Name: Eine reversible, nicht-invasive Methode für Airway Resistance-Messungen und bronchoalveolären Lavage Sampling in Mäuse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-04-13T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 58 s
Description: Lernen Sie eine reversible Intubationsmethode zur Messung der Atemwegsresistenz und bronchoalveolären Lavage bei Mäusen. Diese Technik ermöglicht wiederholte Atemwegsuntersuchungen in der Atemphysiologie.

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Wir danken Herrn Dr. W. Mintzer für den Vorschlag, Fiberoptik orotracheale Intubation durchzuführen. Unterstützt von Zuschüssen U19AI070973, R01AI057696, K02HL75243 und R01HL082487 von den National Institutes of Health.

<ol><li>Hamelmann, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+measurement+of+airway+responsiveness+in+allergic+mice+using+barometric+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Noninvasive measurement of airway responsiveness in allergic mice using barometric plethysmography.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156, 766-775 (1997).</li>
<li>Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unrestrained+plethysmography+is+an+unreliable+measure+of+airway+responsiveness+in+BALB%2Fc+and+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice.</a> J. Appl. Physiol. 97, 286-292 (2004).</li>
<li>Bates, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+and+misuse+of+penh+in+animal+models+of+lung+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">The use and misuse of penh in animal models of lung disease.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 31, 373-374 (2004).</li>
<li>Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reevaluation+of+the+validity+of+unrestrained+plethysmography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice.</a> J. Appl. Physiol. 93, 1198-1207 (2002).</li>
<li>Grunig, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Requirement+for+IL-13+independently+of+IL-4+in+experimental+asthma%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Requirement for IL-13 independently of IL-4 in experimental asthma.</a> Science. 282, 2261-2263 (1998).</li>
<li>Corry, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Requirements+for+allergen-induced+airway+hyperreactivity+in+T+and+B+cell-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Med%22%5BJournal%5D)">Requirements for allergen-induced airway hyperreactivity in T and B cell-deficient mice.</a> Mol. Med. 4, 344-355 (1998).</li>
<li>Corry, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin+4%2C+but+not+interleukin+5+or+eosinophils%2C+is+required+in+a+murine+model+of+acute+airway+hyperreactivity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Interleukin 4, but not interleukin 5 or eosinophils, is required in a murine model of acute airway hyperreactivity.</a> J. Exp. Med. 183, 109-117 (1996).</li>
<li>Amdur, M. O., Mead, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanics+of+respiration+in+unanesthetized+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mechanics of respiration in unanesthetized guinea pigs.</a> Am J Physiol. 192, 364-368 (1958).</li>
</ol>

Die Studie von Asthma und verschiedenen anderen Atemwegs-obstruktiven, stellt eine aktive und wachsende Gebiet der biomedizinischen Forschung. Ein wichtiger Bestandteil der Asthma-experimentelle Forschung ist die Fähigkeit, Veränderungen der Atemwege Größe unter verschiedenen Bedingungen zu messen. Übermäßige Verengung der Atemwege in Reaktion auf provokative Herausforderung, eine kanonische Funktion von Asthma und Lungenerkrankungen und eine Eigenschaft der Atemwege bezeichnet Atemwegshyperreaktivität, ist ein wichtige...

Airway Physiologie Messsoftware (Rescomp) wurde speziell vorbereitet (Millennium Premier Group; 415-519-4371). Daten wurden unter Verwendung eines PC-Arbeitsplatzes unter Windows XP mit einem Pentium III-Prozessor (Intel, Inc. Santa Clara, CA) und einem 17-poligen analogen zum digitalen Signal-Konverter (National Instruments, # PC-LPM16) ausgestattet. Ein kleines Tier Atemwege Physiologie Workstation wurde speziell zusammengestellt (Millennium Premier-Gruppe) mit kommerziell erhältlichen Drucksensoren (Teil # TRD5700 und TRD4510), Vorverstärker-Module (Teil # MAX2270), Fahrwerk (Teil # MAX1320, alle aus Buxco, Inc. Wilmington, NC ) und ein maßgeschneidertes kleines Tier Plethysmographen. 0,5 mm Außendurchmesser Glasfaser-Gewinde, verbunden mit der Lichtquelle (Cole Palmer Illuminator, 41722-Serie) Ventilator (Harvard Apparatus Maus Ventilator, # 687) 10 mm, 27ga Nadel (BD Biosciences, cat. Nr. 309602) Wärmelampe 1 ml Spritze (BD Biosciences, cat. Nr. 305109) 4 Klammern (Pony 3200 Federklammer) 0,5 mm externen Draht zur Intubation Guide Hämazytometer Superfrost / plus Objektträger (Fisher Katze. Nr. 12-550-15) Shandon Filter Cards (Thermo Katze. Nr. 5991022) Differential Zelle schieben Fleck (Fisher Katze. Nr. 122911) Lichtmikroskop (Leica) Cytospin 3 (Shandon) 20 GA, 1,25 Zoll PROTECTIV intravenösen Kathetern (Smith Medical) 0,5 mm Polymer Optical Fiber (Edmund Optics # NT02-532).

