Name: Nichtinvasive In Vivo Small Animal MRI und MRS: Basic Experimentelle Verfahren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 27 s
Description: Lernen Sie nichtinvasive MRI- und MRS-Verfahren für die Neuroforschung an Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Analyse biologischer Prozesse und metabolischer Veränderungen in vivo.

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Diese Studie wurde zum Teil durch NIH / NIBIB R21EB008166 zu DL und NIA AG028455 und NIA AG022385 für DJM unterstützt. Wir danken Dr. James Olson am Fred Hutchinson Cancer Research Center für die Bereitstellung ihrer D282 Tumor-Mäusen.

Teil 1: Magnet Sicherheit Beide MRT und MRS mit einem starken Magnetfeld, dass äußerste Vorsicht erfordert. Zum Beispiel hat der 4,7 T Instrument, das wir für die vorliegende Arbeit verwendet ein Magnetfeld rund 90.000-mal das Erdmagnetfeld. Die hohe magnetische Feld ist immer auf, auch wenn die MR-Scanner nicht benutzt wird. Alle metallischen Gegenstand in Berührung mit einem derart hohen Magnetfeld kommt, wird stark und schnell durch den Magneten angezogen werden. Es ist äußerst gefährlich, wenn eine Versuchsperson oder Betreiber in das Projektil Weg durch einen metallischen Gegenstand fliegen in den Magneten befindet. Deshalb sollte Personal, das MR Experimente darauf achten, alle metallischen Gegenstände aus ihrer Kleidung zu entfernen, bevor sie die Nähe des Gerätes und auch pflegen die Umgebung frei von solchen Objekten. Nähere Informationen über Magnet Sicherheit wird in der Literatur 1 und die folgende Webseite: <a href="http://www.imrser.org/">http://www.imrser.org/</a> . Die Anwesenheit von metallischem Material kann nicht nur zu den genannten Sicherheits-Problem, aber stören experimentellen Ergebnisse durch Induktion Imaging / spektroskopische Artefakte. Das metallische Material präsentieren in der Nähe oder innerhalb der Imaging-Objekt kann das Magnetfeld in der Nähe zu verändern und so zu Artefakten auf aufgenommene Bilder oder erweitern Linienbreite von Spektren. Dementsprechend lassen Geldbörse, Schlüssel, Stifte, etc. außerhalb des Magneten, wenn Sie Tiere Griff für MR Verfahren. Teil 2: In-vivo-MRT der Maus in eine horizontale Bohrung Magnet Tierische Vorbereitung für MRI <ol><li> Alle Tiere sollten von der institutionellen Pflege der Tiere und die Nutzung Ausschuss (IACUC) vor dem Ausführen von Arten der Behandlung der Tiere genehmigt werden. </li><li> Wir verwenden verdampft Isofluran, Tiere für MRI Experimente zu betäuben. Anästhesie der Tiere können durch andere Anästhetika, wie Avertin (2,2,2-Tribromethanol oder FSME) und einem Cocktail von Ketamin und Xylazin erreicht werden. Dosierung Informationen der einzelnen Betäubungsmittel ist in Tabelle 1 zu finden. </li><li> Linie eine Induktion Kammer mit Kunststoff-Backed Saugkissen (blau-Pad oder Futter). Legen Sie eine Maus (oder mehrere Mäuse für Multi-Maus-imaging) bei der Induktion Kammer. </li><li> Stellen Sie den Durchfluss der Isofluran Verdampfer auf 0,8 1,5 L / min. Dann passen Sie die Isofluran-Verdampfer bis 4% für etwa 2 3 Minuten. </li><li> Nach dem Erreichen der operativen Ebene der Anästhesie (dh keine Spur Prise response), statt mit der Maus auf ein Tier-Halter mit seiner Nase in einem Nasenkonus (oder Maske) eingefügt. Ein Kopf restrainer können für Kopf-Bildgebung verwendet werden und ein Körper Halter kann für Körper Bildgebung verwendet werden. </li><li> Tierhaltung eingesetzt werden, um mögliche Bewegung zu verhindern: Es gibt mehrere Arten von kommerziellen Inhaber. Außerdem kann ein kundenspezifisches Halter hergestellt werden, um speziellen Anforderungen eines Versuchsaufbaus unterzubringen. Für eine maßgeschneiderte Halter, vergewissern Sie sich, um nur nicht magnetischem Material zu verwenden. </li><li> Während der Bildgebung Zeit, stellen Sie den Durchflussmesser 0,4 0,8 mL / min und reduzieren die Isofluran-Verdampfer bis 1,2 1,5%. Das ausgeatmete Gas aus der Maus Nasenkonus wird durch eine Pumpe gesammelt und entfernt in eine in-house Vakuum. </li><li> Die Augen des Tieres wird feucht gehalten mit einer sterilen Auge Schmier-Salbe sein. Das Tier wird bei 35-37 ° C während des Experiments in einem warmen Wasserkreislauf gehalten werden. Andere Arten von Wärmequelle wie beheizte Pads und warme Luft in die Radiofrequenz-(RF)-Spule durchgebrannt verwendet werden. </li><li> Ein Tier Monitoring-System ist vorhanden, um die Körpertemperatur, Atmung / Herzzyklus zu überwachen und zu synchronisieren Atmung / Herz-Gating mit