Name: Mikroinjektion Techniken zur Untersuchung Mitose in der Drosophila melanogaster Syncytial Embryo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-09-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 25 s
Description: Lernen Sie Mikroinjektionstechniken zur Untersuchung der Mitose in Drosophila melanogaster-Syncytial-Embryonen. Diese Methode ermöglicht präzise Manipulationen für die Entwicklungsbiologie.

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Dieses Protokoll wird derzeit in unserem Labor eingesetzt und hat im Laufe der Jahre von vielen Menschen, darunter Dr. David Sharp, Mijung Kwon, Patrizia Sommi, Dhanya Cheerambathur verfeinert. Wir danken Dr. Bill Sullivan (UCSC), die uns mit ausgezeichneten Beratung auf die Manipulation und Mikroinjektion der frühen Drosophila-Embryonen, wenn unsere Arbeit in diesem System, das initiiert wurde (Code 13). Wir danken allen Mitgliedern des Scholey Labor. Unsere Arbeit auf die Mitose in Drosophila wird durch NIH GM55507 unterstützt.

Rezepte: Grape Juice Platten: <ul><li> 5.5g Bacto-Agar </li><li> 14,5 g Dextrose oder Glucose </li><li> 7,15 g Saccharose </li><li> 45 ml Traubensaft-Konzentrat (100% Saft). </li><li> 204,5 ml H 2 0 </li><li> 625 ul 10N NaOH </li></ul> Alle Zutaten mischen und eine Mikrowelle zum Kochen bringen. Fügen Sie 2,8 ml saure Mischung (Säure-Mix: 20,9 ml Propionsäure, 2,1 ml Phosphorsäure, 27 ml H 2 0) Mix und gießen auf 35 mm Petrischalen. Lassen Sie erstarren bei Raumtemperatur für ein oder zwei Tage. Wenn die Platten sind nicht zu früh eingesetzt werden, mit Parafilm versiegeln und halten bei 4 ° C (allow auf RT, bevor Sie ins Gleichgewicht). Hefepaste: Lösen Sie etwa einen Teelöffel Hefe (Sigma YSC2, Hefe aus Saccharomyces cerevisiae Typ II) in Wasser zu einer dicken Paste. Legen Sie eine kleine Menge davon auf jeden Traubensaft Platte kurz vor dem Gebrauch. G-PEM-Puffer: <ul><li> 80 mM Na-Pipes, pH 6,9 </li><li> 1 mM MgCl 2 </li><li> 1 mM EGTA </li><li> 1 mM GTP </li></ul> Injektionspuffer: <ul><li> 150 mM K-Aspartat </li><li> 10 mM K-Phosphat- </li><li> 20 mM Imidazol, pH 7,2 </li></ul> Heptan Kleber: Rollen Sie doppelte Klebeband und in eine 100ml Flasche, ca. 50ml Heptan hinzu, verschließen Sie die Flasche, und Rock für mehrere Tage. Bei der Verwendung von, fügen Heptan, wenn der Kleber ist zu dick. Dehydration Kammer: Werfen Sie einen 100 mm Petrischale, legte ein Teil einer 35-mm-Schale im Inneren zu einem &quot;table&quot; zu machen und stell Drierite (wasserfreies Calciumsulfat) um ihn herum, so dass die Höhe der Drierite nicht höher ist als der &quot;Tisch&quot; und Deckel. Das Deckglas mit Embryonen werden auf dieser &quot;Tabelle&quot; zur Entwässerung werden vor der Injektion gelegt. Es ist eine gute Idee, zumindest einige der angibt, Drierite verwenden und ändern Sie es, wenn es Farbe hat sich geändert. Protokoll: Dieses Protokoll kann die Injektion von praktisch jeder lösliche Reagenz in die Drosophila-Syncytial-Embryo eingesetzt werden: Zum Beispiel, entweder ein fluoreszierendes Protein zur Beobachtung oder ein Zielprotein Hemmer oder beides. Getting alles bereit: 1 .