eine reversible, nicht-invasive methode für airway resistance-messungen und bronchoalveolären lavage sampling in mäuse

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway Hyperreaktivität (AHR) Messungen und Lavage (BAL) Flüssigkeit Probenahme sind unerlässlich, um experimentelle Asthma-Modellen, sondern wiederholte Verfahren auf diese Messungen in der gleichen Tier zu erhalten sind in der Regel nicht möglich. Hier zeigen wir, Protokolle für die Gewinnung von Mäusen wiederholten Messungen von AHR und Bronchalveolarlavages flüssigen Proben. Die Mäuse wurden intranasal sieben Mal mehr als 14 Tage in Frage gestellt mit einem potenten Allergen oder Schein behandelt. Vor der ersten Herausforderung, und innerhalb von 24 Stunden nach jeder intranasalen Challenge wurden die gleichen Tiere narkotisiert, intubiert und mündlich mechanisch belüftet. AHR, durch den Vergleich Dosis-Wirkungs-Kurven der Atemwege Widerstand (RRS) durch Erhöhung intravenösen Dosen von Acetylcholin (Ach)-Chlorid zwischen Schein und Allergen-induzierte herausgefordert Tiere beurteilt, bestimmt. Danach, und über die gleiche Intubation wurde die linke Lunge gespült, so dass Differential Aufzählung der Atemwege Zellen durchgeführt werden konnte. Diese Studien zeigen, dass wiederholte Messungen der AHR und BAL-Flüssigkeit Abholmöglichkeit sind aus dem gleichen Tiere und die maximale Atemwegshyperreaktivität und Atemwege Eosinophilie sind innerhalb von 7-10 Tagen nach Beginn Allergen-Provokation erreicht. Diese neue Technik reduziert die Anzahl der Mäuse für die Längs-Experimente benötigt und ist für diverse Nagetierarten, Krankheitsmodelle und Atemwege Physiologie Instrumente.

Wiederholte Messungen von Nagetier Atemfunktion und Probenahme von Atemwegs Entzündungszellen sind wünschenswert, aber in der Regel nicht möglich. Hier beschreiben wir eine wiederholbare Methode für oral Intubation Mäuse, wiederholte Messungen der Atemwege Hyperreaktivität und die Entnahme von Atemwegs-inflammatorischen Zellen ermöglicht.

Eine reversible, nicht-invasive Methode für Airway Resistance-Messungen und bronchoalveolären Lavage Sampling in Mäuse

Messungen der Atemwegshyperreaktivität (AHR) und die Entnahme von bronchoalveolärer Lavageflüssigkeit (BAL) sind für experimentelle Asthramodelle essenziell, jedoch sind wiederholte ...