Bildaufnahmen. </li><li> Ein Standard-Probe von Agarose hergestellt wird neben dem Tier abrupt Signaländerung Monitor platziert. Diese Standard-Agar-Probe ist besonders nützlich für Multi-Slice-und Multi-Zeit-Punkt Bildgebung. Wenn eine unerwartete Signaländerung in einem Stück aus den aufgenommenen Bildern erkannt wird, kann die Scheibe mit dem unerwarteten Signaländerung beseitigt werden. Darüber hinaus können ihre Signalintensitäten anhand des Signals ändert die Standard-Probe während der post-Bildanalyse eingestellt werden. </li><li> Nach sichere Platzierung der Tier-und Monitoring-Komponenten auf der Tierhalter, Position der Tierhalter in der Mitte einer HF-Spule. </li><li> Bewegen Sie den HF-Spule um den Magneten Raum und legen Sie die HF-Spule in das warme Wasser Kreislauf-System innerhalb des Magneten platziert. Abbildung 2 zeigt mehrere Komponenten eines MRT-Scanners von der Vorderseite des Magneten beobachtet Bohrung. </li></ol> MRI-Experiment <ol><li> Tune die HF-Spule, die 1 H-Resonanzfrequenz und entsprechen der charakteristischen Impedanz der Spule 50 Ohm mit dem Tuning Panel in den MR-Scanner. Dies ist, um optimale Bedingungen der Signalempfang zu erreichen. Die meisten Menschen MRI-Scanner benötigen keinen separaten Prozess von tune / Spiel außerin MRS Verfahren. </li><li> Führen Sie eine Shim-Prozess mit einem einzigen Impulsfolge. Eine MR-Signal setzt auf die Umwelt Magnetfeldhomogenität. Die shimming Verfahren ermöglicht das Magnetfeld in der Region von Interesse zu sein so homogen wie möglich. Jedes MR-Scanner verfügt über einen eigenen Weg, um die Shim-Prozess, einschließlich der automatischen schnell shimming Prozesse wie schnell Karte und Gradientenshimmen durchzuführen. </li><li> Optimieren Sie die HF-Pulses durch die Maximierung eindimensionales Bild Profil. HF-Pulses Befugnisse angeordnet, während die Pulsdauer konstant und eine ausreichend lange TR (recycle Verzögerung), dass etwa 3 ist - 5x die T 1 des Gewebes. </li><li> Erwerben Sie scout Bilder in drei orthogonalen Richtungen, um eine axiale, koronale und sagittale Bilder zu erstellen. Eine schnelle Bildaufnahme-Sequenz (dh Gradientenecho oder schnelle Spin-Echo-Bildgebung Sequenz) kann der Scout Bilder zu erwerben. Die aufgenommenen Bilder werden verwendet, um für die eigentliche Bildgebung mit der Bestimmung der Bildebenen zu planen. </li><li> Wechseln Sie auf Spin-Echo-Sequenz. Wählen der richtigen Reihenfolge Parametern: TR (recycle Verzögerung) sollten drei vor fünf Mal das Gewebe T 1 bis völlig entspannt Bilder wie Protonendichte oder T 2-gewichteten Bilder zu erwerben. TE (Echozeit) ist die Zeitdauer zwischen der ersten HF-Puls und dem Zentrum von echo-Signal. Ein TE-Wert kann je nach den Bildkontrast, wie in Tabelle 2 zusammengefasst ausgewählt werden. Abbildung 2 zeigt in vivo Bilder mit unterschiedlichen entspannende Wirkung von T 1, T 2 und T 2 * für eine Nacktmaus mit einer Xenograft Tumor auf dem Rücken erworben. </li><li> T 2-Messungen können durchgeführt entweder mit multiecho Bildgebung oder einzelne Echo-Bildgebung mit mehreren TE-Werte sein. </li><li> Im Anschluss an die MRI / MRS in vivo Experiment sollten die Tiere während des Recovery-Prozess überwacht werden. Nach der MR-Bildgebung werden die Tiere aus der HF-Spule aufgenommen und überwacht werden, um vollständige Genesung zu gewährleisten, wenn sie den Käfig zurück. Der Wärmeverlust ist bei narkotisierten Mäusen schnell. Halten Sie die Tiere warme durch Abdecken mit Gaze-Pads oder Handtüchern und / oder die Bereitstellung einer Wärmequelle bis die Tiere aus der Narkose gewonnen werden. </li></ol> Image Processing <ol><li> Bewertung aufgenommenen Bilder auf dem MR-Konsole und von ausgewählten Daten an ein Post-Processing Computer. </li><li> Wir verwenden in der Regel ImageJ ( <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a> ) zur Analyse von Bildern. Die Bildanalyse umfasst Bildskalierung /-Filterung, Berechnung von T 1, T 2 und Diffusion, Tumorvolumen Messungen und Segmentierung von Tumoren. </li></ol> Teil 3. In Vivo MRS für Mouse Hinterlauf Skelettmuskulatur in eine vertikale Bohrung Magnet Bau der Manschette zur Induktion Reversible Ischämie <ol><li> Beginnen Sie mit einem Stück PVC-Rohr, dass etwa 5-7 mm breit mit einer ID von 12-15 mm ist. Bohren Sie ein kleines Loch durch die Wand von diesem Stück und Faden. </li><li> Schneiden Sie ein Stück Ballon so dass es an beiden Enden offen ist (Helium Ballons Qualität der Arbeit am besten). Legen Sie dieses Stück durch die PVC Stück und wickeln sich wieder