Name: Multielektroden Array Recordings der Vomeronasal Epithel (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-03-01T16:25:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Lernen Sie die Mehrfachelektroden-Array-Aufzeichnung vom Vomeronasal-Epithel der Maus. Diese Methode ermöglicht präzise elektrophysiologische Messungen neuronaler Aktivität bei Pheromonwahrnehmung.

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Wir möchten die Mitglieder des Heiligen Lab danken. Diese Arbeit wurde durch das Nationale Institut für Taubheit und Communication Disorders (R01 DC005964 zu THE) und NSF IGERT 0548890 (HAA) unterstützt. Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den Vereinigten Staaten Animal Welfare Acts und National Institutes of Health Richtlinien durchgeführt und waren von der Washington University Animal Care und Verwenden Committee genehmigt.

Teil 1. Elektrische Recording Instrumentation <ol><li> Wir verwenden eine planare Multielektroden array (ALA Scientific Instruments) mit 10 pm flache Titan-Nitrid-Elektroden mit Siliziumnitrid isoliert. 60 Elektroden sind in zwei Bereichen, bestehend aus einem 5x6-Gitter mit Mitte-zu-Zentrum-Abstand von 30 um angeordnet. (Andere Konfigurationen sind ebenfalls möglich; Elektroden mit einer Aufnahme Fläche 10 um im Durchmesser sind besser als größere Elektroden in Bezug auf die Isolierung der Aktivität einzelner Neuronen.) </li><li> Elektrische Signale werden verstärkt (1000x Verstärkung) mit einem MEA 1060 Verstärker (ALA Scientific Instruments). Die Signale werden bei 10 kHz mit einer Datenerfassungskarte (National Instruments) und kundenspezifische Software zur Datenerfassung (kann man auch kaufen kommerzielle Software) erworben. </li><li> Das Gewebe wird auf den MEA durch ein Nylonnetz (53 um), die eine benutzerdefinierte Einsatz, der genau passt in die Kultur Rohr Ring des MEA angebracht gehalten wird. </li></ol> Part 2. Flüssige Lieferung Instrumentation <ol><li> Das Gewebe erfordert eine kontinuierliche Superfusion, die wir garantieren, indem Ringer-Lösung (115 mM Natriumchlorid, 5 mM Kaliumchlorid, 2 mM Calciumchlorid, 2 mM Magnesiumchlorid, 25 mM Natriumhydrogencarbonat, 10 mM HEPES und 10 mM D-(+ )-Glucose) aus einer HPLC-Pumpe. Stimuli werden durch das Anwenden Injektionen in eine HPLC-Ventil und das Umschalten zwischen Flow-Through und die Schleife vorgestellt. Sowohl die HPLC-Pumpe und die Injektion des Roboters Spritzenpumpe mit Ringer-Lösung geliefert. </li><li> Ringer-Lösung wird in einem beheizten Wasserbad (ISOTEMP 105) bei 42 ° C während des gesamten Versuchs gehalten und wird kontinuierlich mit 95% O 2 / 5% CO 2 geleitet. Eine separate Flasche Ringerlösung ohne Glukose ist für die Sicherung der Spritzenpumpe vorbereitet. Ringer-Lösung ist, um das Gewebe mit A 307 HPLC-Pumpe (Gilson) mit einer Rate von 3 ml / min geliefert. In einem typischen Experiment 5-6 Stunden, 1 L der einzelnen Ringer-Lösung ausreichend. </li><li> Während des Experiments wird das Gewebe kontinuierlich mit 37 ° C Ringer-Lösung superfundiert. Eine Heizung Sonde befindet sich direkt oberhalb des Gewebes positioniert. </li><li> Stimuli werden geliefert mit dem Gilson-215-Liquid Handler Roboterarm. Stimuli werden in Gummi-capped Glasfläschchen gespeichert und unter der Kontrolle von Gilson-Software, liefert der Roboterarm die Reize auf die Durchblutung line während konstantem Durchfluss und Druck gehalten werden. </li><li> Der Zustand der HPLC-Ventil (loop engagierte / nicht aktiviert) wird durch eine elektrische Spannung, die durch den Erwerb Computer als einen zusätzlichen Kanal zur Synchronisation mit der neuronalen Aktivität zu gewährleisten aufgezeichnet vertreten. </li></ol> Teil 3. Vorbereiten des MEA und Stimulus Lieferumfang Gerät <ol><li> Vor Durchführung der Dissektion, füllen Sie die MEA gut mit BSA in dH2O für mindestens 5 Minuten bei Raumtemperatur. </li><li> Spülen Sie die MEA mit warm-sprudelte Ringer-Lösung und setzen Sie die MEA auf Eis. </li><li> Prime der Liquid Handler und HPLC-Pumpe nach den Anweisungen des Herstellers. </li></ol> Teil 4. VNO Dissection <ol><li> Vor der Durchführung der Dissektion, Fill 2 60x15 mm Petrischalen mit sprudelte Ringer-Lösung und auf Eis stellen. Auch Fill 2 Sylgard beschichteten Petrischalen von der gleichen Größe mit Ringer-Lösung und auf Eis stellen. Gefühlt einer zusätzlichen 50 mL von warm-sprudelte Ringer für den Einsatz während der Präparation. </li><li> Die Maus wird über CO 2 Ersticken durch Genickbruch folgte geopfert. </li><li> Machen bilateralen Einschnitte von der Seite des Mundes, die