Vor Beginn dieses Verfahrens werden die Tiere mit Tomate intraperitoneal anästhesiert. Anschließend werden sie auf einen Tisch gelegt, und ein Katheter mit 20 Gauge wird oral in die Luftröhre eingeführt. Die intubierten Mäuse werden an ein mechanisches Beatmungsgerät angeschlossen, und eine intravenöse Leitung wird in der Schwanzvene gelegt.Die Mäuse werden anschließend in eine an zwei Druckmessumformer angeschlossene Nagetier-SIGGRAPH eingeschlossen. Die Elektronik ermöglicht die kontinuierliche Messung des Widerstands des Atemsystems während einer Acetylcholin-Belastung. Nach dem Trennen des Beatmungsgeräts und der intravenösen Leitung wird der tracheale Katheter in den linken Lungenflügel vorgeschoben, der durch Injektion und anschließende Aspiration von Kochsalzlösung über den Katheter gespült wird.Hallo, ich bin Simone Phar aus der Abteilung für Innere Medizin am Baylor College of Medicine. Heute zeigen wir Ihnen die orale Intubation von Mäusen, sodass Atemwegsmechanik und bronchoalveoläre Lavageflüssigkeit wiederholt gewonnen werden können. Wir verwenden dieses Verfahren, um experimentelle allergische Erkrankungen zu untersuchen, ein experimentelles Modell des Asthmas, und dieses Verfahren kann auch für andere Anwendungen angepasst werden.Beginnen wir also. Um dieses Verfahren einzuleiten, wird die Maus durch eine intraperitoneale Injektion von 48 Milligramm pro Kilogramm Ate tief anästhesiert. Anschließend wird die Maus in eine weiche, lichtdurchlässige Box gelegt, um sie ruhig zu halten.Ein sauberer Mäusekäfig, der mit einem Tuch abgedeckt ist, kann für diesen Zweck verwendet werden. Nach fünf bis 10 Minuten überprüfen Sie mittels Zehenquetschtest, ob das Tier vollständig anästhesiert ist, und bringen Sie es dann in Rückenlage auf einem kleinen Tisch, der in einem Winkel von 45 Grad eingestellt ist. Um das Tier zu fixieren, führen Sie ein Gummiband ENC, das den Tisch umschließt, hinter der oberen Zahnreihe ein.Eine Wärmelampe sollte verwendet werden, um die Maus mit der rechten Hand warm zu halten. Verwenden Sie eine Pinzette, um die Zunge aus dem Mund zu greifen, zu strecken und anzuheben. Anschließend wird vorsichtig ein Metallspatel, der in der linken Hand gehalten wird, eingeführt.Dadurch wird eine ungehinderte Atemwegsfreigabe und die Visualisierung der Stimmlippen für die Intubation ermöglicht. Als Nächstes führen Sie einen 0,8 Millimeter durchmessenden lichtleitenden Faserstrang, der mit einer Lichtquelle verbunden ist, durch den Angiokatheter ein und führen ihn 10 Millimeter über die Spitze hinaus vor. Während Sie den Depressor mit der linken Hand halten, führen Sie mit der rechten Hand das beleuchtete Ende des lichtleitenden Faserstrangs durch die Mundhöhle und den Pharynx, bis die Stimmlippen sichtbar werden.Dann unter direkter Sicht und zeitlich abgestimmt darauf, wann die Stimmbänder maximal geöffnet sind, führen Sie den Faden durch die beweglichen Stimmbänder und in die Luftröhre ein. Führen Sie nun den Angiokatheter über den optischen Faden in die Luftröhre ein, bis die Katheterspitze im mittleren Abschnitt der Luftröhre liegt. Bei einer Maus mit einem Gewicht von 17 bis 22 Gramm entspricht dies einem 10 Millimeter langen Katheterabschnitt, der außerhalb des Mundes verbleibt.Entfernen Sie den Lichtwellenleiter, um eine erfolgreiche Intubation zu bestätigen. Beobachten Sie regelmäßige tiefe Atemzüge, die unmittelbar nach der Okklusion des Anschlusses mit dem Daumen enden. Senken Sie den Plethysmographietisch ab, bis er parallel zur Arbeitsfläche liegt, und drehen Sie das Versuchsobjekt um 180 Grad, bis es zur Luftventilatoröffnung zeigt.Drehen Sie das Tier vor dem Anschließen an den Beatmungsgerät auf die Seite. Stellen Sie eine luftdichte Verbindung her und schalten Sie das Beatmungsgerät ein. Eine erfolgreiche Intubation wird weiterhin bestätigt, wenn später die Bauchdeckenbewegung im Einklang mit der Beatmung sichtbar ist.Um die Nadel für die