Name: Recordings of Neural Circuits Aktivierung in Frei Behaving Tiere (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-07-22T17:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Erfahren Sie die nicht-invasive Aufzeichnung neuronaler und muskulärer Feldpotenziale bei frei beweglichen juvenilen Flusskrebsen. Diese Methode ermöglicht die Synchronisation von Elektrophysiologie und Hochgeschwindigkeitsvideo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Das Bad Aufnahmetechnik wurde zuerst von Fricke (1984) 8 und Beall et al. (1990) 9, um elektrische Felder während tail-Flips generiert messen. Die Technik wurde später modifiziert und verbessert im Labor von Dr. Donald Edwards (Georgia State University) von seinem ehemaligen Doktoranden Dr. Fadi A. Issa und seine ehemaligen Postdoktorand Dr. Jens Herberholz. Weitere Verfeinerungen vorgenommen wurden und neue Forschungsergebnisse Anwendungen im Labor von Dr. Jens Herberholz wurde an der University of Maryland getestet. Ich möchte meinem Kollegen Dr. David Yager, dass Sie mich Nutzung seiner High-Speed-Video-System und meine wissenschaftliche Mitarbeiter David Rotstein und William Liden für die Hilfe bei den Experimenten danken.

Teil 1: Recording Kammer <ol><li> Die Aufnahme Kammer ist eine rechteckige Form und ist von dünnwandigen Glas. Chamber Abmessungen 8,5 cm x 2 cm x 5 cm (Länge x Breite x Höhe) für Tiere von 2,5 bis 3,5 cm Gesamtlänge (gemessen vom Rednerpult zu Telson). Siehe Abb.. 1 für ein Beispiel einer Kammer in unseren Experimenten verwendet. </li><li> Alternativ kann die Aufnahme Kammern aus anderen Materialien (z. B., ungiftig durchsichtigen Kunststoff) hergestellt werden. Chambers Größe kann je nach Versuchsanordnung und Kammern variieren sollte für jede Versuchsreihe angepasst werden. Für beste Ergebnisse sollte Kammer Größe so klein wie möglich, ohne einzuengen Tiere in ihrem natürlichen Verhalten. Als Faustregel gilt, sollte die Länge und Breite der Kammer nicht mehr als drei Mal so groß wie das Tier sein. </li></ol> Teil 2: Bad Elektroden und Massekabel <ol><li> Ein Paar der Aufnahme Elektroden und einer Masseelektrode verwendet werden. Die Elektroden sind aus isoliertem Kupferdraht (26 AWG mit 0,25 mm Isolierung) hergestellt. Ein Ende des Bades Elektroden ist mit einer extrazellulären Verstärker (AM-Systeme 1700, siehe unten) angeschlossen und von 0,5 bis 1,0 mm der Isolierung sind aus den anderen Enden entfernt. Die Erdung wird mit dem Boden des Verstärkers oder einer anderen geerdeten Geräten und 2-3 cm der Isolation verbunden ist vom anderen Ende entfernt. </li><li> Bath Elektroden und Erdungskabel sind an den Innenwänden der Aufnahme Kammer mit ungiftiger Klebstoff befestigt. Recording-Elektroden werden zentral auf beiden kurzen Seiten des Kammer-und einander gegenüber (Abb. 1) positioniert. </li><li> Masseelektrode ist an einer Längsseite der Aufnahme Kammer senkrecht zur Aufnahme Elektroden (Abb. 1) positioniert. </li><li> Kammer ist mit destilliertem Wasser gefüllt. Die besten Ergebnisse werden mit Wasser von hoher Widerstand (~ 18 MOhm) erhalten. </li></ol> Teil 3: Badelektrode Aufnahmen <ol><li> Ausgänge von der Aufnahme Elektroden werden verstärkt (1000x) durch eine extrazelluläre Verstärker (AM-Systeme; Modell 1700). Signal von der Aufnahme Elektroden wird unter Verwendung einer Kombination von niedriger Frequenz (&lt;100 Hz) und Hochfrequenz-cut-offs (&gt; 5 KHz). Signal wird dann an einen Schaltkasten und einer Datenerfassungskarte (National Instruments) angeschlossen. Digitalisierte Daten werden aufgezeichnet, gespeichert und analysiert mit Software zur Datenerfassung (Photron Motion-Tools). </li><li> Alternativ können verstärkte Signal von der Aufnahme Elektroden digitalisiert mit anderen Analog-Digital-Wandlern (zB MDS Analytical Technologies, Digidata 1440) vor digitalisierten Daten, die mit anderen im Handel erhältlichen Software zur Datenerfassung (zB MDS Analytical Technologies, Axoscope). </li></ol> Teil 4: Förderung Sonde <ol><li> Eine anregende Sonde wird von einer Glaspipette (14 cm Länge) mit einem Paar feine Drahtelektroden bestückt. Elektrodenspitzen ausgesetzt sind (0,2 mm) in ein elektronisches Signal, wenn das Tier von der Sonde berührt zu produzieren. Dies erlaubt es, den genauen Zeitpunkt der Stimulation zu messen. </li><li> Ausgänge von stimulierenden Sonde verstärkt (1000x) durch