um und Bandenden zusammen an der Außenwand des PVC Stück. </li><li> Verwenden Sie Schrumpffolie, um den Ballon Dichtung endet um das Rohr. Sie sollten über eine Manschette mit einem festen Außenwand und einem aufblasbaren Innenwand. </li><li> Schneiden Sie eine Fläche von Schrumpf-und Ballon rund um die Gewindebohrung, wobei darauf zu viel Material zwischen dem Loch und der Kante des PVC Stück verlassen. Themen ein 1,5 cm großes Stück NE-Metallen (zB Messing) in das Loch in der PVC. Damit können Sie die Manschette aufzublasen. Seal Bereich mit 5 Minuten Epoxy. </li><li> Fix diese Manschette in Platz neben dem HF-Spule in der MRS-Sonde und eine Verbindung zu einem externen Blutdruckmessgerät. </li></ol> Benutzerdefinierte Atmung überwachen <ol><li> Wir verwenden eine maßgeschneiderte Atmung überwachen, dass kompatibel gemacht werden mit dem begrenzten Raum und den Zugang zu der Bohrung des Magneten wird. Mehrere kommerzielle Modelle sind ebenfalls erhältlich. </li><li> Tie ein kleiner Ballon am Ende der Strecke beständig Schlauch in die Sonde zugeführt. </li><li> Schließen Sie das andere Ende des Schlauchs an einen Druckwandler. </li><li> Seien Sie sicher, dass die Linie und Ballon sind frei von Luftblasen. Die Blasen werden dämpfen das Signal von der Kompression des Ballons durch die Bewegung der Maus Körper durch Atmung verursacht. </li></ol> Mauspositionierung in MRS Probe <ol><li> Anesthetize die Maus mit 5% Avertin (0,010 ml / g Körpergewicht). </li><li> Nach dem Erreichen der operativen Ebene der Anästhesie, positionieren Sie den Mauszeiger in der MRS-Sonde, indem Sie die Maus auf den Rücken der Maus unterstützen. Legen Sie die mit Flüssigkeit gefüllten Ballon auf der Bauchseite der Maus und befestigen Sie mit Maus-Unterstützung Trägern. </li><li> Position der Maus und Körper zu unterstützen in der MRS-Sonde. </li><li> Ziehen Sie eine Hinterbein durch die ischämische Manschette und MRS-Spule. Das Bein sollte in der Spule als mu zentriert werdench wie möglich. Diese Anordnung erlaubt die Maus Körper horizontal in eine vertikale Bohrung Magneten positioniert werden (Abbildung 3). </li><li> Fix Bein statt durch Abkleben Fuß zu starren Träger. </li><li> Legen Thermoelement subkutan in Hinterlauf außerhalb der Region durch die Spule abgetastet. </li><li> Befeuchten der Augen mit dem Auge Schmier-Salbe auf die Augen vor dem Austrocknen zu verhindern. Cover Maus Augen und Gesicht zu reiben oder Reizung von der Wand der Sonde zu verhindern. </li><li> Sonstige Überwachungs-Sonden können hinzugefügt je nach den spezifischen Bedürfnissen des Experiments werden. </li></ol> Einrichten MRS Experiment <ol><li> Connect Luftstrom zum Heizelement auf dem MRS-Sonde. </li><li> Setzen Sie die Variable Temperatur-Regeleinheit auf VNMR Software Bein Temperatur bei 35-37 ° C zu halten </li><li> Tune Spule Frequenz und Impedanz Spiel mit dem Tuning Panel in der MRS-Software für 1 H und 31 P-Resonanzen. </li><li> Passen shimming Schaltungen, um die Homogenität der B1 Magnetfeld in der Region von Interesse mittels 1 H-Spektroskopie zu optimieren. </li><li> Wechseln Sie zu 31 P Frequenz des HF-Pulses Breite zu ermitteln, um maximale Signal von einem Free Induction Decay (FID) (90 ° Zeit) zu erhalten. </li><li> Sammeln hohes Signal-Rausch völlig entspannt Spektren (FRS), um die Verhältnisse von anorganischem Phosphat (P i) und Phosphokreatin (PCr) zum ATP bestimmen, unter völlig entspannt Bedingungen. Diese Spektren werden gesammelt, indem die 90 °-Zeit mit der Zeit zwischen FID Akquisitionen (TR) von ca. 5x die T 1 von PCr (20 sek. Bei 7 T). Diese werden für die Quantifizierung von PCR und P i Ebenen von MR-Spektren verwendet werden. </li></ol> Ischämische Experiment <ol><li> Eine einfache ischämischen Störung ermöglicht die Bestimmung von Ruhe-und maximale mitochondrialen ATP-Produktion durch die Messung von Veränderungen in Phosphokreatin während und unmittelbar nach Ischämie. </li><li> Set-up-Array auf mehrere Spektren sammeln mit Hilfe eines 45 ° Pulsbreite (dh 0,5 x 90 ° Zeit) und eine TR von 0.5x der T 1 (~ 1,5 sek.). Wir sammeln in der Regel 4 FIDs für jeden Spektren (Anzahl der Mittelung (na) = 4 in VNMR Software) für eine zeitliche Auflösung von etwa 6 Sekunden. Diese zeitliche Auflösung ist ausreichend, um genau zu bestimmen, Ruhe-und maximale mitochondrialen ATP-Produktion. </li><li> Sammeln Sie ruhen Spektren für ca. 5 Minuten. </li><li> Induce Ischämie durch Aufpumpen der Manschette um 270-300 mmHg für 10-12 Minuten. </li><li> Lassen Sie die Manschette und