- 2 bis 3 Tage vor Experiment machen Traubensaft Platten und richten Sie legen Käfig: Nimm eine Plastikflasche (6 oz, runder Boden von Applied Scientific Drosophila), schneiden Sie zwei kleine Löcher (ca. 1cm 2) auf gegenüberliegenden Seiten des Flasche füllen und mit einem Baumwolltuch Stück (dies wird damit die Luft flow), tippen Sie auf die Fliegen in die Flasche geben und mit einem Traubensaft Platte. Halten bei 25 ° C (oder Raumtemperatur), sollten fliegt Embryonen für etwa 10 Tage liegen. 2 .- Mindestens ein Tag vor dem Experiment von Nadeln zur Injektion ziehen, verwenden wir einen Kopf Nadel / Pipette Puller Modell 720 und dünnwandigen Glasfasern (World Precision Instruments tw100f). Für die Injektion von fluoreszierenden Tubulin, halten Nadeln bei 4 ° C auf Temperatur-induzierte Polymerisation in der Nadel zu verhindern. Tubulin Vorbereitung: Hinweis: Alle arbeiten mit Tubulin sollte bei 4 ° C, um die Polymerisation zu verhindern. <ol><li> Nehmen gekennzeichnet Tubulin aus der Tiefkühltruhe und legte es auf Eis für 5 bis 15 Minuten. </li><li> Verdünnen mit G-PEM-Puffer (4 bis 10 fach je nach Intensität erforderlich). </li><li> Zentrifuge bei 13k rpm bei 4 ° C für 10-15 Minuten. </li><li> Legen Sie 1 bis 2 ul in Nadel. </li></ol> Antikörper oder chemische Inhibitor: Bereiten Nadeln für Tubulin, mit einer geeigneten Konzentration (dies kann geprüft werden müssen). Der Antikörper kann in Injektionspuffer werden, G-PEM-Puffer oder PBS. Wenn ein anderer Puffer erforderlich ist, wird dieser Puffer müssen als Kontrolle injiziert werden, um sicherzustellen, dass dieser Puffer verursacht keine Schäden am eigenen. Hinweis: Inhibitor und fluoreszierende Tubulin können gemischt und gemeinsam, wenn die Konzentrationen es ermöglichen injiziert. Ansonsten injizieren das fluoreszierende Tubulin und warten 5 bis 10 Minuten vor Injektion des Inhibitors. Bei der Durchführung einer doppelten Einspritzung, mit mehr Embryonen zu starten, da weniger Embryonen in der Regel erholen wird. Embryo-Entnahme: <ol><li> Legen Sie eine neue Traubensaft Platte auf die Gestaltung Käfig. </li><li> Entfernen Sie diese Platte nach einer Stunde, das ist die erste Kollektion des Tages und oft nicht sehr gut. Es kann verworfen werden. </li><li> Ändern Sie den Teller pro Stunde zu sammeln Embryonen für jeweils eine Stunde zu halten. </li></ol> Deckglas Zubereitung: <ol><li> Setzen Sie ein 50 x 22mm Deckglas auf der einen Seite einen Objektträger. Kleben Sie die vier Ecken, um die Folie, damit es nicht zu bewegen. </li><li> Mit einem Wattestäbchen, legte eine Schicht aus Heptan Leim in einer Zeile auf dem Deckglas (der Kleber sollte nicht viskos und sollte in ein paar Sekunden trocknen, sonst fügen Sie mehr Heptan). </li><li> Legen Sie ein StückDoppel-Klebeband auf der Folie auf der Seite des Deckglases. </li></ol> Embryo Zubereitung: Hinweis: Die Embryonen etwa 2 Stunden nach Beginn der Sammlung abgebildet werden sollen, so beginnen die folgenden Schritte ausreichend Zeit, um sie innerhalb dieses Zeitrahmens zu beenden. <ol><li> Mit einem feuchten Pinsel vorsichtig abholen Embryonen aus dem Traubensaft Platte und am Doppel-Klebeband auf dem Objektträger. </li><li> Mit den äußeren Teil der Pinzette, rollen die Embryonen in den Doppel-Klebeband bis zum Chorion (die äußere Membran) bricht. </li><li> Pick-up der Embryo durch ihn sanft über das Chorion dass es auf die Pinzette Stöcken und legen Sie es auf dem Heptan Kleber