Name: Mikroinjektion Techniken zur Untersuchung Mitose in der Drosophila melanogaster Syncytial Embryo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-09-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 25 s
Description: Lernen Sie Mikroinjektionstechniken zur Untersuchung der Mitose in Drosophila melanogaster-Syncytial-Embryonen. Diese Methode ermöglicht präzise Manipulationen für die Entwicklungsbiologie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dieses Protokoll wird derzeit in unserem Labor eingesetzt und hat im Laufe der Jahre von vielen Menschen, darunter Dr. David Sharp, Mijung Kwon, Patrizia Sommi, Dhanya Cheerambathur verfeinert. Wir danken Dr. Bill Sullivan (UCSC), die uns mit ausgezeichneten Beratung auf die Manipulation und Mikroinjektion der frühen Drosophila-Embryonen, wenn unsere Arbeit in diesem System, das initiiert wurde (Code 13). Wir danken allen Mitgliedern des Scholey Labor. Unsere Arbeit auf die Mitose in Drosophila wird durch NIH GM55507 unterstützt.

Rezepte: Grape Juice Platten: <ul><li> 5.5g Bacto-Agar </li><li> 14,5 g Dextrose oder Glucose </li><li> 7,15 g Saccharose </li><li> 45 ml Traubensaft-Konzentrat (100% Saft). </li><li> 204,5 ml H 2 0 </li><li> 625 ul 10N NaOH </li></ul> Alle Zutaten mischen und eine Mikrowelle zum Kochen bringen. Fügen Sie 2,8 ml saure Mischung (Säure-Mix: 20,9 ml Propionsäure, 2,1 ml Phosphorsäure, 27 ml H 2 0) Mix und gießen auf 35 mm Petrischalen. Lassen Sie erstarren bei Raumtemperatur für ein oder zwei Tage. Wenn die Platten sind nicht zu früh eingesetzt werden, mit Parafilm versiegeln und halten bei 4 ° C (allow auf RT, bevor Sie ins Gleichgewicht). Hefepaste: Lösen Sie etwa einen Teelöffel Hefe (Sigma YSC2, Hefe aus Saccharomyces cerevisiae Typ II) in Wasser zu einer dicken Paste. Legen Sie eine kleine Menge davon auf jeden Traubensaft Platte kurz vor dem Gebrauch. G-PEM-Puffer: <ul><li> 80 mM Na-Pipes, pH 6,9 </li><li> 1 mM MgCl 2 </li><li> 1 mM EGTA </li><li> 1 mM GTP </li></ul> Injektionspuffer: <ul><li> 150 mM K-Aspartat </li><li> 10 mM K-Phosphat- </li><li> 20 mM Imidazol, pH 7,2 </li></ul> Heptan Kleber: Rollen Sie doppelte Klebeband und in eine 100ml Flasche, ca. 50ml Heptan hinzu, verschließen Sie die Flasche, und Rock für mehrere Tage. Bei der Verwendung von, fügen Heptan, wenn der Kleber ist zu dick. Dehydration Kammer: Werfen Sie einen 100 mm Petrischale, legte ein Teil einer 35-mm-Schale im Inneren zu einem &quot;table&quot; zu machen und stell Drierite (wasserfreies Calciumsulfat) um ihn herum, so dass die Höhe der Drierite nicht höher ist als der &quot;Tisch&quot; und Deckel. Das Deckglas mit Embryonen werden auf dieser &quot;Tabelle&quot; zur Entwässerung werden vor der Injektion gelegt. Es ist eine gute Idee, zumindest einige der angibt, Drierite verwenden und ändern Sie es, wenn es Farbe hat sich geändert. Protokoll: Dieses Protokoll kann die Injektion von praktisch jeder lösliche Reagenz in die Drosophila-Syncytial-Embryo eingesetzt werden: Zum Beispiel, entweder ein fluoreszierendes Protein zur Beobachtung oder ein Zielprotein Hemmer oder beides. Getting alles bereit: 1 .