sammeln Recovery-Spektren für 5 Minuten. </li><li> Entfernen Sie die Sonde aus Magneten und der Maus von der Sonde. Lassen Sie die Maus, um aus der Narkose unter geeigneten Bedingungen zu erholen. Experimente können an den folgenden Tagen wiederholt werden. Nach der letzten Spektroskopie Experiment Maus Beinmuskeln werden entfernt und sofort eingespannt Einfrieren in flüssigem N 2 für die Analyse der ATP-Konzentrationen durch HPLC. </li></ol> Data Analysis <ol><li> Die Daten werden analysiert offline mit einem von mehreren Spektralanalyse Programme für NMR-Spektren. Unser Labor verwendet in der Regel fit zu Standard 2 und jMRUI (http://www.mrui.uab.es/mrui/mrui_Overview.shtml) zur Quantifizierung der Peakflächen. </li><li> Initial PCr Abbauraten während einer Ischämie sind ein Maß für die mitochondriale ATP-Produktion unter normoxischen Bedingungen wie in mehreren Zeitungen 3-5 beschrieben. PCr Verwertungsquoten können verwendet werden, um die maximale Kapazität für mitochondriale ATP-Produktion auf dem Ansatz zu bestimmen zuvor beschriebenen 4,6 sein. </li></ol> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1592/1592fig1.jpg"><img border="0" src="/files/ftp_upload/1592/1592fig1tmb.jpg" alt="Abbildung 1" /></a> Abbildung 1. In-vivo-MRI-Setup von der Vorderseite des Magneten angesehen Bohrung. Das Setup besteht aus einem HF-Spule, Tier-Erwärmung (oder warmem Wasser Kreislauf-System) und Steigung einzufügen. Alle diese Komponenten sind in einer horizontalen Magneten eingesetzt. Warmes Wasser wird in einem Wasser-Reservoir außerhalb des Magneten Raum erwärmt und in das Tier Erwärmung System über eine Tygon Schlauch (grünes Band). Nach Umlauf in den Zylinder wird Wasser aus der Erwärmung System zurück zum Stausee gezogen, um beheizt werden. Ein Isofluran Rohr-und Vakuumröhrenkollektoren werden verwendet, um Mäuse während der MRT-Untersuchungen zu betäuben. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1592/1592fig2.jpg"><img border="0" src="/files/ftp_upload/1592/1592fig2tmb.jpg" alt="Abbildung 2" /></a> Abbildung 2 In-vivo-Bilder für eine Nacktmaus mit Xenograft Tumor (Tumor D282) auf dem Rücken (Pfeil) mit unterschiedlichen entspannende Wirkung:. A. T 1 gewogen Bild (TR / TE = 500/14.2ms). B. T 2 gewogen Bild (TR / TE = 2s/40ms). Sowohl T 1 und T 2-gewichteten Bilder wurden durch Spin-Echo-Sequenz erworben. C. T 2-Karte mit 4 Sets von Bildern unterschied erworben verarbeitetschiedenen TE-Werte im Bereich von 20 bis 80 ms. D. T 2 * wog Bild (TR / TE = 180/7.39ms, Flipwinkel = 20 °) durch Gradienten-Echo-Sequenz erworben. Sehfeld von 35 x 35 mm 2 ist für alle MR-Bildern. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1592/1592fig3.jpg"><img border="0" src="/files/ftp_upload/1592/1592fig3tmb.jpg" alt="Abbildung 3" /></a> Abbildung 3. Illustration der Maus in horizontaler Körper-Halter mit Bein positioniert in HF-Spule befestigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1592/1592fig4.jpg"><img border="0" src="/files/ftp_upload/1592/1592fig4tmb.jpg" alt="Abbildung 4" /></a> Abbildung 4. In-vivo-31 P-Spektren durch eine Ischämie Reperfusion Zyklus. Die Daten wurden auf einem 7 T vertikale Bohrung Magnet und mit einer 20 Hz-Filter exponentiell erweitert gesammelt. TR = 1, na = 4, alle 20 Spektren aufgezeichnet. Tabelle 1. Dosierung des Narkosemittels für Maus MRI / MRS. <table border="1" cellspacing="0" cellpadding="0"><tbody><tr><td> Tier Spezies </td><td> Narkose Agent </td><td> Dosis (Mg / kg für injizierbare) </td><td> Route </td></tr><tr><td> Maus </td><td> Isofluran-Gas </td><td> 4,0% für 2-3 min (Induktion), dann 1,2 bis 1,5% kontinuierlich (Instandhaltung) </td><td> Inhalative über Nasenkonus </td></tr><tr><td> Maus </td><td> Avertin </td><td> 5%, 10ml/kg Körpergewicht </td><td> intraperitoneal (IP) </td></tr><tr><td> Maus </td><td> Ketamin / Xylazin </td><td> 100 mg / kg und 10 mg / kg </td><td> IP </td></tr></tbody></table> Tabelle 2. Bild mit Entspannung Gewichtungen <table border="1" cellspacing="0" cellpadding="0"><tbody><tr><td> Bild Gewichtung </td><td> TR (recycle Verzögerung) </td><td> TE (Echozeit) </td></tr><tr><td> T1 </td><td> Short (kürzer als T1) </td><td> Short (kürzer als T2) </td></tr><tr><td> T2 </td><td> Lange (3 ~ 5 mal T1) </td><td> Long (rund T2) </td></tr><tr><td> PD (Protonendichte) </td><td> Lange (3 ~ 5 mal T1) </td><td> Short (kürzer als T2) </td></tr></tbody></table> T1: Spin-Gitter-Relaxationszeit (oder longitudinale Relaxation) Zeit T2: Spin Spin-Relaxationszeit (oder transversale Relaxation) Zeit