auf das Deckglas mit der langen Seite des Embryos parallel zur langen Seite des Deckglases. Set up von 10 bis 20 Embryonen in einer Zeile. </li><li> Entfernen Sie das Deckglas und legen Sie sie in die Dehydratisierung Kammer für 3 bis 8 Minuten (dies hängt von der Luftfeuchtigkeit des Raumes und der Menge, die injiziert werden). </li><li> Auf ein Metall-Kammer mit Vakuum-Fett. </li><li> Decken Sie die Embryonen mit Halocarbonöl 700 bis Vermeidung weiterer Austrocknung. Embryonen sind nun bereit für die Injektion. </li></ol> Embryo-Injektion: <ol><li> Finden Sie die Embryonen unter einem 16x Objektiv. </li><li> Bewegen Sie den Embryonen entfernt, und finden Sie die Nadel ohne Verschieben der Fokusebene. </li><li> Zentrieren Sie die Nadel aus und verschieben ihn, ohne es in x oder y-Richtung. </li><li> Wenn die Nadel nicht geöffnet ist, legen Sie die Kante des Deckglases in das Blickfeld, aber nicht dort, wo die Nadel sein wird, und senken Sie die Nadel auf die gleiche Bildebene. Sehr vorsichtig bewegen das Deckglas, bis sie die Nadel Hits und sanft bricht sie zu öffnen. Wenn die Nadel zu öffnen, gehen Sie zu Schritt 5 fort. (Nadeln können mit Flusssäure vor der Befüllung geöffnet werden). </li><li> Legen Sie die Embryonen in Aussicht (aber nicht, wo die Nadel wird), senken Sie die Nadel in die Öl-und vergewissern Sie erhalten schöne Flüssigkeitstropfen von der Nadel. </li><li> Vorsichtig, aber stetig bewegen den Embryo in die Nadel und Injektion ein Tropfen in den Embryo und bewegen Sie den Embryo entfernt. (Oder folgen Sie den Anweisungen Ihres Injektionsgeräts). </li><li> Schließlich wurden die Embryonen injiziert worden, sind sie bereit für die Beobachtung an einem konfokalen Mikroskop. </li></ol> Imaging: Bild der Embryonen auf einem konfokalen Mikroskop mit einer 60 oder 100X Objektiv: Notes: <ol><li> Der zeitliche Abstand auf einer Zeitserie sollte höchstens ein paar Sekunden, da die Mitose in der Embryo ist sehr schnell, je nach den genauen Ablauf zu untersuchen. </li><li> Eine 3D-Serie oder eine einzelne Ebene kann je nach Verfahren von Interesse erworben werden. </li><li> Für schnell wirkende Inhibitoren, hat die Übertragung von Injektion Mikroskop Imaging-Mikroskop, schnell zu sein. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1382/1382fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1: Studium der Mitose in der Drosophila-Syncytial-Embryo. Kernen im frühen Embryo zu unterziehen schnellen Divisionen ohne Zytokinese, während der Zyklen 10 bis 13 Kerne bilden eine Monoschicht an der Hirnrinde. A. Schematische Darstellung des frühen Embryos mit Kernen bei Cortex. Embryo ausdrücken können GFP und / oder RFP markierten Proteine ​​und kann mit anderen markierten Proteine ​​und / oder Inhibitoren mikroinjiziert werden. B. Zeitraffer-Aufnahme von Embryos, die GFP-Tubulin-und RFP-Histon. C. Plot des Pol-Pol-Trennung für Fahrräder 11 , 12 und 13 in einem Wildtyp-Embryo. Spindellänge Exponate Perioden der isometrischen Länge und Perioden der Dehnung, die sehr konstant und reproduzierbar sind. D. Dynamik der Spindel Mikrotubuli. Die Injektion von geringen Konzentration von Rhodamin Tubulin führt zu Flecken von wenigen Tubulin-Untereinheiten, die verwendet werden, um die Dynamik der Mikrotubuli-Studie kann gebildet.

