Name: Fluoreszenzmarkierung von COS-7 mit dem Ausdruck SNAP-tag-Fusionsproteinen für das Live Cell Imaging (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-05-17T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 38 s
Description: Erfahren Sie die Fluoreszenzmarkierung von Proteinen in lebenden COS-7-Zellen mittels SNAP-tag-Fusionsproteinen. Diese Methode ermöglicht die Echtzeit-Visualisierung zellulärer Proteindynamiken.

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<ul><li> Kai Johnsson </li><li> Ivan Correa </li><li> Andreas Brecht </li><li> Katrin Müentener </li><li> Chris Noren </li><li> Luo so </li><li> Ming Xu </li><li> Theodore Davis </li><li> Salvatore Russello </li><li> Aihua Zhang </li><li> Inca Ghosh </li><li> Elissa Maunus </li><li> Nicholas Labarthe </li><li> James MacFarland </li><li> John Buswell </li><li> Brenda Desmond </li><li> James Ellard </li><li> Don Comb </li></ul>

Plating CHO-K1-Zellen: <ol><li> Add 50-100 &amp;mgr; von CHO-K1-Zellen, die nach Standardprotokollen auf 6ml komplette F-12K wurden trypsiniert. </li><li> Mix Zellsuspension durch Auf-und Abpipettieren mehrmals, dann aliquoten 300 pl trypsiniert Zellsuspension in jede Vertiefung einer sterilen 8-Kammer-Lab-Tek II Chambered Deckglas mit # 1.5 Borosilikat Deckglas Kammern (Nalgene Nunc Int;. Product # 155409; Lot: 100808-8-0). </li><li> Inkubieren Proben bei 37 ° C, 5% CO 2 über Nacht. </li></ol> Transiente Transfektion von CHO-K1-Zellen mit pSNAP-ADRB2 und pSNAP-H2B: <ol><li> Überprüfen Sie die Zellkulturkammern am Vortag ausgesät, um für die Zelldichte und Gesundheit suchen. </li><li> Beschriften Sie die entsprechende Anzahl von Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> In einer Sterilbank, bis Transfektion komplexe Gemische nach dem folgenden Beispiel-Tabelle setzen, entweder mit 0,3 ug pSNAP-ADBR2 Kontroll-Plasmid-DNA oder 0,3 pg pSNAP-H2B Kontroll-Plasmid-DNA, 1 ul Transpass D2 und 1 ul Transpass V pro Reaktion. <table border="1" cellspacing="0" cellpadding="0"><tbody><tr><td> Plasmid </td><td> Anzahl der Reaktionen </td><td> ul Serum-freiem Medium </td><td> ul Transpass D2 </td><td> ul Transpass V </td><td> ul von Plasmid-DNA </td><td> ul Transpass D2/reaction </td><td> ul Transpass V / Reaktion </td><td> ng des DNA / Reaktion </td><td> DNA konz. (Ng / ul) </td><td> ul von Plasmid-DNA / Reaktion </td></tr><tr><td> SNAP-ADRb2 </td><td> 5 </td><td> 236,5 </td><td> 5 </td><td> 5 </td><td> 3,5 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 300 </td><td> 472,34 </td><td> 0,7 </td></tr><tr><td> H2B-SNAP </td><td> 5 </td><td> 237 </td><td> 5 </td><td> 5 </td><td> 3 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 300 </td><td> 515,89 </td><td> 0,6 </td></tr><tr><td> Verspotten </td><td> 5 </td><td> 240 </td><td> 5 </td><td> 5 </td><td> 0 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 0 </td><td> 0 </td><td> 0 </td></tr><tr><td> Transfizierte </td><td> 5 </td><td> 250 </td><td> 0 </td><td> 0 </td><td> 0 </td><td> 0 </td><td> 0 </td><td> 0 </td><td> 0 </td><td> 0 </td></tr></tbody></table></li><li> Zunächst mischen Sie die Serum-freien F-12K mit dem entsprechenden Plasmid-DNA, fügen Sie dann die Transpass D2 Transfektionsreagenz, fügen Sie dann die Transpass V Transfektionsreagenz. Mischen Sie die Komponenten gut durch Auf-und Abpipettieren vorsichtig mehrmals nach der Zugabe der einzelnen Reagenzien. </li><li> Inkubieren Sie die Reaktion bei Raumtemperatur für 30 Minuten. </li><li> Während