervorragende Muskelentspannung unterstützt, die für Mikronahte erforderlich sind. Um die chemische Stabilität zu gewährleisten und den Abbau zu minimieren, wurde eine kommerziell hergestellte Arbeitslösung verwendet und bei 4°C vor Licht geschützt gelagert. Obwohl Tribromoethanol bei unsachgemäßer Zubereitung oder Behandlung eine vorübergehende gastrointestinale Hemmung oder Gewebereizung auslösen kann, haben neuere Studien seine Wirksamkeit und Sicherheit unter geeigneten Qualitätskontrollverfahren gezeigt²³. Im Einklang mit diesen Berichten wurden während der vorliegenden Studie keine unerwünschten Ereignisse, einschließlich postoperativer Ileus oder Peritonitis, beobachtet.

Das gegenwärtige Protokoll hat mehrere Einschränkungen. Erstens, obwohl eine repräsentative histologische Untersuchung lokalisierte postoperative Gewebeveränderungen zeigte, beinhaltete die aktuelle Studie keine quantitative Beurteilung von Entzündungsreaktionen oder postoperativen Adhäsionen. Dieses Protokoll wurde hauptsächlich als methodischer Leitfaden für die Herstellung reproduzierbarer Geräte und präzise anatomische Implantation entwickelt, nicht als umfassende pathologische Bewertung. Dementsprechend lagen semiquantitative histologische Bewertungen, blinde pathologische Bewertung und quantitative Bewertung postoperativer Adhäsionen außerhalb des Umfangs der vorliegenden Studie. Dennoch zeigten die repräsentativen Hämatoxylin- und Eosin-gefärbten Schnitte milde, lokalisierte Gewebeveränderungen, die auf die erosale Oberfläche beschränkt waren, ohne Hinweise auf umfangreiche Gewebeschäden in den untersuchten Schnitten. Zukünftige Studien mit quantitativen histologischen Analysen und standardisierter Adhäsionsbewertung werden eine umfassendere Bewertung der Langzeitreaktionen des Gewebes ermöglichen.

Schließlich konzentrierte sich die aktuelle Validierung hauptsächlich auf Aufzeichnungen der Magenbeweglichkeit und histologischen Beobachtungen. Ergänzende physiologische Untersuchungen, darunter Magenentleerung, Ganzdarmtransitzeit und Produktion von Kotpellets, lagen außerhalb des Umfangs dieser ersten Validierungsstudie. Obwohl diese Messungen eine umfassendere Bewertung der gastrointestinalen Funktion liefern würden, deuten die stabilen und rhythmischen Muster der magenspezifischen Kontraktilität während der postoperativen Aufzeichnungsperiode darauf hin, dass das Einnistungsverfahren unter den untersuchten Bedingungen zuverlässige Magenmotilitätsmessungen aufrechterhielt. Dennoch bleibt eine umfassende Bewertung der gesamten gastrointestinalen Funktion anhand dieser komplementären physiologischen Tests eine wichtige Richtung für die zukünftige Validierung dieses chronischen Aufzeichnungsansatzes.