eine extrazelluläre Verstärker (AM-Systeme; Modell 1700). Das Signal wird unter Verwendung einer Kombination von niedriger Frequenz (&lt;100 Hz) und Hochfrequenz-cut-offs (&gt; 5 KHz). Das Signal wird dann an einen Switch-Box und einer Datenerfassungskarte (National Instruments) angeschlossen. Digitalisierte Daten werden aufgezeichnet, gespeichert und analysiert mit Software zur Datenerfassung (Photron Motion-Tools). </li></ol> Teil 5: Video-Aufnahmen <ol><li> Ein High-Speed-Video-Kamera (FastCAM-x 1280 PCI, Photron) steht senkrecht auf der Aufnahme Kammer positioniert, um eine Seitenansicht bieten. Grad der Helligkeit im Inneren der Aufnahme Kammer muss angepasst werden, um optimale Ergebnisse zu erzielen, zB durch einen Schwanenhals Beleuchtung oder andere fokussierbar Lichtquellen liefern. </li><li> High-Speed-Videografie ist kombiniert und synchronisiert mit elektronischen Aufzeichnungen über eine Breakout-Box &amp; Datenerfassungskarte (National Instruments). Verstärkte Signal aus dem Bad Elektroden ist die Breakout-Box und Messkarte mit BNC-Kabel verbunden. Eine externe Hand-Schalter auslösen beginnt die synchronisierte Video-und Datenerfassung. </li></ol> Teil 6: Experimentelle Verfahren <ol><li> Ein einzelnes Tier wird in die Kammer eingeführt und dürfen für 5 Minuten akklimatisieren. Escape-tail-Flips sind durch einzelne Armaturen unterschiedlicher Intensität ausgelöst, um den Kopf oder den Bauch, bzw.. Die Intensität der Armaturen wird durch den Versuchsleiter kontrolliert. Jede Flucht tail-Flip ist mit High-Speed-Video mit einer Bildfrequenz von 1000 m / sec, und Datenpunkte von elektronischen Feldpotentiale aufgezeichnet werden bei 25 kHz aufgezeichnet. Beginn der Bade-und Video-Aufnahme wird durch manuelle Umschaltung auf einen Trigger-Box gestartet. Die Aufnahmezeit ist durch gewählte Bildrate (zB 1000 f / sec = 4 sec gesamte Aufnahmezeit) bestimmt. Post-und Pre-Trigger-Aufnahme Mal gewählt werden. </li><li> Nichte: Badelektrode Aufnahmen sollten einmal für jeden getesteten Spezies nachgewiesen werden durch die Kombination Badelektrode Aufnahmen mit anderen verfügbaren Aufzeichnungen Methoden. In Krebse, kann ein Paar Silber-Elektroden operativ rund um die Bauchmark implantiert werden. Hervorrufenden Reize zu entkommen tail-Flips angewendet und aufgezeichnet werden elektronische Spuren von implantierten Elektroden und Bad verglichen werden kann. </li><li> Escape-tail-Flip Verhalten und entsprechende neuronale Aktivität kann in einer Vielzahl von unterschiedlichen Zusammenhängen erfasst werden, in Reaktion auf visuelle Drohungen zB während Raubtier angreift, oder während der agonistischen Begegnungen zweier Krebse. Chamber Größe, Aufnahmemodus usw. muss entsprechend angepasst werden (siehe Diskussion). </li></ol> Teil 7: Analyse der Daten <ol><li> Einzel-Video-Frames werden mit Hilfe Motion-Tool-Software (Photron). Elektronische Spuren werden zur Art der neuronalen Schaltkreis, der von jedem Reiz aktiviert wurde identifizieren. Video-Daten synchronisiert physiologischen Aufzeichnungen, um die Bewegung des Tieres und der aktivierten neuronalen Schaltkreis zu bestimmen. Jede aktivierte Schaltung erzeugt ein charakteristisches elektronische Signatur (siehe Repräsentative Ergebnisse). </li><li> Latency zwischen Sonde Kontakt und neuronale / muskuläre Reaktion sind für jedes Experiment durch Messung der Verzögerung zwischen dem Einsetzen der Sonde Signal und dem Einsetzen des Signals mit dem Bad Elektroden aufgezeichnet berechnet. </li></ol> Teil 8: Repräsentative Ergebnisse Eine Reihe von einzelnen High-Speed-Video-Frames und die entsprechenden elektrischen Feld-Aufnahmen für die Flucht tail-Flip in Reaktion auf einen taktilen Reiz geliefert auf den Kopf oder Schwanz eines juvenilen Krebsen (Abb. 2). Abb.. 2A: Starke taktilen Reiz auf den Kopf stieß auf ein tail-Flip von der medialen riesigen gesteuert. Die aufgezeichneten spike der riesigen Neuron (Sternchen) und der großen phasischen Ablenkung, die folgt ermöglicht nicht eindeutig Identifizierung der tail-Flip als vermittelt durch riesige Neuronen-Aktivität. Die Rückwärtsbewegung in der Video-Spuren gezeigt bestimmt die Identität der aktivierten neuronalen Schaltkreis (MG). Abb.. 2B: Tail-Flip, vermittelt durch die seitlichen riesigen Schaltung nach einem starken taktilen Reiz war es, den Schwanz angewendet. Nach oben und Vorwärtsbewegung