der Inkubation waschen Sie die Zellen einmal mit 600 ul von kompletten DMEM und fügen 450 ul DMEM komplett zu jeder Probe. </li><li> Add 50 ul der Transfektion komplexen Mischung zu jeder Probe, langsam und in einem Drop-weise Mode. </li><li> Inkubieren Sie die Proben über Nacht bei 37 ° C, 5% CO 2. </li></ol> SNAP-Cell TMR Star-Kennzeichnung von CHO-K1 Zellen transient mit pSNAP-ADRB2 und pSNAP-H2B Transfizierte: <ol><li> Entfernen Sie vorsichtig die Transfektion komplexen Medien von jeder Probe mittels Vakuum abgesaugt. Wash Zellen zweimal mit 600 ul der kompletten F-12K und ersetzen Medien in jede Vertiefung mit 600 ul der kompletten F-12K. </li><li> Mix Farbstoffmarkierung Medien, indem 995 ul der kompletten F-12K und 51 ul 0,6 mM SNAP-Cell TMR-Star Substrat. Die Endkonzentration von SNAP-Cell TMR-Star sollte 3mm. Pipette nach oben und unten mehrere Male, um nach der Zugabe von Substrat-Mix. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig das Wachstum Medien von Proben und 200 ul der Farbstoff Kennzeichnung Medien in jede Vertiefung. Inkubieren Proben bei 37 ° C, 5% CO 2 für 30 Minuten. </li><li> Während Proben inkubiert werden, bereiten Hoechst 33342-Lösung für die Kernfärbung der Proben durch Mischen von 1 ul der Hoechst 33342, Tri-, Trihydrat (10 mg / ml Lösung in Wasser, 16,2 mM Lösung; Invitrogen Molecular Probes) in 10 ml komplettem F-12K . </li><li> Entfernen Sie die Medien aus aller Proben und fügen 600 ul der verdünnten Hoechst-Lösung zu jeder Probe. Inkubieren Proben bei 37 ° C, 5% CO 2 für 5 Minuten. </li><li> Wash Proben dreimal mit 600 ul der kompletten F-12K. </li><li> Inkubieren Sie die Proben bei 37 ° C, 5% CO 2 für zusätzliche 30 Minuten, damit Personengesellschaften Fluorophor zu diffundieren aus den Zellen heraus. </li><li> Nach 30 Minuten wechseln die Medien über die SNAP-Cell-Proben ein letztes Mal, und fahren Sie Bildgebung. </li><li> Bild der Zellen unter Verwendung eines Zeiss Axiovert 200M Apotome Fluoreszenzmikroskop. </li></ol> Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/1876/1876fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Hier sindeinige repräsentative Ergebnisse der Fluoreszenz-Imaging mit Standard-Fluoreszenz-Mikroskopie von lebenden COS-7 Zellen, die zum Ausdruck SNAP-tag Fusionen werden. Das erste Bild zeigt Live-COS-7-Zellen, die pSNAP-H2B (nuclear Histon) mit SNAP-Cell TMR-Star bezeichnet. Die pSNAP-H2B-Konstrukt wurde mit Hilfe des pSNAP-tag (m)-Vektor. Die Zellen wurden mit SNAP-Cell TMR-Star für 30 Minuten beschriftet und mit Hoechst 33342 (blau) für Kerne. Die rosa Fluoreszenz zeigt die Überlagerung der roten Fluoreszenz, wo Histon-Protein vorhanden ist zusätzlich zu den blaue Fluoreszenz zeigt den Kern. Der Ausdruck der H2B Protein ist klar und leicht zu identifizieren. <img src="/files/ftp_upload/1876/1876fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> <img src="/files/ftp_upload/1876/1876fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildungen 2 und 3. Die nächsten beiden Bilder zeigen Live-COS-7 Zellen transient mit pSNAP-ADRβ2 transfiziert. Die Zellen wurden mit SNAP-Cell TMR-Star (rot) markiert und mit Hoechst 33342 (blau). Die pSNAP-ADRβ2 Konstrukt wurde mit Hilfe des pSNAP-tag (m)-Vektor. Die Zellen wurden mit SNAP-Cell TMR-Star für 30 Minuten beschriftet und mit Hoechst 33342 (blau) für Kerne. Die rote Fluoreszenz zeigt die Anwesenheit von Zelloberflächen-Rezeptor-Protein ADRB2 während blaue Fluoreszenz identifiziert den Kern.

