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- Organotypische 3D-Modelle von Darmkrebs sind In-vitro-Kulturen, die so entwickelt wurden, dass sie In-vivo-Tumormikroumgebungen nachahmen. Die Kultur enthält häufig Stromazellen, wie Fibroblasten, die mit Darmkrebs-Epithelzellen in einer geeigneten extrazellulären Matrix-Mikroumgebung kokultiviert wurden.
In etablierten Kulturen dringen Tumorzellen mit metastasierendem Potenzial in die extrazelluläre Matrix ein. Um diese eindringenden Zellen zu isolieren, behandeln Sie zunächst das organotypische Modell mit Formaldehyd, um Zellen und extrazelluläre Matrix zu fixieren. Inkubieren Sie mit Alkohol, um die Probe zu dehydrieren.
Als nächstes in flüssiges Paraffinwachs einbetten, um einen Gewebeblock zu erzeugen. Verwenden Sie ein Ultramikrotom, um dünn geschnittene Abschnitte zu erhalten. Montieren Sie die Abschnitte auf einen entsprechenden Glasschieber.
Fügen Sie Xylol hinzu, um die Abschnitte zu entparaffinisieren. Inkubieren Sie die Abschnitte nacheinander in abnehmenden Ethanolkonzentrationen, um die Proben zu rehydrieren.
Behandeln Sie mit Cresylviolett, um Darmkrebszellen zu färben und von der Mikroumgebung zu unterscheiden. Legen Sie den Objektträger mit der Vorderseite nach unten auf den Mikroskoptisch. Identifizieren Sie mit einer geeigneten Software die zu mikropräparierenden Zellen und legen Sie die Grenzen fest. Zünden Sie den Laser ab, um den markierten Abschnitt zu schneiden und den mikropräparierten Teil zu sammeln.
Im folgenden Protokoll zeigen wir die Isolierung von Darmkrebszellen aus einem 3D-organotypischen Co-Kulturmodell mittels Lasermikrodissektion.
- Nehmen Sie die gesamte organotypische Folie, einschließlich der Nylonfolie, aus der Vertiefung und legen Sie sie auf Frischhaltefolie. Halbieren Sie die organotypische Folie und die Nylonplatte mit einem sauberen Einwegskalpell und fixieren Sie beide Hälften 24 Stunden lang bei Raumtemperatur in Formaldehyd. Ersetzen Sie Formaldehyd nach 24 Stunden durch 70%iges Ethanol und lassen Sie es über Nacht einwirken, bevor Sie es in Paraffin einbetten, schneiden und färben.
Um eine Lasermikrodissektion durchzuführen, schneiden Sie zunächst den Organotyp auf membrangelagerte Objektträger mit einer Dicke von 10 Mikrometern. Nachdem Sie die Schnitte wie im Textprotokoll beschrieben behandelt haben, bereiten Sie sich auf die Durchführung der Lasermikrodissektion mit der gewählten Plattform vor.
Legen Sie den Objektträger mit dem zu mikropräparierenden Teil mit der Vorderseite nach unten auf den Mikroskoptisch. Montieren Sie ein 0,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen in die Entnahmekassette und geben Sie 50 Mikroliter Zelllysepuffer in die Kappe, in der sich das mikropräparierte Gewebe sammelt. Verwenden Sie unter direkter Sicht den Joystick, um das interessierende Gewebe zu identifizieren, und annotieren Sie über die Softwareschnittstelle den gefärbten organischen Abschnitt, wobei Sie die zu mikrodisezierenden Zellen an der Tumorinvasionsfront hervorheben.
Weisen Sie den Laser an, zu feuern, wodurch sowohl der markierte Abschnitt ausgeschnitten als auch das mikropräparierte Gewebe in die Kappe des Mikrozentrifugenröhrchens geschleudert wird. Fahren Sie mit der Verarbeitung der Proben nach einer geeigneten Methode fort, um den interessierenden Analyten zu extrahieren.