im Video gesehen Spuren zusammen mit dem synchronisiert elektronische Spur zeigt die riesige Spike und das große, phasische Anfangsauslenkung bestimmt die Identität der aktivierten neuronalen Schaltkreis (LG). Abb.. 2C: Tail-Flip von Nicht-Riesen Schaltung gesteuert. Eine allmähliche taktilen Reiz war auf den Thorax des Tieres geliefert. Während die Bewegung auf Video aufgezeichnet nicht zulässt, dass eine eindeutige Identifizierung der aktivierten Schaltung fehlt der elektronischen Erfassung einer riesigen spike und besteht aus viel kleineren Ausschlägen Identifizierung der aktivierten Schaltung (Non-G). Abb.. 3: Latency Messungen für alle drei Arten von Flucht tail-Flips. Die Zeit zwischen Sonde Kontakt und physiologische Reaktion wurde für sieben Tiere gemessen. Riesen-vermittelte tail-Flips sind deutlich hervorgerufen schneller als Nicht-Riesen Schwanz-Flips. <img src="/files/ftp_upload/1297/Fig1.jpg" alt="" /> Abbildung 1: Ein Beispiel für eine Aufnahme Kammer in unseren Experimenten bei Tieren von 2,5-3,5 cm in Gesamtlängen verwendet. Das Bad Elektroden sind an gegenüberliegenden Seiten der Kammer geklebt, während Sie das Erdungskabel an der langen Seite der Kammer angebracht ist und senkrecht zu den Bad-Elektroden. Abbildung 2: Single Video-Frames auf 1000 m / sec und entsprechende elektronische Aufzeichnungen für drei verschiedene Arten der Stimulation aufgezeichnet. <img src="/files/ftp_upload/1297/Fig2A.jpg" alt="" /> A) Eine starke taktile Reiz war, den Kopf des Tieres geliefert und löste eine riesige mediale (MG) ​​vermittelt tail-Flip. Sechs Video-Frames auf der linken Seite angezeigt. Recording Spur von der Sonde verwendet werden, um das Tier berühren ist grau dargestellt, die Anlaufstelle ist durch den schwarzen Pfeil gekennzeichnet. Recording Spur mit dem Bad Elektroden erhalten wird, in blauer Farbe dargestellt. Der Einschub zeigt die kleine Riesenaxon spike, dass die großen phasischen Ausschläge vorausgeht. Graue Balken, um das Video-Frames auf der linken Seite gezeigt, entsprechen. Die erste bemerkenswerte Bewegung der Krebse in den Schwanz trat bei Bild Nr. 3, sieben Millisekunden nach dem Kontakt mit der Sonde. <img src="/files/ftp_upload/1297/Fig2B.jpg" alt="" /> B) Eine starke taktile Reiz war der Schwanz des Tieres geliefert und löste eine seitliche Riese (LG) vermittelt tail-Flip. Sechs Video-Frames auf der linken Seite angezeigt. Recording Spur von der Sonde verwendet werden, um das Tier berühren ist grau dargestellt, die Anlaufstelle ist durch den schwarzen Pfeil gekennzeichnet. Recording-Trace mit den erhaltenenBad Elektroden ist in rot dargestellt. Der Einschub zeigt die kleine Riesenaxon spike, dass die großen phasischen Ausschläge vorausgeht. Graue Balken, um das Video-Frames auf der linken Seite gezeigt, entsprechen. Die erste bemerkenswerte Bewegung der Krebse in den Schwanz trat bei Bild Nr. 3, acht Millisekunden nach dem Kontakt mit der Sonde. <img src="/files/ftp_upload/1297/Fig2C.jpg" alt="" /> C) Eine schwache und schrittweise taktilen Reiz war, den Kopf des Tieres geliefert und löste eine nicht-Riese (Non-G) vermittelt tail-Flip. Acht Video-Frames auf der linken Seite angezeigt. Recording Spur von der Sonde verwendet werden, um das Tier berühren ist grau dargestellt, die Anlaufstelle ist durch den schwarzen Pfeil gekennzeichnet. Recording Spur mit dem Bad Elektroden erhalten wird in schwarz dargestellt. Die Spur fehlt dem Giganten spike Potenzial, die großen anfänglichen Auslenkungen und besteht aus Potentiale viel kleiner Amplitude. Hellgraue Balken, um das Video-Frames auf der linken Seite gezeigt entsprechen. Die erste bemerkenswerte Bewegung der Krebse in den Schwanz trat bei Bild Nr. 6, 115 Millisekunden nach dem ersten Kontakt mit der Sonde. <img src="/files/ftp_upload/1297/Fig3.jpg" alt="" /> Abbildung 3: Response-Latenz-Messungen für sieben verschiedene Tiere beiderlei Geschlechts und ähnlicher Größe (Mittelwert ± Längen STDV: 3,2 cm ± 0,2 cm, aus Rostrums bis Telson gemessen). MG (blauer Balken) und LG (roter Balken) tail-Flips haben deutlich kürzere Reaktionszeiten Latenzen als tail-Flips, vermittelt durch Non-G (schwarze Balken)-Schaltung. Mittelwerte und Standardabweichungen dargestellt. Bars mit dem gleichen Buchstaben unterschieden sich nicht signifikant voneinander (Wilcoxon Signed Rank Test für paarweisen Vergleich, p &lt;0,05).