- 2 bis 3 Tage vor Experiment machen Traubensaft Platten und richten Sie legen Käfig: Nimm eine Plastikflasche (6 oz, runder Boden von Applied Scientific Drosophila), schneiden Sie zwei kleine Löcher (ca. 1cm 2) auf gegenüberliegenden Seiten des Flasche füllen und mit einem Baumwolltuch Stück (dies wird damit die Luft flow), tippen Sie auf die Fliegen in die Flasche geben und mit einem Traubensaft Platte. Halten bei 25 ° C (oder Raumtemperatur), sollten fliegt Embryonen für etwa 10 Tage liegen. 2 .- Mindestens ein Tag vor dem Experiment von Nadeln zur Injektion ziehen, verwenden wir einen Kopf Nadel / Pipette Puller Modell 720 und dünnwandigen Glasfasern (World Precision Instruments tw100f). Für die Injektion von fluoreszierenden Tubulin, halten Nadeln bei 4 ° C auf Temperatur-induzierte Polymerisation in der Nadel zu verhindern. Tubulin Vorbereitung: Hinweis: Alle arbeiten mit Tubulin sollte bei 4 ° C, um die Polymerisation zu verhindern. <ol><li> Nehmen gekennzeichnet Tubulin aus der Tiefkühltruhe und legte es auf Eis für 5 bis 15 Minuten. </li><li> Verdünnen mit G-PEM-Puffer (4 bis 10 fach je nach Intensität erforderlich). </li><li> Zentrifuge bei 13k rpm bei 4 ° C für 10-15 Minuten. </li><li> Legen Sie 1 bis 2 ul in Nadel. </li></ol> Antikörper oder chemische Inhibitor: Bereiten Nadeln für Tubulin, mit einer geeigneten Konzentration (dies kann geprüft werden müssen). Der Antikörper kann in Injektionspuffer werden, G-PEM-Puffer oder PBS. Wenn ein anderer Puffer erforderlich ist, wird dieser Puffer müssen als Kontrolle injiziert werden, um sicherzustellen, dass dieser Puffer verursacht keine Schäden am eigenen. Hinweis: Inhibitor und fluoreszierende Tubulin können gemischt und gemeinsam, wenn die Konzentrationen es ermöglichen injiziert. Ansonsten injizieren das fluoreszierende Tubulin und warten 5 bis 10 Minuten vor Injektion des Inhibitors. Bei der Durchführung einer doppelten Einspritzung, mit mehr Embryonen zu starten, da weniger Embryonen in der Regel erholen wird. Embryo-Entnahme: <ol><li> Legen Sie eine neue Traubensaft Platte auf die Gestaltung Käfig. </li><li> Entfernen Sie diese Platte nach einer Stunde, das ist die erste Kollektion des Tages und oft nicht sehr gut. Es kann verworfen werden. </li><li> Ändern Sie den Teller pro Stunde zu sammeln Embryonen für jeweils eine Stunde zu halten. </li></ol> Deckglas Zubereitung: <ol><li> Setzen Sie ein 50 x 22mm Deckglas auf der einen Seite einen Objektträger. Kleben Sie die vier Ecken, um die Folie, damit es nicht zu bewegen. </li><li> Mit einem Wattestäbchen, legte eine Schicht aus Heptan Leim in einer Zeile auf dem Deckglas (der Kleber sollte nicht viskos und sollte in ein paar Sekunden trocknen, sonst fügen Sie mehr Heptan). </li><li> Legen Sie ein StückDoppel-Klebeband auf der Folie auf der Seite des Deckglases. </li></ol> Embryo Zubereitung: Hinweis: Die Embryonen etwa 2 Stunden nach Beginn der Sammlung abgebildet werden sollen, so beginnen die folgenden Schritte ausreichend Zeit, um sie innerhalb dieses Zeitrahmens zu beenden. <ol><li> Mit einem feuchten Pinsel vorsichtig abholen Embryonen aus dem Traubensaft Platte und am Doppel-Klebeband auf dem Objektträger. </li><li> Mit den äußeren Teil der Pinzette, rollen die Embryonen in den Doppel-Klebeband bis zum Chorion (die äußere Membran) bricht. </li><li> Pick-up der Embryo durch ihn sanft über das Chorion dass es auf die Pinzette Stöcken und legen Sie es auf dem Heptan Kleber