<ol><li>Stecco, A., Saponaro, A., Carriero, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+safety+issues+in+magnetic+resonance+imaging%3A+state+of+the+art%5BTitle%5D)+AND+%22Radiol+Med%22%5BJournal%5D)">Patient safety issues in magnetic resonance imaging: state of the art.</a> Radiol Med. 112, 491-491 (2007).</li>
<li>Heineman, F. W., Eng, J., Berkowitz, B. A., Balaban, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NMR+spectral+analysis+of+kinetic+data+using+natural+lineshapes%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">NMR spectral analysis of kinetic data using natural lineshapes.</a> Magn Reson Med. 13, 490-490 (1990).</li>
<li>Amara, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+function+in+vivo%3A+spectroscopy+provides+window+on+cellular+energetics%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial function in vivo: spectroscopy provides window on cellular energetics.</a> Methods. 46, 312-312 (2008).</li>
<li>Blei, M. L., Conley, K. E., Kushmerick, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separate+measures+of+ATP+utilization+and+recovery+in+human+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Separate measures of ATP utilization and recovery in human skeletal muscle.</a> J Physiol. 465, 203-203 (1993).</li>
<li>Marcinek, D. J., Schenkman, K. A., Ciesielski, W. A., Conley, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+coupling+in+vivo+in+mouse+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial coupling in vivo in mouse skeletal muscle.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 286, C457-C457 (2004).</li>
<li>Paganini, A. T., Foley, J. M., Meyer, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linear+dependence+of+muscle+phosphocreatine+kinetics+on+oxidative+capacity%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Linear dependence of muscle phosphocreatine kinetics on oxidative capacity.</a> Am J Physiol. 272, 501-501 (1997).</li>
<li>Sun, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+MRI+detection+of+gliomas+by+chlorotoxin-conjugated+superparamagnetic+nanoprobes%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">In vivo MRI detection of gliomas by chlorotoxin-conjugated superparamagnetic nanoprobes.</a> Small. 4, 495-495 (2008).</li>
<li>Marcinek, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+mitochondrial+coupling+in+vivo+alters+cellular+energetics+in+aged+mouse+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Reduced mitochondrial coupling in vivo alters cellular energetics in aged mouse skeletal muscle.</a> J Physiol. 569, 467-467 (2005).</li>
</ol>