<ol><li>Herberholz, J., Issa, F. A., Edwards, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterns+of+neural+circuit+activation+and+behavior+during+dominance+hierarchy+formation+in+freely+behaving+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Patterns of neural circuit activation and behavior during dominance hierarchy formation in freely behaving crayfish.</a> J. Neurosci. 21, 2759-2767 (2001).</li>
<li>Herberholz, J., Sen, M. M., Edwards, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Escape+behavior+and+escape+circuit+activation+in+juvenile+crayfish+during+prey-predator+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Escape behavior and escape circuit activation in juvenile crayfish during prey-predator interactions.</a> J. Exp. Biol. 207, 1855-1863 (2004).</li>
<li>Liden, W. H., Herberholz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+neural+responses+of+juvenile+crayfish+to+moving+shadows.J%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Behavioral and neural responses of juvenile crayfish to moving shadows.J.</a> Exp. Biol. 211, 1355-1361 (2008).</li>
<li>Finley, L. A., Macmillan, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+analysis+of+field+potentials+during+different+tailflip+behaviours+in+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Freshw.+Behav.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An analysis of field potentials during different tailflip behaviours in crayfish.</a> Mar. Freshw. Behav. Physiol. 35, 221-234 (2002).</li>
<li>Eaton, R. C., Lee, R. K. K., Foreman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Mauthner+cell+and+other+identified+neurons+of+the+brainstem+escape+network+of+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The Mauthner cell and other identified neurons of the brainstem escape network of fish.</a> Prog. Neurobiol. 63, 467-485 (2001).</li>
<li>Canfield, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Some+voluntary+C-bends+may+be+Mauthner+neuron+initiated%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Some voluntary C-bends may be Mauthner neuron initiated.</a> J. Comp. Physiol. A. 193, 1055-1064 (2007).</li>
<li>Wöhl, S., Schuster, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+predictive+start+of+hunting+archer+fish%3A+a+flexible+and+precise+motor+pattern+performed+with+the+kinematics+of+an+escape+C-start%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">The predictive start of hunting archer fish: a flexible and precise motor pattern performed with the kinematics of an escape C-start.</a> J. Exp. Biol. 210, 311-324 (2007).</li>
<li>Fricke, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+habituation+in+the+crayfish+due+to+selective+weakening+of+electrical+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Development of habituation in the crayfish due to selective weakening of electrical synapses.</a> Brain Res. 322, 139-143 (1984).</li>
<li>Beall, S. P., Langley, D. J., Edwards, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+escape+tailflip+in+crayfish+during+backward+walking+and+the+defense+posture%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Inhibition of escape tailflip in crayfish during backward walking and the defense posture.</a> J. Exp. Biol. 152, 577-582 (1990).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Non-invasive-Aufnahmen von einzelnen Neuronen-Aktivität oder neuronalen Schaltkreis Aktivierung sind schwer zu hemmungsloser Tiere zu erhalten. Die hier beschriebene Methode bietet die Möglichkeit, Muster der neuronalen Aktivierung zugrunde liegenden natürlichen Verhalten zu identifizieren. In der Vergangenheit haben wir erfolgreich diese Technik, um Muster der Aktivität in neuronalen Schaltkreisen entkommen jugendlicher Krebse messen während der Bildung der sozialen Dominanzhierarchien <sup...

