Name: Recording Multizelluläre Behavior in Myxococcus xanthus Biofilme mit Zeitraffer-Microcinematography (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-06T17:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 59 s
Description: Lernen Sie Zeitraffer-Microcinematographie zur Untersuchung von Schwarmverhalten in Myxococcus xanthus-Biofilmen. Diese kostengünstige Methode mit wiederverwendbaren Silikondichtungen liefert reproduzierbare und quantifizierbare Ergebnisse.

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Diese Arbeit wurde ermöglicht durch eine National Science Foundation Career Award (MCB-0746066, Charakterisierung von Transkriptionsaktivatoren dass Emergent Verhalten zu regulieren), um RDW Wir sind dankbar, dass LJ Shimkus, BS Goldman, G. Suen, M. Singer, LG Welch, KA Murphy, und HG Taylor für hilfreiche Diskussionen und Kommentare zum Manuskript.

Zubehör benötigt: <ul><li> Klett-Meter </li><li> Pipette und Spitzen </li><li> 2,5 ml Reaktionsgefäße </li><li> Microcentrifuge </li><li> CTTYE Medien: <ul><li> 1,0% Casitone (Difco Laboratories), 0,5% Hefeextrakt (Difco Laboratories), </li><li> 10,0 mM Tris-HCl (pH 8,0), 1,0 mM KH 2 PO 4, 8,0 mM MgSO 4 </li></ul></li><li> TPM-Medien: <ul><li> 10,0 mM Tris-HCl (pH 8,0), 1,0 mM KH 2 PO 4, 8,0 mM MgSO 4 </li></ul></li><li> Agarose </li><li> Wasserbad gesetzt, um 55 ° C </li><li> Glasobjektträger </li><li> Große Deckgläser </li><li> 2 x 2 cm, 0,5-mm-dicke Silikon-Gummi-Dichtung (Grace Bio-Lab Inc.) </li><li> Parafilm (oder Etikettierung Band) </li><li> Zange </li><li> Kleine Binder Clips </li><li> Micro-Sampling Pipette (Fisher) </li><li> 100 ul Glas Einweg-Spitze (Fisher) </li><li> Kimwipes </li></ul> Teil 1: Cell Preparation Erstellen Sie zunächst eine sterile Umgebung. <ul><li> Saubere Arbeitsbereich, don Handschuhe und Licht-Brenner. </li></ul><ol><li> Starten Sie eine Übernacht-Kultur von Zellen durch Impfen in einen Kolben mit CTTYE Brühe und im Dunkeln inkubiert bei 32 ° C unter kräftigem Rühren. </li><li> Sobald die Kultur erreicht eine Dichte von 5 x 10 8 Zellen / ml, 1 ml Zellen in ein 2,5 ml Reaktionsgefäß. </li><li> Pellet-Zellen durch Zentrifugation für 2 min bei 16.000 xg (oder max Geschwindigkeit). </li><li> Dekantieren und Überstand verwerfen. </li><li> Wash Zellpellet mit 1 ml TPM (Salz-ausgewogene, nährstoffreiche freien Medien). <ul><li> resuspendieren und vortexen </li></ul></li><li> Re-Pellet-Zellen durch Spinnen für 2 min bei 16.000 xg (oder max Geschwindigkeit). </li><li> Dekantieren und Überstand verwerfen. Entscheidender Schritt </li><li> Komplett neu einzustellen Pellet in 100 ul TPM Medien mit einer Kombination aus Pipettieren und Vortexen. WICHTIG: Dieser Schritt stellt sicher, dass es keine Zellklumpen in die Röhre gelassen. Dies kann eine Weile dauern. </li><li> Stellen Sie die Zellen neben bei Raumtemperatur während der Vorbereitung der Tracking-Assay-Platten. </li></ol> Teil 2: Agar Vorbereitung <ol><li> Bereiten Sie 50 ml der beiden TPM (Assay Medien) und CTTYE (nutritive Disk)-Medien. </li><li> Geben Sie 0,5 g Agarose jedem (Agarose ist weniger als diffraktive Agar). </li><li> Autoklaven sterilisieren. </li><li> Nach der Sterilisation, pflegen die Medien bei 55 ° C in einem Inkubator (oder Wasserbad) beim Bau des Tracking Assayplatte Komplexe. </li></ol> Teil 3: Nutritive Disk-Bau <ol><li> Legen Sie eine sterile 0,5-mm-dicke Silikon-Gummi-Dichtung auf einer Flamme sterilisiert Glasobjektträger und bilden eine kleine, gut. </li><li> Pipette ~ 300 ul der 55 ° C CTTYE media / Agarose in den Brunnen durch die Dichtung auf der Folie erstellt und enthält die Nährstoffe speichern. Die CTTYE media / Agarose sollte Erdhügel auf. </li><li> Legen Sie eine Flamme sterilisiert slide (ohne Dichtung) auf der Oberseite des CTTYE media / Agarose. WICHTIG: Dieses Bild muss sich in einem Winkel zur Blasenbildung zu verhindern eingestellt werden. </li><li> Sobald die Schiene ist vorhanden, klemmen Sie die komplexe zusammen mit Mini-Bindemittel-Clips - auf jeder Seite. </li><li> Legen Sie die abgeschnitten Komplex bei 4 ° C und ermöglichen die CTTYE media / Agarose eingestellt. Dies dauert in der Regel ca. 5 min. </li></ol> Teil 4: Tracking Assay Vorbereitung - Set Up Platte Komplexe Montieren Sie die Komponenten, bereiten Sie das Dia-Komplexe, legen Sie die nutritive Festplatte, gießen Sie die TPM media / Agarose, separate und trocknen Platte Komplexe, Platten-Zellen, und montieren Tracking Assayplatte Komplexe. Montieren Platte komplexe Bauteile <ol><li> Für jedes komplexe, schwer einen Glasobjektträger sterilisiert </li><li> Ein autoklaviert Dichtung am oberen Rand der Folie und beiseite stellen (sterilisiert Seite nach oben). Dies bildet den Boden des Assays. </li><li> Flamme sterilisieren ein Deckglas und legen Sie es auf einem zweiten Glas Objektträger mit Kennzeichnung Band (oder Parafilm) gewickelt und beiseite stellen (sterilisiert Seite nach oben). Dies ist als Unterstützung Folie, um das Deckglas vor Rissen zu halten verwendet. Diese bilden die Spitze des Assays. </li><li> Flamme sterilisieren ein Drittel Glasobjektträger und beiseite stellen (sterilisiert Seite nach oben). Dies wird verwendet, um die Agarose abflachen werden. WICHTIG: Sicherstellen, dass die Dichtungen eine Abdichtung mit dem Glas, indem Sie ihn mit einer Pinzette, da sonst die media / Agarose kann austrocknen. </li></ol> P Spitzen nutritive Festplatte WICHTIG: Schritte 5 bis 10 muss auf einer Folie komplexe zu einem Zeitpunkt erfolgen, da sonst die media / Agarose konnte beginnen sich zu verfestigen, was zu schlechter Bildqualität. <ol start="5"><li> Entfernen Sie die nutritive Festplatte komplexe Form 4 ° C (Schritt 5 von Teil 3) und hebeln auseinander Folien Freilegung der nun verfestigt CTTYE / Agarose. </li><li> Entfernen eines 1 mm Durchmesser "nutritive disk" aus dem CTTYE media / Agarose auch oben mit einem Mikro-Probenahme-Pipette mit einer 100 ul Glas Einweg-Spitze beschrieben und legen Sie sie in die gut von der Dichtung auf das Deckglas (Schritt 3 oben) erstellt . </li></ol> Platten gießen Entscheidender Schritt <ol start="7"><li> Pipette ~ 300 ul der 55 ° C TPM media / Agarose in den Brunnen durch die Dichtung auf dem Deckglas und mit den nahrhaften Festplatte erstellt. Die TPM-media / Agarose sollte Erdhügel auf. Entscheidender Schritt </li><li> Legen Sie die Flamme sterilisiert slide ohne Dichtung (aus Schritt 3) auf der Oberseite des TPM media / Agarose. WICHTIG: Dieses Bild muss sich in einem Winkel zur Blasenbildung zu verhindern eingestellt werden. </li><li> Sobald die Folie (aus Schritt 5) ist vorhanden, klemmen Sie die komplexe zusammen mit Mini-Bindemittel-Clips - auf jeder Seite. </li><li> Legen Sie die abgeschnitten Komplex bei 4 ° C und ermöglichen den Medien / Agarose eingestellt. Dies dauert in der Regel ca. 5 min. </li></ol> Separate und trocken Platten WICHTIG: Um die Medien / Agarose vor dem Austrocknen zu verhindern, die Schritte 11 bis 20 sollten nur auf einer Folie komplexe zu einem Zeitpunkt durchgeführt werden. WICHTIG: Für beste Ergebnisse, die Schritte 11 bis 13 sollte bei 4 ° C durchgeführt werden <ol start="11"><li> Nachdem die Medien / Agarose gesetzt hat, entfernen Sie das Bindemittel Clips und drücken Sie die Ende des Komplexes um das Band-gehüllt gleiten zu lösen. </li><li> Entfernen Sie das Klebeband umwickelt-Rutsche und legen Sie es auf der Bank zur weiteren Verwendung. Entscheidender Schritt </li><li> Mit einer Pinzette wie ein Keil, separate das Deckglas / Dichtung / media / Agarose-Komplex von der Support-Folie (ohne Dichtung) und entsorgen Sie die Unterstützung