parallel zur Kiefer-Linie, auf der Rückseite des Kopfes. Join the 2 Schnitte entlang der Rückseite des Halses und entfernen Sie den dorsalen Teil des Kopfes, so dass der Unterkiefer an der Maus. </li><li> Mit einer feinen Schere, schneiden Sie zwischen dem Gewebe und beiderseits der oberen Kieferknochen, um das Gewebe aus dem Knochen zu trennen. </li><li> Mit Nr. 3 Zangen, ziehen Sie die Gaumengewebe in die Nasenhöhle aussetzen. </li><li> Mit einer kleinen Schere oder ein Skalpell, zwischen und auf beiden Seiten der oberen 2 Schneidezähne, die vomeronasalen Kapsel aus dem Knochen frei geschnitten. </li><li> Mit Nr. 3 Zangen, nehmen Sie den vomeronasalen Kapsel durch den flachen Knochen und in der Petrischale auf Eis. Die Schritte oben durch Eintauchen sollte in weniger als 3 Minuten durchgeführt werden. </li><li> Die Schale unter einem Stereomikroskop mit Auflicht beleuchtet. Entfernen Sie die knöchernen Kapsel von einem VNO in einer Zeit mit Nr. 3 Zangen. Verwenden Sie eine Hand an den knöchernen Kapsel durch Ergreifen von der kaudalen Ende und die andere Hand zu schälen den Knochen weg von der VNO, kümmert sich nicht um die VNO Schaden zu stabilisieren. </li><li> Wenn der Knochen entfernt ist, übertragen Sie die VNO eine Sylgard beschichtete Petrischale. Verwenden Sie die restlichen Teller für die anderen VNO. Schalten Sie die Beleuchtung Durchlicht. </li><li> Mit Mikro-Schere oder Zange Nr. 5, trennen Sie die VNO aus dem Blutgefäß durch Schneiden entlang der Kante des VNO. An dieser Stelle werden Siehaben die neuronalen Blatt vollständig aus dem Blutgefäß getrennt. </li><li> Legen Sie die VNO mit dem internen (dendritischen) nach oben. Mit Nr. 3 Zangen, Anker der VNO der Sylgard an einer Ecke des Gewebes. Schälen Sie die neuralen Epithel von der Basalmembran mit einem kleinen Fragment eines Teflon-beschichtete Rasierklinge mit einer Klammer gehalten. Halten Sie die Klinge in einem flachen Winkel (&lt;30 ° aus der Schale Oberfläche) am besten ist. </li><li> Mit einer Glaspipette, Übertragung des Stückes von neuralen Epithel aus der Schale der MEA. Position der VNO auf der Elektrode Feld mit den dendritischen Seite nach oben. Entfernen Sie überschüssiges Ringer-Lösung mit einer Pipette. Legen Sie die Mesh-Gewebe Inhaber in den Brunnen des Arrays der VNO in Position zu halten, und füllen Sie mit gekühlten Ringer-Lösung. </li></ol> Teil 5. Aufnahme <ol><li> Legen Sie die MEA in einer MEA 1060 Verstärker und die Position der Heizung Sonde direkt über das Gewebe. </li><li> Um zu bestätigen, richtige Heizung Aufsetzen der Sonde, mit Ringer-Lösung mit 50 mM Kalium-(substituierte für äquimolare Natrium) für 2 Sekunden zu stimulieren. Passen Sie die Positionierung, um die Latenz der neuronalen Antwort auf die Kalium-Lösung zu minimieren. </li><li> Superfuse das Gewebe mit beheiztem Ringer-Lösung für 45 Minuten bis 1 Stunde vor der Aufnahme, damit das Gewebe sich zu akklimatisieren. </li><li> Elektrische Signale werden auf die Festplatte mithilfe von benutzerdefinierten Recording-Software gespeichert. </li></ol> Teil 6. Data Analysis <ol><li> Offline-Daten-Analyse kann mit dem rohen Elektrode Aufnahmen werden. Zum Beispiel messen wir die Feuerrate Veränderungen der aufgezeichneten Zellen in Reaktion auf bestimmte Liganden. Die daraus resultierenden Datenmengen sind groß und kann auf viele verschiedene Fragen zu beantworten sein; Vertrautheit mit einem Programmier-oder Analyse Sprache (C, Matlab, R, Python, o.ä.) erforderlich ist. </li></ol> Teil 7. Repräsentative Ergebnisse Dieses Präparat ist in der Regel stabil genug, um von 6 Stunden aufnehmen, was eine große Menge von Daten (6 Stunden Aufnahmezeit von 60 Elektroden). <img src="/files/ftp_upload/1845/1845fig1tmb.jpg" alt="Abbildung 1" border="0" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Eine Momentaufnahme der gleichzeitige Tätigkeit in einer Hälfte des Arrays angezeigt. Das Zeitfenster reicht 400 ms. Bitte <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1845/1845fig1.jpg">klicken Sie hier,</a> um eine größere Version der Abbildung 1 zu sehen. <img src="/files/ftp_upload/1845/1845fig2tmb.jpg" alt="Abbildung 2" border="0" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. In einem typischen Experiment, arbeiten wir mit speziellen Verbindungen von Interesse zu wecken für 10 Sekunden. Diese Spur ist ein Beispiel für eine Reaktion auf die 100-fach verdünnt weiblichen Maus Urin. Bitte <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1845/1845fig2.jpg">klicken Sie hier,</a> um eine größere Version der Abbildung 2 zu sehen.