intravenöse Infusion vorzubereiten, entfernen Sie eine 10 mm lange Nadel mit 27 Gauge vom Spritzenanschluss und biegen Sie sie in der Mitte um 90 Grad, sodass die Schräge in den Winkel weist. Verbinden Sie das nicht geschliffene Ende mit dem PE-10-Schlauch, der zum IV-Injektionshafen führt. Um eine potenziell tödliche Luftembolie zu verhindern.Spülen Sie die Tubing und die Nadel mit 37 Grad Celsius warmer 0,9 %iger Natriumchloridlösung über eine Ein-Milliliter-Spritze aus. Der Injektionshafen besteht aus einer 27-Gauge-Nadel, die durch ein in den Verschluss eines 15-Milliliter-Zentrifugenrohrs gebohrtes Loch gesteckt ist. Der Verschluss ist mit Kochsalzlösung gefüllt, sodass die Spitze der Nadel stets untergetaucht bleibt, wodurch die Wahrscheinlichkeit verringert wird, dass Luft in die Nadel gelangt und intravenös injiziert wird.Richten Sie die Nadel am kaudalen Ende des Schwanzes aus, parallel über der Seitenvene. Führen Sie die Nadel leicht unter der Haut entlang, während Sie sie lenken.Kranial entlang der Vene und unter die Haut bis zur Krümmung vorschieben. Um eine erfolgreiche intravenöse Platzierung zu bestätigen, leicht den Spritzenkolben zurückziehen. Es sollte ein Rückfluss von Blut in die intravenöse Leitung sichtbar sein.Außerdem sollte beim Einspritzen von 50 bis 100 Mikrolitern Kochsalzlösung in die Schwanzvene ein ungehinderter Durchfluss durch die intravenöse Leitung bestehen. Nach dem Entfernen der Wärmeleuchte aus der Versuchsanordnung wird das Versuchstier in das Plasmograph-Gerät eingeschlossen und durch Anbringen von vier Klammern luftdicht verschlossen. Das Entfernen der Wärmeleuchte ist wichtig, um eine Erwärmung der Luft in der Plasmograph-Kammer zu verhindern und mögliche nachfolgende Messungen des Widerstands des Atemsystems oder RRS zu beeinflussen. Der Widerstand des Atemsystems oder RRS wird durch kontinuierliche Quantifizierung des Quotienten bestimmt.Änderung des Atemwegsdrucks über den Luftfluss oder Delta P über V an Punkten gleichen Lungenvolumens. Delta P wird mithilfe eines Druckmesswandlers bestimmt, der mit dem trachealen Angiokatheter V verbunden ist. Die zeitliche Ableitung des Plasma-Graft-Volumens wird vom Vorverstärkermodul berechnet. Nach Etablierung einer stabilen Grundlinie injiziert RRS fünf aufeinanderfolgende Dosen mit ansteigenden Konzentrationen von Acetylcholinchlorid oder einem CH über eine Sekunde intravenös.Jede nachfolgende Dosis wird verabreicht, sobald sich die Atemfrequenz wieder auf den Ausgangswert normalisiert hat, bis eine 200%ige Zunahme des Atemwegswiderstands erreicht ist. Entfernen Sie die Kanüle aus der Schwanzvene und trennen Sie die Maus vom Beatmungsgerät. Halten Sie die Atemwege offen, indem Sie die tracheale Kanüle an Ort und Stelle belassen, und vergewissern Sie sich, dass die Maus wieder eigenständig atmet.Falls nicht, kann die Atmung durch sanftes Massieren des Thorax angeregt werden. Sobald die Maus die spontane Atmung wieder aufgenommen hat, überführen Sie sie unter Beibehaltung der Trachealkanüle in eine mit 100 % Sauerstoff gespülte Kammer, die mit einer Wärmelampe auf 37 Grad Celsius gehalten wird. Die Trachealkanüle muss so lange belassen werden, bis das Tier wach ist, um eine durch Hypersalivation infolge von Acetylcholin verursachte Erstickung zu verhindern.Die bronchoalveoläre Lavage oder BAL-Flüssigkeit kann nur gesammelt werden, wenn der Maus der Würgereflex ausreichend zurückgekehrt ist, was etwa 20 Minuten nach der Rückgabe in die Erholungskammer der Fall sein sollte. Um den Würgereflex zu überprüfen, schieben Sie den Angiokatheter vorsichtig nach innen und außen; offensichtliches Husten oder Strampeln zeigt an, dass der Würgereflex zurückgekehrt ist und die Gewinnung der BAL-Flüssigkeit möglich ist. Ein metallischer Intubations-Drahtführer mit einer kontinuierlichen Biegung von etwa 30 Grad, die zur linken Lungenlappen gerichtet ist, wird in den Angiokatheter eingeführt.Führen Sie den G-Draht