Name: Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-04T17:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 32 s
Description: Lernen Sie die orthotope Aortentransplantation bei Ratten zur Untersuchung der chronischen Transplantatvaskulopathie. Dieses Modell ermöglicht die Analyse von Neointimabildung durch histologische Methoden.

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Die Autoren danken Christiane Pahrmann für ihre histologischen Arbeit. Finanzierung Sonja Schrepfer hat ein Forschungsstipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) (SCHR992 / 3 1 und SCHR992/4-1) erhalten haben.]

Ratten mit einem Gewicht ca. 250-300g sind von Charles River (Sandhofer Weg 7, D-97633 Sulzfeld) erworben. Transplantationen werden unter Verwendung PVG Ratten als Spender, und ACI Ratten als Empfänger. Ratten sind unter üblichen Bedingungen, gefüttert Standard Rattenfutter und Wasser ad libidum untergebracht. Alle chirurgischen Instrumente sind vor dem Gebrauch sterilisiert. Donor Zubereitung: Anesthetize Ratte mit Isofluran (2,5-3%) mit einer Induktion Kammer. <ol><li> Shave der Bauch-und Brust-Haar und Ort der Ratte auf den Rücken und legen Sie eine Gesichtsmaske über seinen Mund und Nase zu halten die Anästhesie. </li><li> Desinfizieren Sie die Bauch-und Brustbereich weit über Provo-Jod, nächsten Einsatz 80% Ethanol, wiederholen Sie diesen Schritt dreimal. </li><li> Überprüfen Reflexe kneifen die Hinterfüße sicher sein, dass die Ratte ausreichend narkotisiert ist. </li><li> Exsanguinate der Ratte durch die Eröffnung des Bauches und ein Loch in der abdominalen Aorta. </li><li> Öffnen Sie vorsichtig die Brust, um die absteigende Aorta zu finden. </li><li> Präparieren Sie die Aorta vom umgebenden Gewebe wie Fett, Nerven und der Speiseröhre. </li><li> Entnehmen Sie 1.5cm Stück der Aorta mit einem couter, ohne Gewebeschäden der Aorta. </li><li> Versorgen die Aorten-Transplantat gründlich mit kaltem steriler Kochsalzlösung und speichern das Transplantat bei 4 ° C. </li></ol> Empfänger: Anesthetize Ratte mit Isofluran (2,5-3%) mit einer Induktion Kammer. Die Körpertemperatur ist während des chirurgischen Eingriffs beibehalten. <ol><li> Shave Bauchbereich und gelten Augensalbe auf die Augen vor dem Austrocknen während der Narkose zu verhindern. </li><li> Legen Sie die Ratte auf den Rücken und legen Sie eine Gesichtsmaske über seinen Mund und Nase zu halten die Anästhesie. </li><li> Desinfizieren Sie den Bauchbereich mit Provo-Jod, nächsten Einsatz 80% Ethanol, wiederholen Sie diesen Schritt dreimal. </li><li> Überprüfen Reflexe kneifen die Hinterfüße sicher sein, dass die Ratte ausreichend narkotisiert ist. </li><li> Führen Sie eine Mittellinie Bauchschnitt Trennung der Haut und Muskeln in zwei Schritten auf den Bauch zu öffnen. </li><li> Setzen Sie den Darm in einer angewärmten Kochsalzlösung befeuchtet puderfrei Handschuhe. Klappen Sie den Handschuh um den Darm, um den Verlust von Feuchtigkeit zu verhindern. </li><li> Entfernen Sie das Fettgewebe für die Bauchaorta. </li><li> Präparieren Sie die Aorta Form der infrarenalen Region der Bifurkation, vorsichtig, um Schäden an den Zweigen der Gefäße führen. </li><li> Wenn nötig ligieren Zweige der Aorta. </li><li> Zunächst mit einem mikrochirurgischen Klemme an der infrarenalen Teil der Aorta seziert, um den Blutfluss zu stoppen. </li><li> Als nächstes legen Sie eine zweite Klammer in der Nähe der Bifurkation der Aorta. </li><li> Nun, da der Blutfluss gestoppt wird, entfernen Sie ein kurzes Segment der Aorta. </li><li> Nehmen Sie den Spender Aorten-Transplantat, dass in 0,9% steriler Kochsalzlösung wurde auf Eis gehalten, verkürzen sie die angemessene Länge und Position es in die Lücke. </li><li> Verbinden Sie den Spender Aorta an den Empfänger Aorta, Durchführung fortlaufenden Naht mit 8-0 Prolene Naht (Ethicon, Norderstedt, Deutschland). Beginnen Sie mit dem kranialen Ende-zu-End-Anastomose. </li><li> Wenn das distale Ende-zu-End Anastomose beendet ist, öffnen Sie vorsichtig die distale Klemme. </li><li> Wenn es keine Blutungen nach dem Öffnen der distalen Klemme, öffnen Sie vorsichtig die kraniale Klemme. Im Falle von Blutungen an den Nähten, schließen Sie die Klemme wieder, suchen Sie die Blutungen und die Blutung zu stoppen mit einem einzigen Stich. </li><li> Es sollte eine sichtbare Puls am distalen Ende der Aorta werden. </li><li> Nächstes verschieben Sie den Darm wieder in den Bauch. </li><li> Spülen Sie den Bauch mit vorgewärmtem steriler Kochsalzlösung. </li><li> Schließen Sie die Muskelschicht der Bauchwand mit 6-0 Prolene fortlaufenden Nähten (Ethicon, Norderstedt, Deutschland). </li><li> Verwenden Sie 5-0 Prolene (Ethicon, Norderstedt, Deutschland) läuft Nähte auf der Haut zu schließen. </li><li> Während die Ratte immer noch in Narkose, injizieren 4-5mg/kg Carprofen subkutan. </li><li> Um eine ausreichende Analgesie für diese Art von Verfahren wird Metamizol dem Trinkwasser (50 mg Metamizol pro 100ml) für Schmerzmittel für 3 Tage nach der Transplantation aufgenommen. </li></ol>