Die vor der Übernahme Schritte tune / Spiel und Shim sind entscheidend für die hohe räumliche Auflösung und ein hohes Signal-Rausch-Verhältnis (SNR) zu erwerben. Es ist auch wichtig, um Tier-Bedingungen mit einem Tier Monitoring-System zu einer stabilen physiologischen Zustand der Tiere zu halten während Signalmittelungen mit humane Behandlung der Tiere zu erfüllen und mögliche Artefakt-Messungen zu verhindern überwachen. Die Verfahren in das Protokoll erklärt werden können modifiziert werden, um zusätzliche Information...

<table><tbody><tr><td>Inova 200 MR-Scanner/4,7 T</td><td>Varian Inc., Agilent</td><td></td><td>Wird für MRT von Mäusen verwendet</td></tr><tr><td>Inova 300 NMR-Spektrometer/7 T</td><td>Varian Inc., Agilent</td><td></td><td>Wird für MRS von murinem Skelettmuskel verwendet</td></tr></tbody></table>

nichtinvasive in vivo small animal mri und mrs: basic experimentelle verfahren

Noninvasive In Vivo Small Animal MRI and MRS: Basic Experimental Procedures

Kleintier-Magnet-Resonanz-(MR-) Forschung als ein wichtiges Element der modernen biomedizinischen Forschung aufgrund ihrer nicht-invasive Natur und den Reichtum der biologischen Informationen, die sie bietet entstanden. MR benötigt keine ionisierende Strahlung und kann nicht-invasiv eine höhere Auflösung und bessere Signal-Rausch-Verhältnis im Vergleich zu anderen tomographischen oder spektroskopischen Modalitäten. In diesem Protokoll werden wir uns auf kleine Tier MR-Bildgebung und MR-Spektroskopie (MRI / MRS) Fokus auf nicht-invasiv zu erwerben Entspannung gewichteten<sup&gt; 1</sup&gt; H Bilder von Maus und zu erhalten<sup&gt; 31</sup&gt; P-Spektren der Maus Muskel. Diese Arbeit wird nicht versucht, jeden Aspekt des Kleintier-MRT / MRS decken, sondern eine Einführung in grundlegende Verfahren der Maus MRI / MRS Experimente. Das Hauptziel dieser Arbeit ist es Forschern der grundlegenden Verfahren für informieren<em&gt; In vivo</em&gt; MR-Experimente auf kleine Tiere. Das Ziel ist ein besseres Verständnis der grundlegenden experimentellen Verfahren bereitzustellen, um den Forschern neu auf dem MR-Feld besser planen für Nicht-MR-Komponenten ihres Studiums, so dass beide MR-und Nicht-MR Verfahren nahtlos integriert sind.

Diese Arbeit beschreibt die grundlegenden Verfahren der nichtinvasiven Kleintier-MRT und MRS<em&gt; In vivo</em&gt;.

Nichtinvasive In Vivo Small Animal MRI und MRS: Basic Experimentelle Verfahren

Die Magnetresonanztomographie (MRT) an Kleintieren hat sich aufgrund ihres nicht-invasiven Charakters und der ... als ein wichtiges Element der modernen biomedizinischen Forschung herausgestellt.