auf das Deckglas mit der langen Seite des Embryos parallel zur langen Seite des Deckglases. Set up von 10 bis 20 Embryonen in einer Zeile. </li><li> Entfernen Sie das Deckglas und legen Sie sie in die Dehydratisierung Kammer für 3 bis 8 Minuten (dies hängt von der Luftfeuchtigkeit des Raumes und der Menge, die injiziert werden). </li><li> Auf ein Metall-Kammer mit Vakuum-Fett. </li><li> Decken Sie die Embryonen mit Halocarbonöl 700 bis Vermeidung weiterer Austrocknung. Embryonen sind nun bereit für die Injektion. </li></ol> Embryo-Injektion: <ol><li> Finden Sie die Embryonen unter einem 16x Objektiv. </li><li> Bewegen Sie den Embryonen entfernt, und finden Sie die Nadel ohne Verschieben der Fokusebene. </li><li> Zentrieren Sie die Nadel aus und verschieben ihn, ohne es in x oder y-Richtung. </li><li> Wenn die Nadel nicht geöffnet ist, legen Sie die Kante des Deckglases in das Blickfeld, aber nicht dort, wo die Nadel sein wird, und senken Sie die Nadel auf die gleiche Bildebene. Sehr vorsichtig bewegen das Deckglas, bis sie die Nadel Hits und sanft bricht sie zu öffnen. Wenn die Nadel zu öffnen, gehen Sie zu Schritt 5 fort. (Nadeln können mit Flusssäure vor der Befüllung geöffnet werden). </li><li> Legen Sie die Embryonen in Aussicht (aber nicht, wo die Nadel wird), senken Sie die Nadel in die Öl-und vergewissern Sie erhalten schöne Flüssigkeitstropfen von der Nadel. </li><li> Vorsichtig, aber stetig bewegen den Embryo in die Nadel und Injektion ein Tropfen in den Embryo und bewegen Sie den Embryo entfernt. (Oder folgen Sie den Anweisungen Ihres Injektionsgeräts). </li><li> Schließlich wurden die Embryonen injiziert worden, sind sie bereit für die Beobachtung an einem konfokalen Mikroskop. </li></ol> Imaging: Bild der Embryonen auf einem konfokalen Mikroskop mit einer 60 oder 100X Objektiv: Notes: <ol><li> Der zeitliche Abstand auf einer Zeitserie sollte höchstens ein paar Sekunden, da die Mitose in der Embryo ist sehr schnell, je nach den genauen Ablauf zu untersuchen. </li><li> Eine 3D-Serie oder eine einzelne Ebene kann je nach Verfahren von Interesse erworben werden. </li><li> Für schnell wirkende Inhibitoren, hat die Übertragung von Injektion Mikroskop Imaging-Mikroskop, schnell zu sein. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1382/1382fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1: Studium der Mitose in der Drosophila-Syncytial-Embryo. Kernen im frühen Embryo zu unterziehen schnellen Divisionen ohne Zytokinese, während der Zyklen 10 bis 13 Kerne bilden eine Monoschicht an der Hirnrinde. A. Schematische Darstellung des frühen Embryos mit Kernen bei Cortex. Embryo ausdrücken können GFP und / oder RFP markierten Proteine ​​und kann mit anderen markierten Proteine ​​und / oder Inhibitoren mikroinjiziert werden. B. Zeitraffer-Aufnahme von Embryos, die GFP-Tubulin-und RFP-Histon. C. Plot des Pol-Pol-Trennung für Fahrräder 11 , 12 und 13 in einem Wildtyp-Embryo. Spindellänge Exponate Perioden der isometrischen Länge und Perioden der Dehnung, die sehr konstant und reproduzierbar sind. D. Dynamik der Spindel Mikrotubuli. Die Injektion von geringen Konzentration von Rhodamin Tubulin führt zu Flecken von wenigen Tubulin-Untereinheiten, die verwendet werden, um die Dynamik der Mikrotubuli-Studie kann gebildet.

