Mikroinjektion von Embryonen: Eine Technik, um eine Verbindung in das Eigelb des Zebrafisches zu bringen

0 Ansichten3:58 Min. • April 30th, 2023

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- Setzen Sie zwei weibliche und zwei männliche Fische eine Nacht vor der Injektion in ein geteiltes Zuchtbecken. Entfernen Sie am nächsten Morgen die Trennwand und lassen Sie die Fische brüten, bis Sie Eier am Boden des Tanks beobachten. Sammeln Sie die Eier und waschen Sie sie mit E3-Medium, das Methylenblau, ein Fungizid, enthält. Betrachten Sie die Eier unter dem Mikroskop und entfernen Sie unbefruchtete Eier. Unbefruchtete Eier haben eine klare Dottermembran, während befruchtete Eier eine dunkle Dottermembran haben.

Bewahren Sie 10 Embryonen in einer separaten Petrischale als nicht injizierte Kontrollen auf. Richten Sie die Embryonen mit einer Transferpipette bei Raumtemperatur in den Trog einer Mikroinjektionsplatte aus und legen Sie sie unter das Mikroskop. Schieben Sie die Mikroinjektionsnadel vorsichtig durch das Chorion in das Eigelb und injizieren Sie langsam eine interessante Verbindung, die einen Marker wie Phenolrot enthält. Der zytoplasmatische Fluss ermöglicht es der Verbindung, in die embryonalen Zellen zu diffundieren.

Nach der Injektion züchten Sie die Embryonen in E3-Medium mit Methylenblau bei 28 Grad Celsius. Überprüfen Sie immer wieder die Gesundheit der Embryonen. Entnehmen Sie alle toten oder sich schlecht entwickelnden Embryonen und wechseln Sie das Medium täglich. Im folgenden Protokoll werden wir Mikroinjektionen verwenden, um ein Ribonukleoprotein oder RNP-Komplex in Zebrafischembryonen zu bringen.

- Bereiten Sie zunächst die Zebrafischprobanden in der Nacht vor der Durchführung der Injektionen auf die Zucht vor, wie im Textprotokoll beschrieben. Kombinieren Sie dann Cas9-Protein und sgRNA in einem Verhältnis von zwei zu eins. Inkubieren Sie die Lösung fünf Minuten lang bei Raumtemperatur, während Cas9 und sgRNA einen Ribonukleoproteinkomplex bilden. Geben Sie dann 0,5 Mikroliter 2,5%ige Phenolrotlösungen in ausreichend RNase-freies Wasser, um ein Endvolumen von fünf Mikrolitern zu erreichen.

Um die Injektionsnadel vorzubereiten, verwenden Sie einen Mikropipettenabzieher, um eine ein Millimeter große Glaskapillare zu ziehen. Schneide dann die Spitze der entstandenen Glasnadel mit einer Rasierklinge ab, um eine abgewinkelte Öffnung zu erhalten. Legen Sie die Nadel in einen Mikromanipulator, der an einem Mikroinjektor befestigt ist. Passen Sie mit einem Lichtmikroskop den Injektionsdruck an, bis die Nadel gleichmäßig einen Nanoliter Lösung in die Petrischale injiziert.

- Üben Sie vor der Mikroinjektion des Embryos die Vorbereitung von Nadeln und die Injektion von Kontrollembryonen mit einer reinen Farbstofflösung und notieren Sie das Überleben nach 24 Stunden Entwicklung. Sie sollten in der Lage sein, eine Überlebensrate von mehr als 90 % im Vergleich zu einer nicht injizierten Kontrolle zu erzielen.

- Wählen Sie als Nächstes 10 bis 15 Embryonen als Kontrollpopulation aus und legen Sie sie in eine separate, beschriftete Petrischale. Richten Sie die verbleibenden Embryonen mit einer Transferpipette vorsichtig auf einer Injektionsplatte mit Raumtemperatur aus. Injizieren Sie unter einem Präpariermikroskop einen Nanoliter der Lösung in den Dottersack jedes Embryos. Geben Sie dann die injizierten Embryonen in eine beschriftete Petrischale zurück und bedecken Sie sie mit 1X E3-Medium mit Methylenblau. Legen Sie die injizierten Embryonen für 24 Stunden in einen Inkubator bei 28 Grad Celsius. Untersuchen Sie dann die injizierten Embryonen, um tote oder sich abnormal entwickelnde Individuen zu entfernen.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026