<ol><li>Johnsson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+biochemical+activities+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Chem+Biol%22%5BJournal%5D)">Visualizing biochemical activities in living cells.</a> Nat Chem Biol. 5, 63-65 (2009).</li>
<li>Johnsson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SNAP-tag+Technologies%3A+Novel+Tools+to+Study+Protein+Function%5BTitle%5D)+AND+%22NEB+Expressions%22%5BJournal%5D)">SNAP-tag Technologies: Novel Tools to Study Protein Function.</a> NEB Expressions. 3.3, 1-3 (2008).</li>
</ol>

Die Autoren werden von New England Biolabs, dass die Reagenzien und Instrumente in diesem Artikel verwendet produziert beschäftigt.

Es gibt mehrere Variablen, die die beobachteten Ergebnisse wie Fokus, Laserintensität, Geräte-Funktionen, verwendeten Objektiv, etc. Die Photostabilität des Fluorophors bestimmt, wie schnell die Fluoreszenz müssen, bevor sie verblassen erfasst werden. Diese Methode der Protein-Kennzeichnung ist vielseitig und für viele Anwendungen geeignet. SNAP-tag und CLIP-tag-Technologien für die spezifische Markierung von Fusionsproteinen mit synthetischen Sonden ermöglichen die verschiedenen Aspekte der Funktion von Proteinen, einschließlich einer Vielzahl von dynamischen Prozessen in lebenden Zellen und in Zelllysaten. SNAP-, CLIP-, MCP-und AKP-tag-Technologien bieten Einfachheit und außergewöhnliche Vielseitigkeit für die Bildgebung von Proteinen in lebenden und fixierten Zellen und die Untersuchung von Proteinen in vitro. Die Schaffung eines einheitlichen Genkonstrukt ergibt eine getaggt Fusionsprotein in der Lage, eine kovalente Verknüpfung mit einer Vielzahl von funktionellen Gruppen, einschließlich der Fluorophore, Biotin oder Perlen. Das Protein von Interesse sind kloniert und nur einmal und dann die Fusion kann mit einer Vielzahl von fluoreszierenden Substrate für zahlreiche Downstream-Anwendungen wie zB die gleichzeitige Proteinmarkierung in lebenden Zellen, Protein-Lokalisation und Translokation, Puls-Chase-Experimente, Rezeptor-Internalisierung Studien verwendet werden , selektive Zelloberfläche Kennzeichnung, Protein-Pull-Down-Assays, Protein-Nachweis in SDS-PAGE, Durchflusszytometrie, High-Throughput-Bindungs-Assays in Mikrotiterplatten, Biosensor-Interaktion Experimente und FRET-basierten Bindungsassays.

<table><tbody><tr><td>CHO-K1-Zellen</td><td>ATCC</td><td>CCL-61</td><td></td></tr><tr><td>Serumfreies F-12K</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lab-Tek-II-Kammer-Deckglas mit #1.5-Borosilikat-Kammer-Deckgläsern</td><td>Nalge Nunc international</td><td>155409</td><td>Lot: 100808-8-0</td></tr><tr><td>DMEM</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>H&amp;#8211;chst 33342, Trihydrochlorid, Trihydrat (10 mg/ml-Lösung in Wasser, 16,2 mM-Lösung)</td><td>Invitrogen</td><td>H3570</td><td>470519</td></tr><tr><td>Zeiss Apotome Axiovert 200M Fluoreszenzmikroskop</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transpass V</td><td>New England Biolabs</td><td>M2561S</td><td>0030709</td></tr><tr><td>Transpass D2</td><td>New England Biolabs</td><td>M2554S</td><td>0060802</td></tr><tr><td>SNAP-Cell TMR Star</td><td>New England Biolabs</td><td>S9105S</td><td>0010811</td></tr><tr><td>pSNAP-ADBR2 Kontrollplasmid</td><td>New England Biolabs</td><td>N9178S</td><td>0010811</td></tr><tr><td>pSNAP-H2B Kontrollplasmid</td><td>New England Biolabs</td><td>N9179S</td><td>0010811</td></tr></tbody></table>

fluoreszenzmarkierung von cos-7 mit dem ausdruck snap-tag-fusionsproteinen für das live cell imaging