<ol><li>Brust-Mascher, I., Scholey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitotic+spindle+dynamics+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Rev+Cytol%22%5BJournal%5D)">Mitotic spindle dynamics in Drosophila.</a> Int Rev Cytol. 259, 139-172 (2007).</li>
<li>Duffy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GAL4+system+in+Drosophila%3A+a+fly+geneticist%27s+Swiss+army+knife%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife.</a> Genesis. 34, 1-15 (2002).</li>
<li>Morris, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microinjection+methods+for+analyzing+the+functions+of+kinesins+in+early+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Microinjection methods for analyzing the functions of kinesins in early embryos.</a> Methods Mol Biol. 164, 163-172 (2001).</li>
<li>Brust-Mascher, I., Sommi, P., Cheerambathur, D. K., Scholey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinesin-5-dependent+poleward+flux+and+spindle+length+control+in+Drosophila+embryo+mitosis%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Cell%22%5BJournal%5D)">Kinesin-5-dependent poleward flux and spindle length control in Drosophila embryo mitosis.</a> Mol Biol Cell. 20, 1749-1762 (2009).</li>
<li>Brust-Mascher, I., Civelekoglu-Scholey, G., Kwon, M., Mogilner, A., Scholey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Model+for+anaphase+B%3A+role+of+three+mitotic+motors+in+a+switch+from+poleward+flux+to+spindle+elongation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Model for anaphase B: role of three mitotic motors in a switch from poleward flux to spindle elongation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 15938-15943 (2004).</li>
<li>Brust-Mascher, I., Scholey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microtubule+flux+and+sliding+in+mitotic+spindles+of+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Cell%22%5BJournal%5D)">Microtubule flux and sliding in mitotic spindles of Drosophila embryos.</a> Mol Biol Cell. 13, 3967-3975 (2002).</li>
<li>Cheerambathur, D. K., Brust-Mascher, I., Civelekoglu-Scholey, G., Scholey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+partitioning+of+mitotic+kinesin-5+crosslinkers+between+microtubule-bound+and+freely+diffusing+states%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Dynamic partitioning of mitotic kinesin-5 crosslinkers between microtubule-bound and freely diffusing states.</a> J Cell Biol. 182, 421-428 (2008).</li>
<li>Cheerambathur, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+an+anaphase+B+switch%3A+predicted+role+for+a+microtubule+catastrophe+gradient%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of an anaphase B switch: predicted role for a microtubule catastrophe gradient.</a> J Cell Biol. 177, 995-1004 (2007).</li>
<li>Kwon, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+chromokinesin%2C+KLP3A%2C+dives+mitotic+spindle+pole+separation+during+prometaphase+and+anaphase+and+facilitates+chromatid+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Cell%22%5BJournal%5D)">The chromokinesin, KLP3A, dives mitotic spindle pole separation during prometaphase and anaphase and facilitates chromatid motility.</a> Mol Biol Cell. 15, 219-233 (2004).</li>
<li>Sharp, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+coordination+of+three+mitotic+motors+in+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Cell%22%5BJournal%5D)">Functional coordination of three mitotic motors in Drosophila embryos.</a> Mol Biol Cell. 11, 241-253 (2000).</li>
<li>Sharp, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bipolar+kinesin%2C+KLP61F%2C+cross-links+microtubules+within+interpolar+microtubule+bundles+of+Drosophila+embryonic+mitotic+spindles%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The bipolar kinesin, KLP61F, cross-links microtubules within interpolar microtubule bundles of Drosophila embryonic mitotic spindles.</a> J Cell Biol. 144, 125-138 (1999).</li>
<li>Sharp, D. J., Rogers, G. C., Scholey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytoplasmic+dynein+is+required+for+poleward+chromosome+movement+during+mitosis+in+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Cytoplasmic dynein is required for poleward chromosome movement during mitosis in Drosophila embryos.</a> Nat Cell Biol. 2, 922-930 (2000).</li>
<li>Sharp, D. J., Yu, K. R., Sisson, J. C., Sullivan, W., Scholey, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antagonistic+microtubule-sliding+motors+position+mitotic+centrosomes+in+Drosophila+early+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Antagonistic microtubule-sliding motors position mitotic centrosomes in Drosophila early embryos.</a> Nat Cell Biol. 1, 51-54 (1999).</li>
<li>Waterman-Storer, C. M., Desai, A., Bulinski, J. C., Salmon, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+speckle+microscopy%2C+a+method+to+visualize+the+dynamics+of+protein+assemblies+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Fluorescent speckle microscopy, a method to visualize the dynamics of protein assemblies in living cells.</a> Curr Biol. 8, 1227-1230 (1998).</li>
</ol>