<ol><li>Deuse, T., Hoyt, G., Koyanagi, T., Robbins, R. C., Schrepfer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+and+Inhibition+But+Not+Reversion+of+Chronic+Allograft+Vasculopathy+by+FK778%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Prevention and Inhibition But Not Reversion of Chronic Allograft Vasculopathy by FK778.</a> Transplantation. 85, 870-877 (2008).</li>
<li>Mennander, A., Tiisala, S., Halttunen, J., Yilmaz, S., Paavonen, T., Hayry, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+rejection+in+rat+allografts.+An+experimental+model+for+transplant+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Chronic rejection in rat allografts. An experimental model for transplant arteriosclerosis.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 11, 671-680 (1991).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 57, 225-225 (1969).</li>
<li>Poston, R. S., Billingham, M., Hoyt, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapamycin+reverses+chronic+graft+vascular+disease+in+a+novel+cardiac+allograft+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Rapamycin reverses chronic graft vascular disease in a novel cardiac allograft model.</a> Circulation. 100, 67-100 (1999).</li>
<li>Schrepfer, S., Deuse, T., Koch-Nolte, F., Krieger, T., Haddad, M., Schäfer, H., Pelletier, M. P., Robbins, R. C., Reichenspurner, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FK778+in+Experimental+Xenotransplantation%3A+A+Detailed+Analysis+of+Drug+Efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">FK778 in Experimental Xenotransplantation: A Detailed Analysis of Drug Efficacy.</a> J Heart Lung Transplant. 26, 70-77 (2007).</li>
</ol>

Aus mehreren Gründen fanden wir den orthotopen Aorten-Transplantation Modell eine genauere Möglichkeit, die Entwicklung der TVP im Vergleich zu den heterotopen Herztransplantation Modell zu untersuchen: In Bezug auf die chirurgische Technik, verkörpert die Aorten-Transplantation Modell eine leicht praktikable Methode, erfordert allein die Erfüllung der End-to-End-Anastomose, während die heterotope Herztransplantation Modell kann als ein komplexer und fehleranfälliger Herausforderung für den Chirurgen s Fähigkeite...