Trotz dieser Einschränkungen erweitert das Protokoll das experimentelle Toolkit zur Langzeitbewertung der Magenbeweglichkeit bei bewussten Mäusen. Die beobachteten basalen gastrischen Frequenzen stimmen mit zuvor berichteten Werten mit den extraluminalen Krafttransducern¹⁹ und serösen elektrophysiologischen Messungen¹⁰ überein, und die repräsentativen, feedassoziierten Veränderungen stimmen mit zuvor beschriebenen physiologischen Reaktionen in Säugetiermodellen überein. Dennoch bleiben die absoluten Werte von Signalamplitude und AUC von experimentellen Variablen abhängig, einschließlich Sensorfertigung, Verstärkungseinstellungen und chirurgischen Implantationsbedingungen, und sollten daher im Kontext jeder experimentellen Einrichtung interpretiert werden. Dieses Protokoll kann für longitudinale Studien zur Magenphysiologie und -erkrankung nützlich sein, einschließlich Modellen funktioneller Dyspepsie, diabetischer Gastroparese und postoperativer Ileus, und kann die Bewertung therapeutischer Interventionen unter bewussten Aufzeichnungsbedingungen erleichtern.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
1% Povidone-Iodine Lösung	Jiangmen Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd., Guangdong, China	500 mL	Hautdesinfektion
1,25% gebrauchsfertige Tribromoethanol-Lösung	Nanjing Aibei Biotechnology Co., Ltd., Jiangsu, China	M2910	Direkter Gebrauch ohne weitere Vorbereitung oder Verdünnung.
2K Autofokus-Kamera	Shenzhen Lvlian Technology Co., Ltd., Guangdong, China	CM717-25442	Verhaltensüberwachung
3% Wasserstoffperoxid-Lösung	Lircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China	100 mL	Schädelvorbereitung
6-0 absorbierbare Nähte mit Nadel	Jinhuan Medical Products Co., Ltd., Shanghai, China	R611	Abdominalmuskel- und Hautverschluss
7-0 nicht-absorbierbare Nähte	Ningbo Chenghe Microscopic Instrument Factory, Zhejiang, China	45/35	Dehnungsmessstreifen-Befestigung
75% Ethanol	Lircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China	500 mL	Instrumenten- und Gerätedesinfektion
Säurefreies Lötflussmittel	Prokit's Industries Co., Ltd., Shanghai, China	8S005	Elektrische Montage
Tier-Mini-Arco-Schnurloser Trimmer	AUX Group Co., Ltd., Zhejiang, China	C6S	Haarentfernung
Basisharz	YAMAHACHI Dental Material Co., Ltd., Jiangsu, China	LSBR-NPS	Schädelfixierung des kopfmontierten Verbinders
Kreisförmige frei bewegliche Aufnahmekammer	Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China	Benutzerdefiniert	Transparenter zylindrischer Plexiglasbehälter (35 cm Durchmesser × 45 cm Höhe) ausgestattet mit einer benutzerdefinierten oberen Aufhängungsplatte (39,5 cm × 10,0 cm) und zwei höhenverstellbaren Stützständern (bis zu 15,5 cm) zum Aufhängen des Kopfsteckers.
Benutzerdefinierte Dehnungsmessstreifen (350 Ω)	Yiyang Heshan District Guangce Electronics Co., Ltd., Hunan, China	Benutzerdefiniert	Basis: 3,6 mm × 3,0 mm; Gitter: 2,0 mm × 1,0 mm; Dicke: 0,06 mm
Feine Schere	RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China	S12003-09	Chirurgische Schere
Einweg-Mikroapplikator	Ouwen Medical Device Technology Co., Ltd., Guangdong, China	Klein	Silikonauftrag
Feedback-kontrollierte elektrische Heizdecke	Nanjing Xin Xiao Yuan Biotech, Jiangsu, China	H-KWDY-III	Aufrechterhaltung der Körpertemperatur während der Operation
GraphPad Prism	GraphPad Software, LLC, MA, USA	Version 10.0	Statistische Analyse
Kopfmontierter Verbinder	Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China	Benutzerdefiniert	Benutzerdefinierte 2 × 3 Pin-Buchse für die Montage der Mauskopfstufe; 1,27 mm Pin-Raster, 0,44 mm Pin-Durchmesser, 4,90 ± 0,25 mm Terminalschwanzabstand; Abmessungen: 4,88 mm × 3,25 mm × 5,32 mm (L × B × H); Isolatorhöhe: 3,80 mm.
Iris-Sezierpinzette	RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China	F12006-10	Gewebesezier
LabChart Professional Software	ADInstruments Ltd., New South Wales, Australien	Version 8.0	Datenerfassung und Signalverarbeitung
Meloxicam-Injektion	Qilu Animal Health Products Co., Ltd., Shandong, China	20 mL	Postoperative Analgesie
Nadelhalter	RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China	F31047-12	Chirurgisches Nähen
Vaselin-Augensalbe	Dechra Pharmaceuticals PLC, Northwich, Großbritannien	17033-211-38	Hornhautschutz während der Narkose
PowerLab 8/35	ADInstruments Ltd., New South Wales, Australien	PL3508	Datenerfassungssystem
Quad-Brücke-Verstärker	ADInstruments Ltd., New South Wales, Australien	FE224	Signalverstärkung
Silikonkautschuk (704 RTV)	Liyang Kangda Co., Ltd., Jiangsu, China	704 RTV	Dehnungsmessstreifenverkapselung
Natriumchlorid-Physiologische Lösung (0,9%)	BBCA Pharmaceutical Co., Ltd., Anhui, China	500 mL	Gerätespülung und Gewebehydratation
Löten	SANKI, Japan	Harz-gekernt, 0,5 mm Durchmesser, 60/40	Elektrische Montage
Lötkolben	HAKKO Corp., Osaka, Japan	FX888D-06BY	Elektrische Montage
Standardfutter	SPF (Beijing) Biotechnology Co., Ltd., Beijing, China	SPF-F02-001	Tierdiät
Sterile Schutzmembran für chirurgische Schnitte	Shanghai Sea Pure Biological Science and Technology Co., Ltd., Shanghai, China	SPU12 (10 cm × 12 cm)	Sterile chirurgische Abdecktuch
Dehnungsmessstreifen-Sensor-Nullpunkt-Einstellbox	Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China	Benutzerdefiniert	Benutzerdefinierte Auswuchtungsbox, die einen 350 Ω-Widerstandskreis, abgestimmt auf die Wheatstone-Brücke, integriert.
Wildtyp C57BL/6J Mäuse	Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd., Beijing, China	SCXK (Beijing) 2021-0011	Männlich; 8 Wochen alt; 25 ± 3 g