und den Angiokatheter gemeinsam in das linke Lungenlappen ein, sodass die Katheterhülse gerade noch einen Millimeter über die Schneidezähne hinausragt. Achten Sie darauf, dass die Spitze des G-Drahts nicht aus dem offenen Ende des Angiokatheters austritt. Um eine Trachealverletzung oder -ruptur zu vermeiden und gleichzeitig den Angiokatheter an Ort und Stelle zu halten, spülen Sie unmittelbar danach 300 Mikroliter sterilem PBS pH 7,4 über eine Ein-Milliliter-Spritze in das linke Lungenteil ein, während Sie den Spritzenkolben zurückziehen.Um einen Unterdruck zu erzeugen, entfernen Sie den Angiokatheter langsam, während Sie intensiv die Lunge massieren. Es ist mit einer BAL-Rückgewinnung von 100 bis 200 Mikrolitern zu rechnen. Bringen Sie die Maus unverzüglich in die Kammer mit 37 Grad Celsius und 100 % Sauerstoff zurück.Stellen Sie das Tier etwa 20 Minuten lang auf seine linke Seite, bis es sich vollständig erholt hat, und bringen Sie es anschließend in seinen Käfig zurück. Hier zeigen wir repräsentative Ergebnisse von Messungen des Atemwegswiderstands, der Atemwegshyperreaktivität, definiert als RRS-Werte, die bei jeder Dosis von Acetylcholin signifikant höher sind als die Werte bei naiven Tieren nach fünf Allergenexpositionen, und zwar ab der vierten Dosis. Eine jedoch deutlich stärkere Atemwegshyperreaktivität wurde nach der sechsten Exposition beobachtet, ohne eine weitere Zunahme der Reagibilität.Bei der siebten Provokation wurde die Gabe von a CH eingestellt, nachdem sich die RRS-Werte im Vergleich zu den Ausgangswerten verdreifacht hatten, da weitere Dosiserhöhungen sonst zu einem tödlichen Bronchospasmus führen würden. Mäuse, die wiederholt intranasal mit dem Placebo behandelt wurden, entwickelten keine Atemwegsüberempfindlichkeit, und bei allen Dosen von a CH zeigten die RRS-Messungen keine signifikante Abweichung von den Ausgangswerten, wie durch diese repräsentativen Echtzeit-RRS-Kurven von einer naiven Maus und einer Maus nach sechsfacher Allergenprovokation veranschaulicht, die vor dem Auftreten einer ausgeprägten A HR aufeinanderfolgende intravenöse Dosen von a CH erhielt. Die vorherrschende Zellpopulation in den Atemwegen, die durch das Allergen induziert wurde, waren die Neutrophilen, was dem Trend bei einer HR ähnelt. Allerdings nahm die Eosinophilie mit wiederholten Allergenprovokationen allmählich zu, und die Eosinophilen wurden zur numerisch dominierenden Zellart in der Bronchoalveolären Lavage (BAL). Dies geschah nach der sechsten Provokation, zeitgleich mit einem deutlichen Rückgang der Neutrophilenanzahl.Bei kontrollierten, mit PBS behandelten Mäusen variierten die Messungen des Atemwegswiderstands ebenfalls nicht signifikant über die Zeit. Eine verstärkte Rekrutierung von Makrophagen und Neutrophilen, jedoch nicht von Eosinophilen, in die Bronchoalveoläre Lavage (BAL)-Flüssigkeit wurde ebenfalls bei diesen Mäusen beobachtet, vergleichbar mit den Veränderungen bei Mäusen, die lediglich wiederholte BAL-Flüssigkeitsentnahmen erhielten.Wir haben Ihnen soeben gezeigt, wie man Mäuse orotracheal reversibel intubiert und über den intravenösen Zugang Atemwegsphysiologiedaten sowie bronchoalveoläre Lavageflüssigkeit gewinnt. Bevor diese Techniken an lebenden Tieren durchgeführt werden, ist es unerlässlich, jede Methode separat zu üben und zu perfektionieren. Bei toten Tieren.Ein striktes und schonendes Vorgehen ist unerlässlich, und die sterilen Techniken müssen jederzeit strikt eingehalten werden. Das war's. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Wir illustrieren nicht-chirurgische Lieferung von Testmaterialien in den Lungen von narkotisierten Mäusen über die Luftröhre. Dieses Verfahren ermöglicht die Lunge Exposition gegenüber bakteriellen und viralen Erregern, Zytokine, Antikörper, Perlen, Chemikalien oder Farbstoffe. Wir beschreiben ferner die Ernte und Verarbeitung der Lunge und der Lunge Lymphknoten (LDLNs) für die Durchflusszytometrie.