<ol><li>Dulac, C., Torelo, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+detection+of+pheromone+signals+in+mammals%3A+from+genes+to+behaviour%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Molecular detection of pheromone signals in mammals: from genes to behaviour.</a> Nat Rev Neurosci. 4, 551-562 (2003).</li>
<li>Holy, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responses+of+Vomeronasal+neurons+to+natural+stimuli%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Responses of Vomeronasal neurons to natural stimuli.</a> Science. 289, 1569-1572 (2000).</li>
<li>Nodari, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sulfated+steroids+as+natural+ligands+of+mouse+pheromone-sensing+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Sulfated steroids as natural ligands of mouse pheromone-sensing neurons.</a> J Neurosci. 28, 6407-6418 (2008).</li>
</ol>

Multielektroden Array-Aufnahmen ermöglichen es uns die Möglichkeit, die gleichzeitige Tätigkeit von einer großen Population von Neuronen zu überwachen. Dies ist ein nützliches Werkzeug für die Erforschung der Eigenschaften eines sensorischen Systems, insbesondere des VNO. Im Gegensatz zu den wichtigsten olfaktorischen System, erkennt das VNO Reize in der flüssigen Phase. Darüber hinaus ist das VNO ein heterogenes Gewebe. Es gibt ungefähr 300 verschiedene Arten von Rezeptoren in der Maus 1, vermutlich mit unte...

multielektroden array recordings der vomeronasal epithel

Multielectrode Array Recordings of the Vomeronasal Epithelium

Understanding neuronalen Schaltkreisen erfordert Methoden, um aus vielen Neuronen gleichzeitig aufzunehmen. Für<em&gt; In-vitro-</em&gt; Studien, eine derzeit verfügbaren Technologie ist planar Multielektroden Array (MEA) Aufnahme. Hier dokumentieren wir die Verwendung von MEAs zur Maus Vomeronasalorgan (VNO), die eine wesentliche Rolle bei der Erkennung von Pheromonen und soziale Signale über eine vielfältige Bevölkerung von sensorischen Neuronen exprimiert Hunderte von Arten von Rezeptoren zu untersuchen. Die Kombination MEA-Aufnahme mit einem Roboter-Liquid Handler auf chemische Reize liefern, kann die sensorische Reaktionen einer großen und vielfältigen Bevölkerung von Neuronen aufgenommen werden. Die Vorbereitung ermöglicht es uns, die intakte Neuroepithel des VNO von der Maus zu entfernen und zu stimulieren mit einer Batterie von Chemikalien oder potentiellen Liganden bei der Überwachung der elektrischen Aktivität der Neuronen für mehrere Stunden. Daher dient diese Technik als eine nützliche Methode zur Beurteilung der Liganden-Aktivität sowie die Erforschung der Eigenschaften von Rezeptorneuronen. Wir präsentieren Ihnen die Techniken erforderlich, um die vomeronasalen Epithel, MEA Aufnahme und chemische Stimulation vorzubereiten.