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</ol>

Dieses Protokoll ist relativ einfach, aber jeder Schritt der Praxis erfordert, um sicherzustellen, dass die Embryonen nicht beschädigt werden. Sorgfältige Kontrolle Experimente brauchen immer zu tun, um sicherzustellen, dass zuverlässige Ergebnisse zu erhalten werden. Ein guter Weg, dies zu beginnen, ist durch Mikroinjektion Puffer oder Rhodamin Tubulin zu kontrollieren Embryonen, die GFP-Tubulin, um sicherzustellen, dass die Mitose in der Regel durchläuft alle Zyklen bei dem Embryo Oberfläche (Zyklen 10 bis 13). In der...

mikroinjektion techniken zur untersuchung mitose in der drosophila melanogaster syncytial embryo

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung des Drosophila melanogaster-Syncytial-Embryo für das Studium der Mitose 1. Drosophila hat nützliche Genetik mit einem sequenzierten Genoms, und es kann leicht zu pflegen und manipuliert werden. Viele mitotischen Mutanten existieren, und transgenen Fliegen zum Ausdruck funktionaler fluoreszierend (zB GFP) - getaggt mitotischen Proteine ​​wurden und werden generiert. Gezielte Genexpression ist möglich mit dem GAL4/UAS System 2. Die Drosophila frühen Embryo führt mehrere Mitosen sehr schnell (Zellzyklus Dauer ≈ 10 min). Es ist gut für die Bildgebung der Mitose geeignet, da während der Zyklen 10-13, Kerne teilen sich rasch und synchron ohne einzugreifen Zytokinese an der Oberfläche des Embryos in einem einzigen Monoschicht knapp unterhalb der Hirnrinde. Diese sich schnell teilenden Kerne wahrscheinlich die gleichen mitotischen Maschinen wie andere Zellen, aber sie sind auf Geschwindigkeit optimiert; Kontrollpunkt wird allgemein angenommen, um nicht stringent, so dass das Studium der mitotischen Proteine, deren Fehlen würde Zellzyklusarrest in Zellen mit einem starken Checkpoint Ursache . Embryonen, die GFP-markierten Proteinen oder mikroinjiziert mit fluoreszenzmarkierten Proteine ​​können leicht abgebildet werden, um Live-Dynamik (Abb. 1) zu folgen. Darüber hinaus können Embryonen mit Funktions-blockierende Antikörper oder Inhibitoren von spezifischen Proteinen, um den Effekt des Verlustes oder der Störung ihrer Funktion 3-Studie mikroinjiziert werden. Diese Reagenzien können in den Embryo diffuse und erreichte viele Spindeln zu einem Gradienten der Konzentration des Inhibitors, was wiederum in einer Steigung von Mängeln vergleichbar mit einer allelischen Serie von Mutanten. Produzieren Im Idealfall, wenn das Zielprotein fluoreszierend markiert ist, kann die Steigung der Hemmung direkt dargestellt werden 4. Es wird davon ausgegangen, dass die stärksten Phänotyp vergleichbar mit der null-Phänotyp ist, obwohl es schwer ist, formal die Möglichkeit ausschließen, dass die Antikörper können dominanten Effekte in seltenen Fällen so strenge Kontrollen und eine vorsichtige Interpretation haben muss angewendet werden. Weiter entfernt von der Injektionsstelle ist Protein Funktion nur teilweise verloren damit andere Funktionen des Zielproteins sichtbar zu machen.