Zur Durchführung dieses Experiments wird eine anästhetisierte Maus auf einen Tierhalter platziert, der anschließend in eine Hochfrequenz- oder RF-Spule eingesetzt wird. Vor einem MRT- oder MRS-Experiment wird die RF-Spule dann auf die Resonanzfrequenz abgestimmt und an die charakteristische Impedanz von 50 Ohm angepasst. Danach erfolgt die MRT- oder MRS-Aufnahme nach Optimierung der Pulssequenz, und abschließend werden die Bilder oder Spektren mithilfe von Analyseprogrammen ausgewertet.Hallo, ich bin Dawn Lee vom R-Forschungslabor der Abteilung für Radiologie an der University of Washington. Und ich bin David Senek, ebenfalls vom R-Forschungslabor sowie von den Abteilungen für Radiologie und Bioingenieurwesen an der University of Washington. Heute zeigen wir Ihnen ein Verfahren zur magnetischen Resonanzbildgebung und zur magnetischen Resonanzspektroskopie bei Mäusen.In unserem Labor verwenden wir diese Verfahren, um Maus-Tumormodelle, Muskeldystrophie und Muskelstoffwechsel zu untersuchen. Beginnen wir also. Dieses Protokoll soll nicht jeden Aspekt der MRT-MRS an kleinen Tieren abdecken, sondern vielmehr die grundlegenden Verfahren von MRT-MRS-Experimenten an Mäusen einführen.Das Ziel besteht darin, ein besseres Verständnis grundlegender Verfahren für in-vivo-MR-Experimente an kleinen Tieren zu vermitteln, sodass Forscher, die neu im MR-Bereich sind, die nicht zu MR gehörenden Komponenten ihrer Studien besser planen können. Am Ende könnten sowohl MR- als auch nicht-MR-Verfahren nahtlos integriert werden. Um die Vorbereitungen für das Magnetresonanztomographie- oder MRT-Experiment zu beginnen, platzieren Sie eine mit Isofluran anästhesierte Maus auf einem Tierhalter, wobei ihre Nase in eine Nasenkappe eingeführt wird.Ein Kopfhalter kann für die Bildgebung des Kopfes verwendet werden und ein K&ouml;rperhalter kann f&uuml;r die Bildgebung des K&ouml;rpers verwendet werden. Halten Sie die Augen des Tieres feucht. Mit steriler Augenschmiercreme.Das Tier sollte während des Experiments in einem Warmwasserkreislaufsystem bei 35 bis 37 Grad Celsius gehalten werden. Ein Tierüberwachungssystem dient sowohl der Überwachung von Körpertemperatur, Atmung und Herzzyklus als auch der Synchronisierung von Atem- und Herzzyklus-Gating mit den Bildaufnahmen. Als Nächstes platzieren Sie eine Standard-Agro-Probe neben dem Tier, um plötzliche Signaländerungen zu überwachen.Diese Standard-Agrarprobe ist besonders nützlich für die Bildgebung mit mehreren Schnitten und Zeitpunkten. Wenn eine unerwartete Signaländerung in einem Schnitt der aufgenommenen Bilder erkannt wird, kann der Schnitt ausgeschlossen werden. Sobald das Tier sicher fixiert ist und alle Überwachungskomponenten angebracht sind, positionieren Sie den Tierhalter in der Mitte einer Hochfrequenz- oder RF-Spule.Bewegen Sie die HF-Spule in den Magnetraum und schieben Sie sie in das im Magnet installierte Warmwasserkreislaufsystem. Beginnen Sie nun mit der MRT-Datenaufnahme. Während der Bildgebungsphase stellen Sie den Durchflussmesser auf 0,4 bis 0,8 Milliliter pro Minute ein und reduzieren Sie den Isofluranverdampfer auf 1,2 bis 1,5 %. Das abgeatmete Gas aus der Nasenkappe der Maus wird über eine eigene Vakuumleitung abgesaugt.Um die Signalempfindlichkeit zu optimieren, stimmen Sie die HF-Spule auf die Resonanzfrequenz des Protons H-1 ab und passen Sie die charakteristische Impedanz der Spule an 50 Ohm an. Bei Verwendung des Abstimmfelds im MR-Scanner erfordern die meisten MRT-Geräte für Menschen keinen separaten Abgleichvorgang, mit Ausnahme von MRS-Verfahren. Beginnen Sie das Shimmen mit einer einzelnen Pulsssequenz.Der Shimming-Prozess optimiert die Homogenität des Magnetfelds im interessierenden Bereich. Jeder Scanner verfügt über eine eigene Methode zur Durchführung des Shimming-Prozesses, einschließlich automatischer schneller Shimming-Verfahren wie Fast-Map- und Gradienten-Shimming. Sobald das Shimming abgeschlossen ist, optimieren Sie den HF-Impuls.Durch Maximierung des eindimensionalen Bildprofils können die Leistungen der HF-Pulse variiert werden, während die Pulslänge konstant bleibt und eine ausreichend lange Warte- oder Wiederanregungsverzögerung beibehalten wird. Die TR sollte ungefähr das Dreifache bis Fünffache der T1-Relaxationszeit des Gewebes betragen; zur Erstellung axialer, koronarer und sagittaler Bilder sollten Abtastbilder entlang dreier orthogonaler Orientierungen aufgenommen werden.Eine schnelle Bildakquisitionsequenz kann zur Aufnahme der Scout-Bilder verwendet werden. Die aufgenommenen Bilder dienen zur Planung der eigentlichen Bildgebung und zur Bestimmung der Bildgebungsebenen. Während der eigentlichen Bildgebung wird eine Spin-Echo-Sequenz verwendet.Die zwei Messungen können entweder mithilfe der Multi-Echo-Bildgebung oder der Einzel-Echo-Bildgebung mit mehreren T-Werten durchgeführt werden. Nach Abschluss des MRT-Experiments betrachten wir nun die in-vivo-Magnetresonanzspektroskopie oder MRS am Skelettmuskel der Hintergliedmaße der Maus, insbesondere die ruhende und maximale mitochondriale ATP-Produktion. Diese kann bestimmt werden, indem mit Hilfe der MRS die Änderungen des Phosphokreatins während und unmittelbar nach einer Ischämie gemessen werden.Beginnen Sie mit dem Bau einer Manschette zur Induktion einer reversiblen