recordings of neural circuits aktivierung in frei behaving tiere

Recordings of Neural Circuit Activation in Freely Behaving Animals

Die Beziehung zwischen Muster neuronaler Aktivität und entsprechende Verhaltensänderungen Ausdruck ist schwierig, in hemmungsloser Tiere zu schaffen. Traditionelle nicht-invasive Methoden erfordern zumindest teilweise zurückgehalten Versuchspersonen, und sie nur eine Identifizierung zulassen einer großen Zahl von Neuronen gleichzeitig aktiviert. Auf der anderen Seite können kleine Ensembles von Neuronen oder einzelne Neuronen nur gemessen Single-Cell-Aufnahmen aus weitgehend reduziert Zubereitungen erhalten werden. Da der Ausdruck des natürlichen Verhaltens in zurückhaltender und seziert Tiere begrenzt ist, sind die zugrunde liegenden neuronalen Mechanismen, die solchen Verhalten zu kontrollieren schwer zu identifizieren. Hier präsentiere ich eine nicht-invasive physiologische Technik, die die Messung neuronaler Schaltkreis Aktivierung in frei lebenden Tier erlaubt. Mit einem Paar Drahtelektroden in einem mit Wasser gefüllten Kammer, notieren Sie die Bad Elektroden neuronalen und muskulären Bereich Potenziale durch juvenile Krebse während einer natürlichen oder experimentell hervorgerufenen entkommen Antworten generiert. Der primäre Flucht Reaktionen der Krebse sind durch drei verschiedene Arten von Schwanz-Flips, die die Tiere bewegen sich weg von dem Punkt der Stimulation vermittelt. Jede Art von Schwanz-flip wird von einem eigenen neuronalen Schaltkreis gesteuert, die beiden schnellsten und stärksten entkommen Antworten erfordern die Aktivierung unterschiedlicher Sätze von großer Befehl Neuronen. In Kombination mit Verhaltensbeobachtungen ermöglichen die Badelektrode Aufnahmen eindeutige Identifizierung dieser Neurone und der damit verbundenen neuronalen Schaltkreisen. So Aktivität neuronaler Schaltkreise zugrunde liegenden natürlichen Verhalten kann in hemmungsloser Tieren und in verschiedenen Kontexten Verhaltens gemessen werden.