Multielektroden Array (MEA)-Aufnahmen stellen eine Methode zur Untersuchung der elektrischen Aktivität des großen Populationen von Neuronen. Hier präsentieren wir die Details eines MEA Vorbereitung auf die von der Maus vomeronasalen Epithel aufzeichnen, während gleichzeitig die Förderung der Gewebe.

Multielektroden Array Recordings der Vomeronasal Epithel

Das Verständnis neuronaler Schaltkreise erfordert Methoden zur simultanen Ableitung von vielen Neuronen. Für In-vitro-Studien ist eine derzeit verfügbare Technologie ...

Planare Multielektrodenarrays werden verwendet, um aus dem UL-Nasenorgan zu registrieren. Das VNO wird aus der Maus entfernt, sodass das Neuroepithel intakt bleibt. Zunächst wird die VNO-Kapsel aus der Maus entfernt.Dann wird das Neuroepithel aus der knöchernen Kapsel, den Blutgefäßen und der Basallamina isoliert. Das Gewebe wird mit der dendritischen Knopfseite nach oben in die MEA platziert. Sobald dieser Aufbau abgeschlossen ist, verwenden wir einen Roboterarm, um flüssige Reize dem Gewebe zuzuführen.Hallo, ich bin Hannah Arnon aus dem Labor von Tim Wholly an der Abteilung für Anatomie und Neurobiologie an der medizinischen Fakultät der Washington University. Ich bin Cheyenne Fu, ebenfalls aus dem Holy-Labor. Heute zeigen wir Ihnen ein Verfahren zur multielektrodenbasierten Ableitung des vormals organ.Wir verwenden dieses Verfahren in unserem Labor, um die sensorischen Eigenschaften oder Rezeptorneuronen im akzessorischen Geruchssystem zu untersuchen. Beginnen wir also. Elektrische Ableitungen werden mit einem planaren Multielektrodenarray oder MEA mit 10 Mikrometer großen flachen Elektroden aus Titannitrid, die mit Siliziumnitrid isoliert sind, gewonnen.60 Elektroden sind in zw

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Die electroolfactogram (EOG) Aufnahme ist eine informative, leicht zu führen und zuverlässige Methode zur Beurteilung Riechfunktion auf der Ebene des olfaktorischen Epithels. Dieses Protokoll beschreibt eine Aufnahme-Setup, Maus Gewebe Vorbereitung, Datenerfassung und grundlegende Analyse der Daten.

Analysieren Antworten der Maus Riechzellen Mit der Air-Phase Electroolfactogram Recording

Eine robuste Art und Weise die neuronale Lawinen, dh skaleninvarianten räumlich-zeitliche Aktivitätsmuster platzt, was auf kritischen Zustand Dynamik in Kortex zu untersuchen. Lawinen entstehen spontan bei der Entwicklung von oberflächlichen Schichten der kultivierten Cortex, die für die langfristige Messungen der Aktivität ermöglicht mit planaren integrierten Multi-Elektroden-Arrays (MEA) unter genau kontrollierten Bedingungen.

Multi-Elektroden-Array Recordings neuronaler Lawinen in organotypischen Kulturen

Die Vomeronasalorgan (VNO) erkennt Intraspezies chemischen Signalen, die sozialen und reproduktiven Informationen zu vermitteln. Wir haben Ca2 +-Imaging durchgeführt Experimente mit transgenen Mäusen, die G-camp2 in VNO Gewebe. Dieser Ansatz erlaubt es uns, die komplizierten Reaktionsmuster des vomeronasalen Neuronen eine große Anzahl von Pheromon-Stimuli zu analysieren.

Imaging neuronalen Antworten in Scheiben Zubereitungen von Vomeronasalorgan Ausdruck eines genetisch kodierte Kalzium-Sensor

Dieses Video zeigt die elektrophysiologische Aufzeichnung von olfaktorischen sensorischen Neuronen (OSNs) bei Mäusen mit einer perforierten Patch-Clamp-Technik. Das olfaktorische Epithel, das OSNs mit Fluorophor-markierten Geruchsrezeptoren enthält, wird von einer Maus isoliert und in einer Aufzeichnungskammer gesichert. Eine Aufzeichnungspipette wird an den dendritischen Knopf eines OSN geklemmt, und Nystatin in der Pipette perforiert die Membran, um eine elektrische Verbindung mit der Zelle...