Dieses Protokoll ist relativ einfach, aber jeder Schritt der Praxis erfordert, um sicherzustellen, dass die Embryonen nicht beschädigt werden. Sorgfältige Kontrolle Experimente brauchen immer zu tun, um sicherzustellen, dass zuverlässige Ergebnisse zu erhalten werden. Ein guter Weg, dies zu beginnen, ist durch Mikroinjektion Puffer oder Rhodamin Tubulin zu kontrollieren Embryonen, die GFP-Tubulin, um sicherzustellen, dass die Mitose in der Regel durchläuft alle Zyklen bei dem Embryo Oberfläche (Zyklen 10 bis 13). In der...

mikroinjektion techniken zur untersuchung mitose in der drosophila melanogaster syncytial embryo

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung des Drosophila melanogaster-Syncytial-Embryo für das Studium der Mitose 1. Drosophila hat nützliche Genetik mit einem sequenzierten Genoms, und es kann leicht zu pflegen und manipuliert werden. Viele mitotischen Mutanten existieren, und transgenen Fliegen zum Ausdruck funktionaler fluoreszierend (zB GFP) - getaggt mitotischen Proteine ​​wurden und werden generiert. Gezielte Genexpression ist möglich mit dem GAL4/UAS System 2. Die Drosophila frühen Embryo führt mehrere Mitosen sehr schnell (Zellzyklus Dauer ≈ 10 min). Es ist gut für die Bildgebung der Mitose geeignet, da während der Zyklen 10-13, Kerne teilen sich rasch und synchron ohne einzugreifen Zytokinese an der Oberfläche des Embryos in einem einzigen Monoschicht knapp unterhalb der Hirnrinde. Diese sich schnell teilenden Kerne wahrscheinlich die gleichen mitotischen Maschinen wie andere Zellen, aber sie sind auf Geschwindigkeit optimiert; Kontrollpunkt wird allgemein angenommen, um nicht stringent, so dass das Studium der mitotischen Proteine, deren Fehlen würde Zellzyklusarrest in Zellen mit einem starken Checkpoint Ursache . Embryonen, die GFP-markierten Proteinen oder mikroinjiziert mit fluoreszenzmarkierten Proteine ​​können leicht abgebildet werden, um Live-Dynamik (Abb. 1) zu folgen. Darüber hinaus können Embryonen mit Funktions-blockierende Antikörper oder Inhibitoren von spezifischen Proteinen, um den Effekt des Verlustes oder der Störung ihrer Funktion 3-Studie mikroinjiziert werden. Diese Reagenzien können in den Embryo diffuse und erreichte viele Spindeln zu einem Gradienten der Konzentration des Inhibitors, was wiederum in einer Steigung von Mängeln vergleichbar mit einer allelischen Serie von Mutanten. Produzieren Im Idealfall, wenn das Zielprotein fluoreszierend markiert ist, kann die Steigung der Hemmung direkt dargestellt werden 4. Es wird davon ausgegangen, dass die stärksten Phänotyp vergleichbar mit der null-Phänotyp ist, obwohl es schwer ist, formal die Möglichkeit ausschließen, dass die Antikörper können dominanten Effekte in seltenen Fällen so strenge Kontrollen und eine vorsichtige Interpretation haben muss angewendet werden. Weiter entfernt von der Injektionsstelle ist Protein Funktion nur teilweise verloren damit andere Funktionen des Zielproteins sichtbar zu machen.