Nicht-invasive Messungen der neuronalen Aktivitätsmuster in frei lebenden Tier werden durch die Kombination neurophysiologischen Aufnahmen mit hoher Geschwindigkeit Videografie erhalten.

Recordings of Neural Circuits Aktivierung in Frei Behaving Tiere

Die Beziehung zwischen Mustern neuronaler Aktivität und dem entsprechenden Verhaltensausdruck ist bei nicht fixierten Tieren schwer zu etablieren. ...

Zur Ableitung von neuronalen und muskulären Feldpotentialen. Elektronische Aufzeichnungen von einem Paar Bad-Elektroden werden mit Hochgeschwindigkeits-Videografien synchronisiert und auf einem Laptop-Monitor angezeigt. Eine juvenile Krebs wird in ein kleines Aquarium gegeben und fünf Minuten lang zur Akklimatisierung freigegeben.Das Tier wird vom Experimentator mit einer Handsonde berührt, nachdem die Aufnahmen gestartet wurden, und die resultierenden Verhaltens- und physiologischen Reaktionen werden gemessen und anschließend analysiert. Hallo, ich bin Dr. Y. Savaha aus der Abteilung für Psychologie am University of Maryland College Park. Heute werden wir Ihnen ein Verfahren zur nichtinvasiven Ableitung neuronaler und muskulärer Feldpotentiale bei frei beweglichen Tieren zeigen.Wir verwenden dieses Verfahren in unserem Labor, um neuronale Schaltkreise zu identifizieren, die während Fluchtreaktionen bei jungen Flusskrebsen aktiviert werden. Beginnen wir also. Um die Ableitelektroden herzustellen, wird 0,5 bis ein Millimeter Isolierung von einem Ende eines isolierten Kupferdrahts abisoliert.Dieser Vorgang wird an einem zweiten identischen Draht wiederholt, um mit ungiftigem Kleber e

recordings-of-neural-circuit-activation-in-freely-behaving-animals

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Wir beschreiben Methoden zur großflächigen Erfassung von mehreren Einzelgeräten und lokalen Bereich Potential in Nagetieren verhalten mit Silizium-Sonden. Antrieb Fertigung, Sonde Befestigung an der Antriebs-und Sonde Implantation Prozesse sind in ausreichender Details für eine einfache Replikation dargestellt.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

Elektrophysiologische Charakterisierung von neuronalen Antworten ist für das Verständnis der Gehirnfunktion und für das Führen der Anordnung von Farbstoffen für die Ablaufverfolgung Weg wichtig. Allerdings sind viele Studien an narkotisierten Tieren durchgeführt. Um die Hirnfunktion ohne Betäubung zu verstehen, entwickelten wir eine Methode, um neuronale Antwort Eigenschaften zu erfassen und zu injizieren Farbstoffe in wach-Maus.

Die Erstellung eines Awake Mausklick für Aufnahme neuronalen Antworten und Einspeisen von Tracer

Dieses Video zeigt das detaillierte Verfahren zur Vorbereitung einer anästhesierten Ratte für elektrophysiologische Aufzeichnungen der Gehirnaktivität von mehreren Stellen. Die Kopfhaut wird präpariert, um Zugang zum Schädel zu erhalten, und es werden Löcher an präzisen Stellen gebohrt, um Elektroden zu installieren und zu sichern. Wolfram-Mikrodrahtelektroden werden dann an der Zielstelle eingesetzt, um die Daten aufzuzeichnen.

In vivo Elektrophysiologische Aufzeichnungen von Gehirnaktivitäten von mehreren Stellen bei Ratten

Quelle: Moore, J. D., et al. Juxtazelluläre Überwachung und Lokalisierung einzelner Neuronen innerhalb subkortikaler Hirnstrukturen von wachen, kopfgefesselten Ratten. J. Vis. Exp. (2015)Dieses Video zeigt die Methode der juxtazellulären Aufzeichnung und Färbung bei einer gefesselten, wachen Ratte. Das Verfahren beinhaltet die Aufzeichnung von Signalen von Neuronen und die Injektion von Farbstoff, um die Aufnahmestelle genau zu lokalisieren. Diese Technik ermöglicht eine genaue Zuordnung der...