Fluorescent Labeling of COS-7 Expressing SNAP-tag Fusion Proteins for Live Cell Imaging

SNAP-tag und CLIP-tag Proteinmarkierung Systeme ermöglichen die spezifische, kovalente Bindung von Molekülen, einschließlich Fluoreszenzfarbstoffe, um ein Protein von Interesse in lebenden Zellen. Diese Systeme bieten eine breite Auswahl an fluoreszierende Substrate für eine Reihe von Imaging-Instrumenten optimiert. Einmal kloniert und exprimiert, kann die markierte Protein mit einer Vielzahl von Substraten für zahlreiche nachgelagerte Anwendungen, ohne sich erneut Klon verwendet werden. Es gibt zwei Schritte, um mit diesem System: Klonierung und Expression des Proteins von Interesse als SNAP-tag-Fusion, und die Kennzeichnung der Fusion mit der SNAP-tag Substrat der Wahl. Die SNAP-tag ist ein kleines Protein auf die menschliche O Basis<sup&gt; 6</sup&gt;-Alkylguanin-DNA-Alkyltransferase (hAGT), ein DNA-Reparatur-Protein. SNAP-tag-Etiketten sind Farbstoffe konjugiert Guanin oder Chlorpyrimidin Abgangsgruppen über eine Benzyl-Linker. Bei der Kennzeichnung Reaktion wird das substituierte Benzylgruppe des Substrates kovalent an die SNAP-tag befestigt. CLIP-tag ist eine modifizierte Version des SNAP-tag, entwickelt, um mit benzylcytosine anstatt Benzylguanin Derivaten reagieren. In Verbindung mit SNAP-tag verwendet, ermöglicht CLIP-tag der orthogonalen und komplementären Kennzeichnung von zwei Proteine ​​gleichzeitig in den gleichen Zellen.

SNAP-tag und CLIP-tag Proteinmarkierung Systeme ermöglichen die spezifische, kovalente Bindung von Molekülen, einschließlich Fluoreszenzfarbstoffe, um ein Protein von Interesse in lebenden Zellen. Einmal kloniert und exprimiert, kann die markierte Protein mit einer Vielzahl von Substraten für zahlreiche nachgelagerte Anwendungen, ohne sich erneut Klon verwendet werden.

Fluoreszenzmarkierung von COS-7 mit dem Ausdruck SNAP-tag-Fusionsproteinen für das Live Cell Imaging

Die Proteinmarkierungssysteme SNAP-Tag und CLIP-Tag ermöglichen die spezifische, kovalente Anbindung von Molekülen, einschließlich fluoreszierender Farbstoffe, an ein Protein von Interesse ...