<table><tbody><tr><td>Chirurgisches Mikroskop (Vergrößerung 25x)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Haarschneider</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Provo-Jod</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9 % Salzlösung, eiskalt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9 % sterile Salzlösung, vorgewärmt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Augensalbe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Handschuh</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Mikroschere</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klemmen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>8-0 Nahtmaterial (Prolene)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nahtmaterial (Prolene)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-0 Nahtmaterial (Prolene)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metamizol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Q-Tips</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

orthotopen aorten-transplantation: ein rattenmodell die entwicklung von chronischen vaskulopathie study

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Forschung Modelle der chronischen Abstoßung sind unerlässlich, um pathobiologischen und pathophysiologische Prozesse bei der Entwicklung der Transplantatvaskulopathie (TVP) zu untersuchen. Die am häufigsten verwendete Tiermodell für Herz-Kreislauf chronische Abstoßung Studien ist die heterotope Herztransplantation Modell in Labornagern durchgeführt. Dieses Modell wird häufig in Experimenten verwendet werden, da Ono und Lindsey (3) veröffentlicht ihre Technik. Zur Analyse der Ergebnisse in die Blutgefäße, das Herz zu geschnitten und alle Schiffe müssen gemessen werden. Eine andere Methode, um chronische Abstoßung in der kardiovaskulären Fragestellungen zu untersuchen ist die Aorta Transplantation Modell (1, 2). In der orthotopen Transplantation Aorten-Modell können die Aorta leicht histologisch untersucht werden (2). Die PVG-to-ACI-Modell ist besonders nützlich für CAV-Studien, da akute vaskuläre Abstoßung ist keine wichtigen verwirrenden Faktor und Cyclosporin A (CsA)-Behandlung verhindert nicht, dass die Entwicklung der CAV, ähnlich dem, was wir in der klinischen Umgebung zu finden (4 ). A7-Tage-Frist von CsA ist in diesem Modell erforderlich, um akute Abstoßung zu verhindern und um das langfristige Überleben mit der Entwicklung des TVP zu erreichen. Dieses Modell kann auch zur akuten zellulären Abstoßung und Medien Nekrose in xenogenen Modellen (5) zu untersuchen.

Dieses Video zeigt die orthotopen Aorten-Transplantat-Modell als ein einfaches Modell für die Entwicklung der Transplantatvaskulopathie (TVP) in Ratten zu untersuchen.