Juxtazelluläre Aufzeichnung und Färbung zur präzisen Kartierung der neuronalen Aktivität bei einer wachen Ratte 

Die Implantation organisiert Arrays von Mikrodrähten für den Einsatz in Single-Unit-elektrophysiologischen Ableitungen präsentiert eine Reihe von technischen Herausforderungen. Verfahren zum Durchführen dieses Verfahrens und die notwendige Ausrüstung beschrieben. Auch ist der wirtschaftliche Einsatz der organisierten Mikroarrays aus unterschiedlichen neuronalen Teilbereiche mit hoher räumlicher Selektivität aufzeichnen diskutiert.

Ein Verfahren für die Implantation von Mikrodrähte Organisierte Arrays für Einzel-Einheit Recordings in Awake, Behaving Tiere

Das Erlernen neuer Stimulus-Antwort-Assoziationen greift in eine Vielzahl von neuronalen Prozesse, die letztlich in wechselnden Spitzenleistung von einzelnen Neuronen reflektiert werden. Hier beschreiben wir eine Verhaltensprotokoll, das für die kontinuierliche Registrierung von Single-Neuronen-Aktivität während Tiere zu erwerben, zu löschen und Wiedererlangung eine konditionierte Reaktion innerhalb eines einzigen experimentellen Sitzung.

Aufnahme von Aktionspotentialen einzelner Neuronen &quot;sich frei zu bewegen Tauben auf drei Stages of Learning

Wir stellen Methoden zur Konstruktion von Elektroden vor, um gleichzeitig extrazelluläre neuronale Aktivität aufzuzeichnen und mehrere neuroaktive Substanzen in der Nähe der Aufzeichnungsstellen bei wachen Mäusen freizusetzen. Diese Technik ermöglicht die detaillierte Analyse mutmaßlicher lokaler synaptischer Eingaben an das interessierende Neuron.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

In dieser Studie wird die Methodik vorgestellt, wie man mehrfache in vivo elektrophysiologische Aufnahmen aus dem hyperdirekten Weg unter Urethananästhesie durchführt.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Ein kabelloses, bidirektionale System für neuronale Mehrkanal-Aufnahmen und Stimulation in Ratten frei Verhalten wird eingeführt. Das System ist leicht und kompakt, so dass nur minimale Auswirkungen auf die Futtersorten Verhaltensrepertoire. Darüber hinaus bietet dieses bidirektionale System ein ausgefeiltes Instrument um kausale Zusammenhänge zwischen Aktivierungsmuster Gehirn und Verhalten zu beurteilen.

Ein kabelloses, bidirektionale Schnittstelle für In Vivo Aufnahme und Stimulation der neuronalen Aktivität in Ratten frei Verhalten

Diese Studie stellt eine Methode für die gleichzeitige Aufzeichnung von lokales Feld Potenziale im Gehirn, EKG, Elektromyogrammen und Signale einer frei beweglichen Ratte zu atmen. Diese Technik, die experimentelle Kosten reduziert und vereinfacht die Analyse der Daten, wird zum Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Gehirn und periphere Organe beitragen.

Gleichzeitige Aufnahmen der kortikalen lokales Feld Potentiale, Elektrokardiogramm, Elektromyogramm und Atemrhythmus aus einem frei beweglichen Ratte

Das Protokoll beschreibt die Methodik der extrazellulären Aufzeichnung im motorischen Kortex (MC), um extrazelluläre elektrophysiologische Eigenschaften in frei beweglichen bewussten Mäusen aufzudecken, sowie die Datenanalyse von lokalen Feldpotentialen (LFPs) und Spikes, die für die Bewertung der neuronalen Netzwerkaktivität nützlich ist, die dem interessierenden Verhalten zugrunde liegt.

Mehrkanalige extrazelluläre Aufzeichnung bei frei beweglichen Mäusen

Erfahren Sie die nicht-invasive Aufzeichnung neuronaler und muskulärer Feldpotenziale bei frei beweglichen juvenilen Flusskrebsen. Diese Methode ermöglicht die Synchronisation von Elektrophysiologie und Hochgeschwindigkeitsvideo.

Recordings of Neural Circuits Aktivierung in Frei Behaving Tiere (Video) | JoVE Journal

/search?query=Analyse%20des%20Verhaltenskontexts

Recordings of Neural Circuits Aktivierung in Frei Behaving Tiere

Weitere Videos entdecken