SNAP- und Clip-Tag. Proteinkennzeichnungssysteme ermöglichen die spezifische kovalente Anheftung praktisch jedes Moleküls an ein Protein von Interesse. Das Gen von Interesse kann in den Vektor auf beiden Seiten des Tags eingeklont werden, wodurch die Expression des geklonten Gens zu einem SNAP-Tag-Fusionsprotein führt.Das SNAP-Tag-Substrat besteht aus zwei Teilen: dem Benzoguin, das vom SNAP-Tag erkannt wird, und der funktionellen Gruppe. Die funktionelle Gruppe kann Biotin, eine Perle oder eine fluoreszierende Gruppe sein, die in einer Vielzahl von Farben erhältlich sind. Während der Markierungsreaktion bindet die substituierte Benzogruppe kovalent an das SNAP-Tag und setzt Guanin frei. Wenn ein Fluora-Vier an das gewünschte Protein gekoppelt ist, fluoresziert die Markierung und ermöglicht die Visualisierung des Proteins in lebenden oder fixierten Zellen.Hallo, ich bin Chris Provost von New England Bile Labs. Heute zeigen wir Ihnen ein Verfahren zur fluoreszenzoptischen Abbildung lebender COS-sechs-Zellen, die SNAP-Tag-Fusionsproteine exprimieren. In unserem Labor verwenden wir dieses Verfahren, um zu untersuchen, wo sich Proteine in Zellen lokalisiert haben.Beginnen wir damit, COS-7-Zellen für die Transfektion vorzubereiten: Trypsinisieren Sie die Zellen gemäß Standardprotokollen auf Eis und geben Sie 50 bis 100 Mikroliter Zellen zu sechs Milliliter vollständigem DMEM-Medium hinzu. Mischen Sie die Zellsuspension, indem Sie mehrmals auf- und abpipettieren. Aliquotieren Sie anschließend 300 Mikroliter der trypsinierten Zellsuspension in jede Vertiefung einer sterilen achtflammigen Lab-Tech-Kulturschale mit zweiflammigem Deckglas und inkubieren Sie die Proben über Nacht bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid. Am folgenden Tag führen Sie den nächsten Schritt durch.Überprüfen Sie die Zellkulturkammern auf Zelldichte und Zellgesundheit. Beschriften Sie die entsprechende Anzahl an Mikrozentrifugenröhrchen für die Transfektionskomplexmischungen. In einer laminaren Luftstromhaube.Richten Sie die Transfektionskomplex-Mischungen für jede Reaktion ein. Verwenden Sie 0,3 Mikrogramm Snap-Fusions-Plasmid-DNA, die in serumfreiem Medium verdünnt ist, und ein Mikroliter. Jedes der TPAs D zwei und TPAs v Transfektionsreagenzien-Kontrollplasmide steht zur Verfügung, um die Wirksamkeit der Transfektionsreagenzien zu testen.Wir empfehlen außerdem, eine mock-transfizierte Probe und/oder eine nichtresezierte Probe als negative Kontrollen für jedes komplexe Gemisch einzuschließen. Mischen Sie zunächst das serumfreie DMEM mit der entsprechenden PlasmadNA. Geben Sie danach das TPAs D zwei Transfektionsreagenz gefolgt vom TPAs v Transfektionsreagenz hinzu.Mischen Sie die Komponenten nach Zugabe jedes Reagenz sorgfältig durch mehrmaliges vorsichtiges Auf- und Abpipettieren und inkubieren Sie die Ansätze 30 Minuten bei Raumtemperatur. Während dieser Inkubation waschen Sie die Zellen einmal mit 600 Mikrolitern vollständigem DMEM und geben 450 Mikroliter vollständiges DMEM zu jeder Probe hinzu. Nach Beendigung der Inkubation geben Sie langsam, tropfenweise, jeweils 50 Mikroliter der Transfektionskomplexmischung zu jeder Probe hinzu. Inkubieren Sie die Proben über Nacht bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid.Am nächsten Tag können die transfizierten COS-7-Zellen mit dem SNAP-Cell-TMR-Star-Substrat markiert werden, um dieses Verfahren zu beginnen. Geben Sie 50 µL DMSO zum SNAP-Cell-TMR-Star-Substrat hinzu und mischen Sie durch mehrmaliges Auf- und Abpipettieren sowie Vortexen für eine Minute. Entfernen Sie anschließend vorsichtig das Transfektionskomplexe-Medium von jeder Probe durch Vakuumabsaugung und waschen Sie die Zellen zweimal mit jeweils 600 µL vollständigem DMEM.Ersetzen Sie dann das Medium in jeder