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung von Mikroinjektion und hochauflösende Bildgebung in der<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Syncytial Embryo Mitose studieren.

Mikroinjektion Techniken zur Untersuchung Mitose in der Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung des syncytialen Embryos von Drosophila melanogaster zur Untersuchung der Mitose. Drosophila verfügt über eine nützliche Genetik mit einem sequenzierten ...

Dieses Verfahren beginnt mit der Sammlung von Embryonen auf frischen Traubensaftplatten über einen Zeitraum von 30 bis 60 Minuten. Nachdem die Platte aus dem Brutschrank entnommen wurde, heben Sie die Embryonen mit einem angefeuchteten Pinsel auf und legen sie auf doppelseitiges Klebeband. Rollen Sie vorsichtig einen Embryo mit einer Hälfte einer Pinzette über das Band, bis das Chorion aufbricht.Nehmen Sie das Embryo auf und legen Sie es vorsichtig auf die Deckglasoberfläche. Überziehen Sie es mit einer Schicht HET-Kleber. Wiederholen Sie dies, bis Sie genügend Embryonen haben.Nach der Dehydrierung sind die Embryonen bereit für die Injektion. Hallo, ich bin Ingrid Bruce Musher aus dem Labor von Dr. Jonathan Sculley in der Abteilung für Molekulare und Zelluläre Biologie an der University of California Davis. Heute zeigen wir Ihnen ein Verfahren zur Mikroinjektion von Drosophila-Syncytial-Embryonen.Wir verwenden dieses Verfahren, um die Rolle von Mikrotubuli und mitotischen Motoren in der Mitose zu untersuchen. Beispielsweise injizieren wir Antikörper oder andere Inhibitoren spezifischer mitotischer Proteine. Durch die Analyse der Wirkung des Inhibitors auf die Mitose können wir die

microinjection-techniques-for-studying-mitosis-drosophila

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Drosophila Blutzellen über die Gesamtheit des sich entwickelnden Embryos zu zerstreuen. Dieses Protokoll zeigt, wie die Montage und Bild dieser Migrationen Verwendung von Embryonen mit fluoreszenzmarkierten Blutzellen.

Live-Bildgebung Drosophila melanogaster Embryonale Hemocyte Migrationen

Das Kinetochor ist, wo der SAC initiiert sein Signal Überwachung der mitotischen Segregation der Schwesterchromatiden. Es wird eine Methode beschrieben, um die Rekrutierung und den Umsatz von einer der Kinetochorproteine ​​und ihre Abstimmung mit dem Chromosom Bewegung visualisieren,...

Studieren mitotischen Checkpoint durch Veranschaulichung Dynamische Kinetochor Protein Verhalten und Chromosome Motion in Lebens-<em&gt; Drosophila</em&gt; Syncytial Embryonen

Aufgrund ihrer Größe und relativ einfachen Organisation sind Drosophila-Ammenzellen ideal für Lebendzell-Bildgebungsstudien geeignet. Dieses Video beschreibt eine Mikroinjektionsmethode für die Verabreichung exogener Verbindungen in die Zellen, und das vorgestellte Protokoll demonstriert das Verfahren mit fluoreszierenden Oligonukleotidsonden, den sogenannten Molecular Beacons (MBs), die zur Visualisierung endogener mRNA-Transkripte verwendet werden.