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung von Mikroinjektion und hochauflösende Bildgebung in der<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Syncytial Embryo Mitose studieren.

Mikroinjektion Techniken zur Untersuchung Mitose in der Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung des syncytialen Embryos von Drosophila melanogaster zur Untersuchung der Mitose. Drosophila verfügt über eine nützliche Genetik mit einem sequenzierten ...

Dieses Verfahren beginnt mit der Sammlung von Embryonen auf frischen Traubensaftplatten über einen Zeitraum von 30 bis 60 Minuten. Nachdem die Platte aus dem Brutschrank entnommen wurde, heben Sie die Embryonen mit einem angefeuchteten Pinsel auf und legen sie auf doppelseitiges Klebeband. Rollen Sie vorsichtig einen Embryo mit einer Hälfte einer Pinzette über das Band, bis das Chorion aufbricht.Nehmen Sie das Embryo auf und legen Sie es vorsichtig auf die Deckglasoberfläche. Überziehen Sie es mit einer Schicht HET-Kleber. Wiederholen Sie dies, bis Sie genügend Embryonen haben.Nach der Dehydrierung sind die Embryonen bereit für die Injektion. Hallo, ich bin Ingrid Bruce Musher aus dem Labor von Dr. Jonathan Sculley in der Abteilung für Molekulare und Zelluläre Biologie an der University of California Davis. Heute zeigen wir Ihnen ein Verfahren zur Mikroinjektion von Drosophila-Syncytial-Embryonen.Wir verwenden dieses Verfahren, um die Rolle von Mikrotubuli und mitotischen Motoren in der Mitose zu untersuchen. Beispielsweise injizieren wir Antikörper oder andere Inhibitoren spezifischer mitotischer Proteine. Durch die Analyse der Wirkung des Inhibitors auf die Mitose können wir die Funktion des Zielproteins bestimmen.Beginnen wir also. Um die Vorbereitungen zwei bis drei Tage vor dem Experiment zu starten, richten Sie den Legkäfig ein, indem Sie zwei kleine Löcher von etwa einem Quadratzentimeter auf gegenüberliegenden Seiten einer Plastikflasche ausschneiden. Stopfen Sie die Löcher mit Watte, damit Luft zirkulieren kann.Bringen Sie die Fliegen durch Antippen in die Flasche und bedecken Sie diese anschließend mit einer Traubensaftplatte. Mit Hefe versorgt, werden die Fliegen im Bein-Käfig bei Raumtemperatur bis zu 10 Tage lang Eier legen; dies mindestens einen Tag vor dem Experiment. Ziehen Sie die Nadeln für die Injektion und bewahren Sie sie bei vier Grad Celsius auf.Am Tag des Experiments bereiten Sie die Kapillaren vor und füllen Sie. Nehmen Sie zunächst das markierte Tubulin aus dem Gefrierschrank und stellen Sie es für fünf bis 15 Minuten auf Eis. Verdünnen Sie es anschließend mit GPEM-Puffer und zentrifugieren Sie es dann 10 bis 15 Minuten bei 13.000 U/min und vier Grad Celsius.Laden Sie abschließend ein bis zwei Mikroliter in die Nadel und lagern Sie sie bei vier Grad Celsius, um eine temperaturinduzierte Polymerisation in der Nadel zu verhindern. Vor dem Aufsetzen des Deckgläschens stellen Sie Heptan-Kleber her, indem Sie doppelseitiges Klebeband aufrollen und in eine 100-Milliliter-Flasche geben.Geben Sie etwa 50 Milliliter Heptan hinzu, verschließen Sie die Flasche und schütteln Sie sie mehrere Tage lang. Bevor Sie die Embryonen präparieren, stellen Sie eine Trocknungskammer her, in die die Embryonen vor der Injektion gegeben werden. Legen Sie dazu einen Teil einer 35-Millimeter-Schale in eine 100-Millimeter-Petri-Schale, um einen Tisch zu bilden, und geben Sie rechts Trockenmittel hinzu, und zwar anhydres Calciumsulfat, sodass die Höhe des Trockenmittels nicht höher als die des Tischs ist, und decken Sie ab.Um mit der Vorbereitung der Embryonen zu beginnen, sammeln Sie diese zunächst aus dem See-Käfig, indem Sie die Traubensaftplatte stündlich mit Hefe wechseln; die Embryonen sollten etwa zwei Stunden nach Beginn der Sammlung abgebildet werden. Um den Deckglaser vorzubereiten, legen Sie ihn auf eine Seite eines Mikroskops, befestigen die vier Ecken mit Klebeband, sodass er nicht verrutscht. Tragen Sie mit einem mit Watte versehenen Applikator eine Schicht Heptan-Kleber