Perforierte Patch-Clamp-Aufzeichnung von olfaktorischen sensorischen Neuronen bei Mäusen

Das Protokollvideo beschreibt die Etablierung einer Ganzzell-Patch-Klemme für die elektrophysiologische Aufzeichnung von den sensorischen Neuronen des vomeronasalen Organs (VNO) in Mäusen. Ein koronaler VNO-Schnitt mit fluoreszenzmarkierten sensorischen Neuronen wird in einem Aufnahmeaufbau platziert. Ein markiertes Neuron wird mit einer Aufzeichnungspipette in einer Ganzzellkonfiguration gepflastert, um die elektrophysiologische Aufzeichnung als Reaktion auf chemische Reize zu ermöglichen.

Etablierung einer Ganzzell-Patch-Klemme für die elektrophysiologische Aufzeichnung von vomeronasalen sensorischen Neuronen

Gleichzeitige extrazellulären langfristige Aufnahmen von zwei verschiedenen Hirn Neuropile oder zwei unterschiedliche anatomische Bahnen wurden in Honigbienen etabliert. Diese Aufnahmen ermöglichen die Untersuchung der zeitlichen Aspekte der neuronalen Verarbeitung zwischen verschiedenen Hirnregionen an der einzelnen Neurons als auch auf Ebene des Ensembles in einem Tier verhalten.

Gleichzeitige Langzeit-Aufnahmen auf zwei neuronale Verarbeitungsstufen in Behaving Honigbienen

Die Maus akzessorischen olfaktorischen Bulbus (AOB) ist schwierig gewesen, im Rahmen der sensorischen Kodierung zu studieren. Hier zeigen wir eine Dissektion, die eine Ex-vivo-Vorbereitung, in der AOB Neuronen funktionell bleiben, um ihre angeschlossenen Peripherieeingänge, die Erleichterung der Forschung in der Informationsverarbeitung von Maus Pheromone und Kairomonen produziert.

Ex vivo Zubereitungen der Intact Vomeronasalorgan und akzessorischen olfaktorischen Bulbus

Wir beschreiben, wie man Multi-Elektroden-Array-Aufnahmen des menschlichen epileptischen Rindengewebe durchzuführen. Epileptische Geweberesektion, Scheibe Vorbereitung und Multi-Elektroden-Array-Aufnahmen interiktaler und iktale Ereignisse detailliert gezeigt.

Multi-Elektroden-Array Recordings of Human Epileptische Postoperative Rindengewebe

Die Analyse der physiologischen Eigenschaften von olfaktorischen sensorischen Neuronen stößt immer noch an technische Grenzen. Hier erfassen wir sie durch perforierte Patch-Clamp in einer intakten Präparation des olfaktorischen Epithels bei gengesteuerten Mäusen. Diese Technik ermöglicht die Charakterisierung von Membraneigenschaften und Reaktionen auf spezifische Liganden von Neuronen, die definierte Geruchsrezeptoren exprimieren.

Perforated-Patch-Clamp-Aufzeichnung der Maus Riechzellen in Intact Neuroepithel: Funktionelle Analyse von Neuronen, die eine bestimmte Geruchsrezeptor

Hier beschreiben wir einen physiologischen Ansatz, der die Identifizierung und eingehende Analyse einer definierten Population von sensorischen Neuronen in akuten koronalen Gewebeschnitten des vomeronasalen Organs der Maus unter Verwendung von Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnungen ermöglicht.

In eingehenden Physiologische Analyse definierter Zellpopulationen bei der akuten Gewebeschnitten der Maus Vomeronasalorgans

Diese Studie stellt eine Methode für die gleichzeitige Aufzeichnung von lokales Feld Potenziale im Gehirn, EKG, Elektromyogrammen und Signale einer frei beweglichen Ratte zu atmen. Diese Technik, die experimentelle Kosten reduziert und vereinfacht die Analyse der Daten, wird zum Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Gehirn und periphere Organe beitragen.

Gleichzeitige Aufnahmen der kortikalen lokales Feld Potentiale, Elektrokardiogramm, Elektromyogramm und Atemrhythmus aus einem frei beweglichen Ratte

Lernen Sie die Mehrfachelektroden-Array-Aufzeichnung vom Vomeronasal-Epithel der Maus. Diese Methode ermöglicht präzise elektrophysiologische Messungen neuronaler Aktivität bei Pheromonwahrnehmung.

Multielektroden Array Recordings der Vomeronasal Epithel

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