Nicht-chirurgische Intratrachealbiopersistenztest von Mäusen mit Analyse der Lungen-und Lungenforschung Lymphknoten mittels Durchflusszytometrie

Experimentelle Mausmodellen von allergischem Asthma bieten neue Möglichkeiten zur Untersuchung von Krankheitsentstehung und die Entwicklung neuer Therapeutika. Diese Modelle sind gut, um Mess-Faktoren, die die allergische Immunantwort, Entzündung der Atemwege, Lungen-und Pathophysiologie geeignet.

Mausmodell von Allergen-induzierte Asthma

Wir beschreiben eine Technik für die Forschung Bronchoskopie und BAL mit Niederdruck-Absaugung. Die Technik wird verwendet, um die Immunzellen aus der Lunge bronchoalveolären Oberflächen ernten. Lokalanästhesie und milden Sedierung (Midazolam) verwendet. Themen vertragen die Prozedur gut und Erfahrung minimalen Nebenwirkungen.

Bronchoalveoläre Lavage (BAL) für Forschung, Beschaffung angemessene Probenausbeute

Dieses Video zeigt die Verwendung der Durchflusszytometrie zur Identifizierung und Zählung verschiedener Immunzellen in bronchoalveolärer Lavage-Flüssigkeit. Zunächst werden einzelne Immunzellen mit einem Viabilitätsfarbstoff identifiziert, gefolgt von einer differentiellen Färbung von Oberflächenmarkerproteinen, die eine genaue Zählung der einzelnen Zelltypen ermöglicht.

Identifizierung und Zählung von Immunzellen in bronchoalveolärer Lavageflüssigkeit mittels Durchflusszytometrie

Das vorliegende Protokoll bietet eine detaillierte Schritt-für-Schritt-Beschreibung der Verfahren erforderlich, um Messungen der Atmungsorgane Mechanik sowie die Beurteilung der Atemwege Reaktionsfähigkeit auf inhalierte Methacholin bei Mäusen mit der erzwungenen Schwingung Technik (flexiVent auszuführen; SCIREQ Inc, Montreal, QC , Kanada).

Auswertung der Atemwege Mechanik in Mäuse mit den Forced Oscillation Technique

Dieses Papier beschreibt eine striaghforward und effiziente Methode zur Intubation Mäusen Lungenfunktion Messungen oder pulmonale Instillation, dass die Mäuse sich zu erholen und zu späteren Zeitpunkten untersucht werden können. Das Verfahren beinhaltet eine kostengünstige LWL-Lichtquelle, die direkt beleuchtet die Luftröhre.

Eine einfache Methode der Maus Lung Intubation

Wir präsentieren ein Protokoll zur Beurteilung der Rate der Alveolarflüssigkeits-Clearance oder des Lungenödems in der Lunge von Neugeborenen von Mäusen mit Hilfe von Röntgenbildgebungstechnologie.

Echtzeit-Röntgenbildgebung von Lungenflüssigkeitsvolumen in Neonatal Mauslunge

Das Ziel dieser Arbeit ist es, einfache Methoden, die sich stark in den Aufbau und die Analyse von Mauslungen mit Lungenkrebs oder anderen Pathologien helfen werden zu beschreiben. Wir stellen 3-Protokolle, um einfach und zuverlässig durchführen Lungen Instillationen, Fixierung, und Lungenvolumenmessungen.

Instillation und Fixationsmethoden Nützlich in Maus Lung Cancer Research

Der Gesundheitszustand der Lunge spiegelt sich in der Art und Anzahl der Immunzellen, die in den Bronchiolen der Lunge vorhanden sind. Wir beschreiben eine bronchoalveoläre Lavagetechnik, die die Isolierung und Untersuchung von nichtadhärenten Zellen und löslichen Faktoren aus dem unteren Atemtrakt der Mäuse ermöglicht.

Bronchoalveoläre Lavage von murinen Lungen zur Analyse der entzündlichen Zellinfiltration

Das Ziel dieses Artikels ist es, eine verfeinerte Methode der Intubation der Labormaus zu beschreiben. Die Methode ist nichtinvasiv und daher ideal für Studien, die eine serielle Überwachung der Atemfunktion und/oder die Instillation von Behandlungen in die Lunge erfordern.

Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen

Hier beschreiben wir die Messung von Husten mit einem nicht-invasiven und Echtzeit-Ganzkörperplethysmographie-System (WBP) und die normativen Verfahren zur Entnahme von Gewebeproben von Mäusen und stellen einige Methoden zur Beurteilung von Atemwegsentzündungen vor.

Methoden zum Nachweis von Husten und Atemwegsentzündungen bei Mäusen

Lernen Sie eine reversible Intubationsmethode zur Messung der Atemwegsresistenz und bronchoalveolären Lavage bei Mäusen. Diese Technik ermöglicht wiederholte Atemwegsuntersuchungen in der Atemphysiologie.

Eine reversible, nicht-invasive Methode für Airway Resistance-Messungen und bronchoalveolären Lavage Sampling in Mäuse

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