in einer Linie auf den Deckglaser auf.Der Kleber sollte nicht viskos sein und innerhalb weniger Sekunden trocknen. Falls er zu dickflüssig ist, geben Sie mehr Heptan hinzu. Bringen Sie abschließend ein Stück doppelseitiges Klebeband neben die Deckglasstelle auf den Objektträger an.Rutschen Sie mit einem angefeuchteten Pinsel. Heben Sie die Embryonen vorsichtig von der Traubensaftplatte auf und platzieren Sie sie auf dem doppelten Klebeband auf dem Objektträger. Verwenden Sie anschließend eine Hälfte einer Pinzette, um die Embryonen über das doppelte Klebeband zu rollen, bis das Chorion aufbricht.Nehmen Sie das Embryo vorsichtig auf, indem Sie es über die Corian-Oberfläche rollen, sodass es an der Pinzette haftet, und legen Sie es auf den Heptan-Kleber auf dem Deckglas. Achten Sie darauf, dass die lange Seite des Embryos parallel zur langen Seite des Deckglases liegt. Platzieren Sie 10 bis 20 Embryonen in einer Reihe. Entfernen Sie die Deckglas und legen Sie es für drei bis acht Minuten in die Dehydratisierungskammer. Die Dauer hängt von der lokalen Luftfeuchtigkeit und der Menge ab, die injiziert werden soll. Anschließend legen Sie das Deckglas auf eine Metallkammer mit Vakuumfett.Decken Sie die Embryonen abschließend mit Halocarbon-Öl ab, um weitere Austrocknung zu vermeiden. Die Embryonen sind nun bereit für die Injektion. Suchen Sie zunächst die Embryonen unter einem 16x-Objektiv. Bewegen Sie die Embryonen beiseite und suchen Sie die Nadel, ohne die Fokusebene zu verändern. Zentrieren Sie die Nadel und bewegen Sie sie nach oben, ohne sie in X- oder Y-Richtung zu verschieben. Um die Nadel zu öffnen, bringen Sie die Kante der Deckglasplatte ins Sichtfeld, jedoch nicht an die Stelle, an der sich die Nadel befindet.Senken Sie die Nadel auf dieselbe Fokusebene ab. Bewegen Sie die Deckglas vorsichtig, bis es die Nadel berührt und diese sanft öffnet. Bewegen Sie die Nadel nach oben.Bringen Sie nun die Embryonen in den Sichtbereich. Senken Sie die Nadel in das Öl ab, um sicherzustellen, dass sich saubere Flüssigkeitstropfen an der Nadel bilden. Bewegen Sie den Embryo kontrolliert in Richtung der Nadel, injizieren Sie einen Tropfen in den Embryo und ziehen Sie diesen anschließend wieder zurück.Nachdem alle Embryonen injiziert wurden, können sie mit einem 60- oder 100-fachen Objektiv am konfokalen Mikroskop beobachtet werden. Ein Kontrollembryo sollte wie der in diesem Film gezeigte aussehen. Dies ist ein Embryo, der GFP-Tubulin und RFP-Histon exprimiert und mit einem 100-fachen Objektiv an einem Spinning-Disk-Konfokalmikroskop aufgenommen wurde.Die angezeigte Gesamtzeit beträgt acht Minuten. Diagramme des Abstands von Pol zu Pol sind sehr reproduzierbar und stellen ein zuverlässiges Maß für den Erfolg in Kontrollembryonen dar. Sie sollten wie die hier für die Zyklen 11 bis 13 gezeigten aussehen.In diesem Film ist ein weiteres Kontrollembryo zu sehen. Dieser exprimiert KLP61F-GFP und wurde mit rhodaminmarkiertem Tubulin injiziert. Die Aufnahme erfolgte ebenfalls mit einem 100x-Objektiv an einem Spinning-Disk-Konfokalmikroskop, und die Gesamtaufnahmezeit beträgt sieben Minuten.Dieses Video wurde unmittelbar nach der Mikroinjektion aufgenommen, und der Konzentrationsgradient von rDomine-Tubulin ist zu Beginn des Videos deutlich sichtbar. Diese Embryonen können verwendet werden, um die Hemmung von Klp61F nach Mikroinjektion von Klp61F-Antikörpern zu untersuchen. Man kann den Verlust von Klp61F-GFP von den Spindeln beobachten.Wir haben Ihnen gerade gezeigt, wie man Einschnitt-Embryonen von Drosophila mikroinjiziert. Bei dieser Prozedur ist es wichtig, Kontrollen durchzuführen, zunächst das Injizieren von Puffer oder Rutin allein zu üben und sicherzustellen, dass die Mitose normal durch die zelluläre Phase verläuft. Sobald alle Ihre Injektionen zuverlässig sind und keine Schäden verursachen, können Sie einen Inhibitor injizieren und die Wirkung dieser spezifischen Hemmung untersuchen.Das war's. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