Ischämie. Verwenden Sie ein Stück PVC-Rohr, das etwa fünf bis sieben Millimeter breit ist und einen Innendurchmesser von 12 bis 15 Millimetern aufweist. Bohren Sie ein kleines Loch durch die Wand und schneiden Sie ein Stück eines Ballons so zu, dass es an beiden Enden offen ist.Helium-Qualitätsballons funktionieren am besten. Führen Sie dieses Teil durch das PVC-Stück und wickeln Sie es zurück. Kleben Sie die Enden an der Außenwand des PVC-Stücks zusammen.Als Nächstes verwenden Sie Schrumpffolie, um die Ballonenden um die Röhre herum abzudichten. Sie sollten eine Manschette mit einer festen Außenwand und einer aufblasbaren Innenwand erhalten. Schneiden Sie einen Bereich der Schrumpffolie und des Ballons um das Gewindebohrloch herum aus.Stellen Sie sicher, dass ausreichend Material zwischen dem Loch und der Kante des PVC-Stücks verbleibt, und führen Sie ein 1,5 Zentimeter langes Stück aus nichtmagnetischem Metall in das Loch im PVC ein. Dadurch können Sie die Manschette aufpumpen. Versiegeln Sie die Stelle mit 5-Minuten-Epoxidharz. Befestigen Sie nun die Manschette neben der HF-Spule in der MRS-Sonde und verbinden Sie sie mit einem externen Signalmanschettenmanometer. Positionieren Sie nun eine anästhesierte Maus in der MRS-Sonde, indem Sie sie mit dem Gesicht nach oben auf die Mausunterlage legen.Platzieren Sie den mit Flüssigkeit gefüllten Ballon auf der Bauchseite der Maus und sichern Sie ihn mit den Mausstützgurten. Setzen Sie die Maus mit der Körperstütze in die MRT-Sonde ein. Führen Sie ein Hintergliedmaß durch die ischämische Manschette und die MRT-Spule.Das Bein sollte so gut wie möglich in der Spule zentriert werden. Diese Anordnung ermöglicht es, den Körper des Tieres horizontal auszurichten. Im Inneren eines Vertikalmagneten mit Bohrung wird der Probenträger in den Magneten eingebracht, abgestimmt, angepasst und shimmiert, um das MRS-Signal-zu-Rausch-Verhältnis zu optimieren, wie bereits für die MRT beschrieben; bei der MRS wird jedoch der HF-Impuls optimiert, indem die Spektralamplitude maximiert wird.Verwenden Sie nun P 31 MRS, um Spektren mit hohem Signal-Rausch-Verhältnis und vollständiger Relaxation oder FRS zu sammeln, um die Verhältnisse von anorganischem Phosphat und Phosphokreatin zu einem TP unter vollständig relaxierten Bedingungen zu bestimmen. Um ein ischämisches Experiment durchzuführen, sammeln Sie zunächst etwa fünf Minuten lang die Ruhe-Spektren. Induzieren Sie nun eine Ischämie, indem Sie den Manschettendruck auf 270 bis 300 Millimeter Quecksilber für 10 bis 12 Minuten erhöhen.Lösen Sie die Manschette und sammeln Sie die Erholungsspektren fünf Minuten lang. Die Experimente können an darauf folgenden Tagen wiederholt werden. Nun zeigen wir einige repräsentative Ergebnisse der in-vivo-MRT und MRS.Die Nacktmaus weist ein Xenotransplantat eines D 2 82 Gehirntumors auf dem Rücken auf und wurde mithilfe einer konventionellen Spin-Echo-Sequenz mit unterschiedlichen Relaxationseffekten abgebildet. Auf dem T1-gewichteten Bild erscheint der Tumor mit einer ähnlichen Intensität wie das angrenzende Gewebe. Auf dem entsprechenden T2-Bild hingegen wird der Tumor als hyperintense Region deutlich sichtbar. Mithilfe der Multi-Echo-Aufnahme kann eine T2-Karte berechnet werden, die quantitative Informationen über die T2-Variation im Körper des Tieres enthält. Regionale T2-Veränderungen im Tumorbereich können longitudinal auf dem überlagerten Bild verfolgt werden. Hier ist ein vollständig relaxiertes 31P-MR-Spektrum einer hinteren Extremität einer Maus dargestellt.Dieses Spektrum stellt 16 summierte FIS dar. Die Reihenfolge der Peaks von links nach rechts repräsentiert die folgenden Muskelmetaboliten: anorganisches Phosphat Pi, Phospho, Kreatin, PCR und die Phosphate von ATP Gamma, Alpha und Beta. P-31-MRS-Spektren, die während des dynamischen Ischämie-Reperfusionsexperiments aufgezeichnet wurden, sind dargestellt. Während der Ischämie nimmt PCR ab und PI zu. Die Abnahmerate von PCR während der Ischämie entspricht der ruhenden mitochondrialen ATP-Produktion.Die PCR-Erholung nach Ischämie kann zur Berechnung der maximalen mitochondrialen ATP-Produktion verwendet werden. Wir haben Ihnen soeben gezeigt, wie man In-vivo-Mausbilder aufnimmt und den In-vivo-Muskelstoffwechsel der Maus mittels Magnetresonanzspektroskopie und Magnetresonanztomographie misst. Für die MRS haben wir eine spezielle HF-Sonde konstruiert, die es ermöglicht, den Mauskörper in einer horizontalen Position innerhalb eines Vertikalmagneten zu halten.Daher können diese Experimente an jedem Vertikalsystem mit großem Durchmesser durchgeführt werden. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, die optimale Bedingungen zu beachten, wie beispielsweise eine bessere Abstimmung und Anpassung der HF-Spule sowie eine Verbesserung der Magnetfeldhomogenität. Außerdem ist es wichtig, den Zustand des Tieres mit einem Tierüberwachungssystem zu überwachen, um einen stabilen physiologischen Zustand des Tieres aufrechtzuerhalten und mögliche artefaktbehaftete Messungen zu vermeiden.Das war's. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

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Forschung

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Biologie

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