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Forschungsmodelle zur chronischen Abstoßung sind essenziell, um die pathobiologischen und pathophysiologischen Prozesse während der Entwicklung einer Transplantat...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, ein genaues Modell und eine leicht durchführbare Methode zur Untersuchung der Entwicklung einer Transplantatvaskulopathie zu etablieren. Dies wird durch die Verwendung der PVG-zu-CI-Stamm-Kombination erreicht. Der zweite Schritt des Verfahrens ist die Entnahme der Spenderaorta.Der dritte Schritt des Verfahrens besteht darin, den Empfänger vorzubereiten. Der letzte Schritt des Verfahrens ist die Anastomosierung der Spenderaorta mit der Aorta des Empfängers. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die mittels pathohistologischer Untersuchung die Neointimabildung zeigen.Hallo, ich bin Sonya Schwefel, Professorin für Transplantationsimmunologie im TS Eye Lab am UniversitätsHerzzentrum in Hamburg, Deutschland. Und ich bin Manish Duboff, ebenfalls vom TS Eye Lab.Unser Labor beschäftigt sich mit der Transplantationsimmunologie. In diesem Video stellen wir Ihnen das orthotopische Aortentransplantationsmodell vor, ein einfaches und aussagekräftiges Modell zur Untersuchung der Entwicklung einer Transplantatvaskulopathie in Wes. Wir verwenden dieses Verfahren in unserem Labor, um die chronische Abstoßung bei kardiovaskulären Fragestellungen zu erforschen.Im orthotopen aortalen Transplantatmodell kann die Aorta leicht histologisch beurteilt werden. Darüber hinaus eignet sich das PVG-zu-CI-Modell besonders für Studien zur Transplantatvaskulopathie, da die akute vaskuläre Abstoßung kein wesentlicher störender Faktor ist und die Entwicklung der Vaskulopathie den klinischen Befunden ähnelt.Beginnen wir nun. Als Spender für die ORTHOTOPE aortale Transplantation wird eine PVG-Ratte mit einem Gewicht von etwa 250 bis 300 Gramm verwendet. Nachdem das Tier anästhesiert wurde, entfernen Sie das Bauch- und Brusthaar.Legen Sie die Ratte auf den Rücken und setzen Sie eine Gesichtsmaske über Nase und Mund. Zur Aufrechterhaltung der Anästhesie desinfizieren Sie den Bauch- und Brustbereich großflächig mit Provo-Jod, gefolgt von 80 % Ethanol. Überprüfen Sie anschließend die Reflexe des Tieres, indem Sie in die Hinterpfoten kneifen.Um zu bestätigen, dass die Anästhesie ausreichend ist. Exsanginieren Sie die Ratte, indem Sie den Bauch öffnen und ein Loch in die A. abdominalis aorta schneiden. Öffnen Sie vorsichtig den Thorax, um die absteigende Aorta thoracica zu finden.Lösen Sie die Aorta thoracica von umgebenden Geweben wie Fett, Nerven und der Speiseröhre ab. Entnehmen Sie ein 1,5 cm langes Stück der Aorta mit der Schere, ohne das Gefäßgewebe zu beschädigen. Spülen Sie das Aortentransplantat gründlich mit kalter Kochsalzlösung durch und lagern Sie das Transplantat bei vier Grad Celsius.Der Empfänger für diese orthotopische Aortentransplantation ist eine ACI-Ratte mit einem Gewicht von etwa 250 bis 300 Gramm. Um mit dem Verfahren zu beginnen, rasieren Sie den Bauchbereich der anästhesierten Ratte und tragen Augensalbe auf, um ein Austrocknen der Augen während der Anästhesie zu verhindern. Legen Sie die Ratte auf den Rücken und platzieren Sie eine Gesichtsmaske über Nase und Mund, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten.Als Nächstes desinfizieren Sie den Bauchbereich mit Prov-Jod, gefolgt von 80 % Ethanol. Nachdem Sie die Hinterpfoten zwicken, um sicherzustellen, dass die Ratte ausreichend anästhesiert ist, öffnen Sie den Bauchraum durch einen medianen Bauchschnitt und Trennen von Haut und Muskulatur. Zwei Schritte.Wenn der Bauchraum geöffnet ist, legen Sie die Därme in den mit Salzlösung benetzten Handschuh. Falten Sie den Handschuh um die Därme, um Feuchtigkeitsverlust zu verhindern. Entfernen Sie das Fettgewebe, das die Bauchaorta bedeckt.Lösen Sie die Aorta vom infrarenalen Bereich bis zur Bifurkation, wobei darauf geachtet werden muss, die Seitenäste der Gefäße nicht zu beschädigen. Gegebenenfalls können Äste der Aorta nach der Präparation ligiert werden. Zunächst wird ein mikrochirurgischer Klemmverschluss am infrarenalen Teil der Aorta angebracht, um den Blutfluss zu stoppen.Bringen Sie als Nächstes eine zweite Klemme nahe der Aortenbifurkation an. Nachdem der Blutfluss gestoppt wurde, entfernen Sie ein kurzes Segment der Aorta. Nehmen Sie dann das Spender-Aortentransplantat, das in 0,9%iger Kochsalzlösung auf Eis aufbewahrt wurde.Kürzen Sie ihn auf die geeignete Länge und positionieren Sie ihn in der Lücke der Aorta. Verbinden Sie die Spenderaorta mit der Empfängeraorta, indem Sie laufende acht-null-Prolen-Nähte anfertigen, beginnend mit der kranialen End-zu-End-Anastomose. Wenn die distale End-zu-End-Anastomose abgeschlossen ist, öffnen Sie vorsichtig die distale Klemme.Öffnen Sie anschließend vorsichtig die Schädelklemme. Am distalen Ende der Aorta sollte ein sichtbarer Puls zu erkennen sein. Bringen Sie nun die Eingeweide zurück in die Bauchhöhle und spülen Sie die Bauchhöhle mit vorgewärmter steriler Kochsalzlösung aus.Schließen Sie die Muskelschicht der Bauchwand mit fortlaufenden Seiden-Nähten der Stärke 6-0. Anschließend schließen Sie die Haut mit fortlaufenden Seiden-Nähten der Stärke 5-0, während sich die Ratte noch unter Narkose befindet. Injizieren Sie vier bis fünf Milligramm pro Kilogramm Carprofen subkutan.Bringen Sie das Tier in seinen Käfig zurück. Fügen Sie drei Tage lang Methimazol ins Trinkwasser für die Schmerzmedikation hinzu. Nach der Transplantation.Die histopathologischen Ergebnisse nach 120 Tagen werden an unserem Histologiemikroskop gezeigt. Die Bilder werden die Entwicklung einer Transplantatvaskulopathie deutlich zeigen. Die ausgeprägte Lumeneinengung wird durch eine Computeranimation hervorgehoben.Wir haben Ihnen soeben gezeigt, wie man eine orthotrope aortale Transplantation bei Ratten durchführt. Außerdem haben wir die erfolgreiche Entwicklung einer Transplantatvaskulopathie nach 120 Tagen mittels histopathologischer Untersuchung demonstriert. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung der anfänglichen Wirkungen von Arzneimitteln auf die chronische Allograft-Vaskulopathie.