Mikroinjektion von Drosophila-Ammenzellen: Eine Methode der intrazellulären Verabreichung

Dieses Video beschreibt, wie man Mikroinjektionen durchführt, die Reagenzien in lebende Drosophila-Embryonen einbringen. Forscher können diese Methode nutzen, um exogene Verbindungen wie Nukleinsäuren und Proteine in den frühen Stadien der Embryonalentwicklung einzuführen. Das vorgestellte Protokoll zeigt, wie das Verfahren für die Injektion eines löslichen Reagenzes eingerichtet und durchgeführt wird – hier ein fluoreszierendes Protein für Live-Imaging-Experimente.

Mikroinjektion von lebenden Drosophila-Embryonen: Frühzeitige Abgabe von Reagenzien an den sich entwickelnden Embryo

Wir stellen eine Technik zur Markierung von einzelnen Neuronen im Zentralnervensystem (ZNS)...

Beschriften einzelner Zellen im zentralen Nervensystem<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Hier stellen wir ein Protokoll zur Visualisierung, Detektion, Analyse und Verfolgung des endogenen mRNA-Handels in der lebenden Drosophila melanogaster Eikammer mit molekularen Baken, Spinnscheiben-Konfokalmikroskopie und Open-Source-Analyse vor. software.

Visualisierung und Verfolgung endogenes mRNAs in Live Drosophila melanogaster Eierkammern

Hier wird ein Protokoll zur Mikroinjektion und gleichzeitigen Abbildung mehrerer Drosophila-Embryonen während der embryonalen Entwicklung mit einem plattenbasierten, hochinhaltigen Imager vorgestellt.

Drosophila Embryo Vorbereitung und Mikroinjektion für die Live-Zellmikroskopie mit einem automatisierten High Content Analyzer durchgeführt

Die Kontraktilität von Actomyosin spielt eine wichtige Rolle bei der Zell- und Gewebemorphogenese. Es ist jedoch schwierig, die Actomyosin-Kontraktilität in vivo akut zu manipulieren. Dieses Protokoll beschreibt ein optogenetisches System, das die Rho1-vermittelte Actomyosin-Kontraktilität in Drosophila-Embryonen schnell hemmt und den sofortigen Verlust der Epithelspannung nach der Inaktivierung von Actomyosin in vivo aufdeckt.

Optogenetische Hemmung der Rho1-vermittelten Actomyosin-Kontraktilität gekoppelt mit Messung der Epithelspannung in Drosophila-Embryonen

Dieser Artikel nimmt die phiC31-Integrase-vermittelte Transgenese in Drosophila als Beispiel und stellt ein optimiertes Protokoll für die Mikroinjektion von Embryonen vor, ein entscheidender Schritt für die Entstehung transgener Fliegen.

Mikroinjektion von Embryonen zur Transgenese bei Drosophila

Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Verfügung, um Live-Bildgebung der asymmetrischen Teilung von Keimbahnstammzellen (GSCs) in der ovariellen Nische von Drosophila durchzuführen. Wir verwenden eine transgene Linie, die ubiquitär eine grün fluoreszierende Protein (GFP)-Fusion des Spektrosomproteins Par-1 exprimiert.

Erweiterte Live-Bildgebung von weiblichen Drosophila melanogaster Keimbahn-Stammzellnischen

Diese Protokolle beschreiben, wie die Organisation und Okklusionsfunktion plissierter Septatenübergänge in Kontroll- und mutanten-embryonalem Epithel von Drosophila charakterisiert werden kann.

Immunfärbungs- und Farbstoffpenetrationsexperimente zur Definition von Kern-Plezier-Septaten-Übergangsproteinen in Drosophila-embryonalen Epitheln

Lernen Sie Mikroinjektionstechniken zur Untersuchung der Mitose in Drosophila melanogaster-Syncytial-Embryonen. Diese Methode ermöglicht präzise Manipulationen für die Entwicklungsbiologie.

Mikroinjektion Techniken zur Untersuchung Mitose in der Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Weitere Videos entdecken