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Das Ziel dieses Protokolls ist es, Rhodamine-konjugiertes Kugelaktin in Drosophila-Embryonen zu injizieren und die intranukleare Aktinstabsmontage nach Hitzestress abzubilden.

Imaging Intranuclear Actin Rods in Live Heat Stressed Drosophila Embryos

Hier wird ein Protokoll zur Mikroinjektion und gleichzeitigen Abbildung mehrerer Drosophila-Embryonen während der embryonalen Entwicklung mit einem plattenbasierten, hochinhaltigen Imager vorgestellt.

Drosophila Embryo Vorbereitung und Mikroinjektion für die Live-Zellmikroskopie mit einem automatisierten High Content Analyzer durchgeführt

Dieser Artikel nimmt die phiC31-Integrase-vermittelte Transgenese in Drosophila als Beispiel und stellt ein optimiertes Protokoll für die Mikroinjektion von Embryonen vor, ein entscheidender Schritt für die Entstehung transgener Fliegen.

Mikroinjektion von Embryonen zur Transgenese bei Drosophila

Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Verfügung, um Live-Bildgebung der asymmetrischen Teilung von Keimbahnstammzellen (GSCs) in der ovariellen Nische von Drosophila durchzuführen. Wir verwenden eine transgene Linie, die ubiquitär eine grün fluoreszierende Protein (GFP)-Fusion des Spektrosomproteins Par-1 exprimiert.

Erweiterte Live-Bildgebung von weiblichen Drosophila melanogaster Keimbahn-Stammzellnischen

Diese Protokolle beschreiben, wie die Organisation und Okklusionsfunktion plissierter Septatenübergänge in Kontroll- und mutanten-embryonalem Epithel von Drosophila charakterisiert werden kann.

Immunfärbungs- und Farbstoffpenetrationsexperimente zur Definition von Kern-Plezier-Septaten-Übergangsproteinen in Drosophila-embryonalen Epitheln

Lernen Sie Mikroinjektionstechniken zur Untersuchung der Mitose in Drosophila melanogaster-Syncytial-Embryonen. Diese Methode ermöglicht präzise Manipulationen für die Entwicklungsbiologie.

Mikroinjektion Techniken zur Untersuchung Mitose in der Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

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