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Forschung

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Medizin

Wir beschreiben ein Verfahren, bei dem ein Abschnitt der Bauchaorta von einer Maus transplantiert orthotopisch wird knapp unterhalb der Nierenarterien in einer allogenen oder syngenen Empfänger. Diese Technik kann in Untersuchungen, bei denen die Transplantation von grossen Arterien von einheitlicher Größe als vorteilhaft erachtet wird nützlich.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Wir beschreiben ein Protokoll für die Aorteninterpositionstransplantation bei Mäusen. Ziel des Protokolls ist es, ein Modell zur Verfügung zu stellen, mit dem pathologische Prozesse und therapeutische Strategien, die für alloimmune Reaktionen in den Arterien relevant sind, und die daraus resultierenden arteriellen Veränderungen, die zum Versagen von Organtransplantaten beitragen, untersucht werden können.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

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Erstellung eines Nagetier Modells der abdominalen Aortenaneurysma Vaskulogenese Adventitial Vasa Vasorum Perfusion

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Partielles heterotopes Hinterbeinein Transplantationsmodell bei Ratten

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Das orthotope Nierentransplantationsmodell der Ratte trägt dazu bei, den Mechanismus der renalen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. Das aktuelle Modell erhöht das Überleben der Empfänger ohne Beeinträchtigung der Blutversorgung und venösen Reflux des Unterkörpers unter Verwendung einer End-to-End-Anastomose der Nierenimplantation und einer End-to-Side-"Tunnel" -Methode der Harnleiter-Blasen-Anastomose.

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Modifizierte heterotope abdominale Herztransplantation und ein neuartiges Aorteninsuffizienzmodell bei Ratten

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