Vertiefung durch 600 Mikroliter komplettes DMEM. Stellen Sie die Proben zurück in den Inkubator. Mischen Sie das D-Markierungsmedium, indem Sie 995 Mikroliter komplettes DMEM und fünf Mikroliter 0,6 Millimolar hinzugeben.Pipettieren Sie das Snap-Cell-TMR-Star-Substrat nach der Zugabe des Substrats mehrmals auf und ab, um es zu mischen. Die Endkonzentration von Snap Cell TMR STAR sollte drei Mikromolar betragen. Entfernen Sie vorsichtig das Wachstumsmedium von den Proben und geben Sie 200 Mikroliter DIA-Markierungsmedium in jede Vertiefung. Inkubieren Sie die Proben bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid für 30 Minuten. In diesem Schritt bindet die Benzylgruppe auf dem TMR-Substrat kovalent an das Snap-Tag und setzt gleichzeitig Quencher frei, während die Proben inkubiert werden.Bereiten Sie die HX-Lösung zur nuklearen Färbung der Proben vor. Mischen Sie ein Mikroliter HSED 3 33 42 Tri-Hydrochlorid TRI in 10 Milliliter komplettes DMEM. Wenn die Inkubation abgeschlossen ist, entfernen Sie das D-Labeling-Medium von allen Proben und geben Sie 600 Mikroliter der verdünnten Hook-Lösung zu jeder Probe hinzu.Die Proben bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid fünf Minuten lang inkubieren. Nach fünf Minuten die verdünnte Hakenlösung von jeder Probe entfernen und die Proben dreimal mit jeweils 600 Mikrolitern vollständigem DMEM waschen. Nach dem letzten Waschschritt 600 Mikroliter vollständiges DMEM zu jeder Probe hinzufügen.Inkubieren Sie die Proben zus&auml;tzlich 30 Minuten bei 37 Grad Celsius und 5&nbsp;% Kohlendioxid, damit nicht eingebautes Fluor aus den Zellen diffundieren kann, was f&uuml;r die intrazellul&auml;re Markierung erforderlich ist. Ersetzen Sie nach 30 Minuten das Medium auf den Snap-Zellproben ein letztes Mal mit 600 Mikrolitern vollst&auml;ndigem DMEM. Die Zellen sind nun bereit f&uuml;r die Bildgebung mittels eines Zeiss AOME Vert 200 M Fluoreszenzmikroskops.Hier sind einige repräsentative Ergebnisse der fluoreszenzoptischen Bildgebung unter Verwendung der standardmäßigen Fluoreszenzmikroskopie an lebenden CO-sieben-Zellen, die Tag-Fusionsproteine exprimieren. Diese erste Aufnahme zeigt lebende COS-sieben-Zellen, die PNAP H zwei B exprimieren, markiert mit SNAP-Cell TMR Star. Der PNAP H zwei B-Konstrukt wurde unter Verwendung des PNAP TAG M-Vektors erzeugt.Die Zellen wurden 30 Minuten lang mit Snap Cell TMR Star markiert und anschließend mit Hoechst 33342 für die Kerne kontrastgefärbt. Die rosa Fluoreszenz zeigt die Überlagerung der roten Fluoreszenz an, wo das Histonprotein vorhanden ist. Zusätzlich zur blauen Fluoreszenz, die den Zellkern anzeigt, lässt sich die Expression des H2B-Proteins deutlich und leicht identifizieren.Diese beiden nächsten Bilder zeigen lebende Cost7-Zellen, die vorübergehend mit pnap transfiziert wurden. A DR beta zwei-Zellen wurden mit Snap Cell, TMR-Star markiert und mit HUX 3 33 42 gegengefärbt. Der pnap A DR beta zwei-Konstrukt wurde unter Verwendung des PNAP TAG M-Vektors erzeugt.Die Zellen wurden 30 Minuten lang mit Snap-Cell-TMR-Star markiert und anschließend mit Hooks 3 33 42 für die Kerne gegengefärbt. Die rote Fluoreszenz zeigt das Vorhandensein des Rezeptorproteins A DR-Beta-Zwei an der Zelloberfläche an, während die blaue Fluoreszenz den Zellkern kennzeichnet. Soeben haben wir Ihnen gezeigt, wie man eine fluoreszenzbasierende Bildgebung lebender Cough-Sieben-Zellen, die SNAP-Tag-Fusionsproteine exprimieren, durchführt.Bei diesem Verfahren ist es wichtig, den Transfektionskomplex langsam und tropfenweise hinzuzufügen und das Snap-Tag-Substrat bei minus 20 Grad Celsius im Dunkeln aufzubewahren, wenn es nicht verwendet wird. Das war's. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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