gleiten. WICHTIG: Verwenden Sie keine neugierigen Bewegung das Deckglas / Dichtung komplexen trennen. Dies könnte in das Deckglas zu brechen und / oder der Medien / Agarose Festhalten an der Unterstützung Rutsche führen. </li><li> Legen Sie das Deckglas / Dichtung / media / Agarose-Komplex auf dem Band-gehüllt slide (Dichtung nach oben) und entfernen von 4 ° C. Legen Sie diese komplexe neben einem Brenner, damit alle sichtbare Feuchtigkeit aus den neu freigelegten media / Agarose Oberfläche verdunsten - nicht mehr als 1 min. WICHTIG: Lassen Sie sich nicht den Medien / Agarose trocken zu lange, da dies Auswirkungen auf die M. xanthus Schwarmverhalten. </li></ol> Platte Zellen Entscheidender Schritt <ol><li> Nachdem die überschüssige Feuchtigkeit verdunstet ist, Pipette 0,5 ul der konzentrierten Zellen (Schritt 8 aus Teil 1) auf das Medium / Agarose ca. 1 mm von der Nährstoff-Festplatte. WICHTIG: Es ist äußerst wichtig, um sicherzustellen, dass die Zellen, indem Sie die Pipette senkrecht nach unten und dann gerade nach oben abgelegt werden. Dies gewährleistet, dass der Schwarm wird kreisförmig sein. WICHTIG: Es ist äußerst wichtig, nicht die Pipettenspitze an die Medien / Agarose berühren. Dies wird eine Depression auf der Oberfläche zu machen und das Verhalten des M. xanthus Schwarm. TIPP: Halten Sie die Pipette vor Annäherung an die Medien / Agarose. Dies ermöglicht einen Rückgang von Zellen auf der Unterseite der Pipettenspitze erscheinen und machen es leichter, die Zellen zu hinterlegen. </li><li> Sobald die Zellen abgeschieden werden, statt sich der Komplex neben dem Brenner, damit die Zelle vor Ort, um zu trocknen - nicht mehr als 20 sek. </li></ol> Assemble-Test <ol><li> Sobald die Zelle vor Ort getrocknet ist, richten Sie die Folie / Dichtung Komplex (aus Schritt 1) ​​mit der Dichtung auf das Deckglas / Dichtung / media / Agarose / Zelle-Komplex (aus Schritt 13) und sanft zusammen drücken, um eine Dichtung zu bilden. Entscheidender Schritt </li><li> Reinigen Sie die Oberflächen der Folie und Deckglas mit einem Kimwipe dem Rückstand durch den Parafilm links entfernen. Der ausgefüllte Test sollte Abbildung 1 ähneln. </li><li> Legen Sie das ausgefüllte Dia-Komplex auf der beheizten Bühne bei 32 ° C gehalten (nach unten rutschen, Deckglas nach oben) unmittelbar nach abwischen (Schritt 15), um Kondensation bilden bildung zu verhindern. Wenn sich Kondensation gebildet hat, lassen Sie schieben komplexen sitzen auf der beheizten Bühne für einige Sekunden vor dem Start der Bildaufnahme-Software. </li><li> Wählen Sie das entsprechende Ziel (2X, 4X oder 10X). </li></ol> Teil 5: Movie Vorbereitung t "&gt; entscheidender Schritt <ol><li> Schalten Sie die Kamera und Mikroskop, und überprüfen Sie die Lichtverhältnisse (stellen Sie sicher, das Licht nicht zu intensiv). Starten Sie den Computer und öffnen Sie die Bildaufnahme-Programm. </li><li> Klicken Sie auf das Live-Bild-Fenster und Fokus des Mikroskops. Das Bild sollte in etwa dem in Abbildung 3 zu sehen. Beachten Sie die einheitliche Agaroberfläche. </li><li> Starten Erfassen von Bildern. Entscheidender Schritt </li><li> Prüfen Sie die Fokussierung regelmäßig während der ersten Stunde, wie die Medien / Agar neigt sich absetzen was den Fokus auf Drift. </li><li> Saubere Arbeit Bereich. </li><li> Nach der Bildaufnahme beendet ist, erworben Übertragung von Bildern für die Lagerung und zum Abbau der Rutsche Komplex durch Einweichen in 90% Ethanol über Nacht. </li><li> Autoclave Dichtungen für die Wiederverwendung. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2038/2038fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Cartoon Illustration der TM Platte komplex. (A) zeigt den prinzipiellen TM Platte Komplex in Explosionsdarstellung und Querschnitt. (B) zeigt die Verwendung von größeren Dichtungen. <img src="/files/ftp_upload/2038/2038fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Mikroskop-Cluster. Jedes Mikroskop Knoten (kleines Bild) besteht aus einer Nikon E400 Mikroskop, Ziele, einen beheizten Bühne, ein Insight-Kamera und ein Notebook. Jeder Knoten ist vernetzt und verbunden mit einem Master-Controller-Computer. Zwei der Knoten sind mit Fluoreszenz-Funktionen, die der EXFO Lichtquelle und zwei Uniblitz Fensterläden bestehen gesetzt. <img src="/files/ftp_upload/2038/2038fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. A 20X Bild von Tracking-Test Gerät zum Zeitpunkt = 0 ist. Scale-bar, 1 mm. <img src="/files/ftp_upload/2038/2038fig4.jpg" alt="Abbildung 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 4"> Abbildung 4. Anpassungsfähigkeit der TM Platte komplex. (A) eine 100x Bild von M. xanthus Gleiten Motilität auf CTTYE in 1,0% Agar. (B) einen 20X Bild von P. aeruginosa Zucken Motilität. (C) einen 20X Bild S. marcescens Schwärmen Motilität. Beide (B) und (C) wurden auf LB in 1,0% Agar untersucht. (D) ein 40X Bild von M. smegmatis Schiebetüren Motilität auf LB in 0,5% Agar. Dieses Bild wurde aufgenommen mit dem alternativen Assaykonfiguration in Abb. 1B. Video 1. Ein Zeitraffer-Video eines Schwarms unterzogen, um die Tracking-Test. Video 2. Ein Zeitraffer-Video eines M. xanthus Schwarm, wo 1% der Zellen sind fluoreszenzmarkierten. Wechselnde Phasen-Kontrast-und Fluoreszenz-Bilder wurden gefangen genommen und überlagert werden, um die Position der fluoreszierenden Zellen innerhalb des Schwarms zu erläutern. Dieses Video wurde auf CTTYE in 1,0% Agar eingefangen. Video 3. Ein Zeitraffer-Video von M. xanthus Gleiten Motilität. Dieses Video wurde auf CTTYE in 1,0% Agar eingefangen. Video 4. Ein Zeitraffer-Video von P. aeruginosa Zucken Motilität. Dieses Video wurde auf LB in 1,0% Agar eingefangen. Video 5. Ein Zeitraffer-Video von S. marcescens Schwärmen Motilität. Dieses Video wurde auf LB in 1,0% Agar eingefangen. Video 6. Ein Zeitraffer-Video von M. smegmatis Schiebetüren Motilität. Dieses Video wurde auf LB in 0,5% Agar mit dem alternativen Assaykonfiguration in Abb. 1B erfasst.

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<li>Bustamante, V. H., Martínez-Flores, I., Vlamakis, H. C., Zusman, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+Frz+signal+transduction+system+of+Myxococcus+xanthus+shows+the+importance+of+the+conserved+C-terminal+region+of+the+cytoplasmic+chemoreceptor+FrzCD+in+sensing+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Analysis of the Frz signal transduction system of Myxococcus xanthus shows the importance of the conserved C-terminal region of the cytoplasmic chemoreceptor FrzCD in sensing signals.</a> Mol Microbiol. 53, 1501-1513 (2004).</li>
</ol>

Zeitraffer-microcinematography (TM) hat sich zu einem Standard-Ansatz zur Untersuchung prokaryotischen Motilität 2-7. Traditionell wird TM mit Filterpapier Dochte, dünne Agar-Pads, oder Agar Platten als Substrate 8-11 durchgeführt. Diese Methoden sind ausreichende und kostengünstige, wenn verwendet, um Bildsequenzen für allgemeine Illustrationen von bakteriellen Bewegung zu erzeugen. Allerdings, wenn Bildsequenzen müssen bei der Erzeugung von reproduzierbaren und quantitativen strengen Daten führen...

<table><tbody><tr><td>1,0 % Casitone</td><td>Difco Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,5 % Hefeextrakt</td><td>Difco Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroproben-Pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>100 &amp;mu;l Einweg-Glaskolben</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 x 2 cm, 0,5 mm dicke Silikonkautschukdichtung</td><td>Grace Bio-Lab Inc.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

recording multizelluläre behavior in myxococcus xanthus biofilme mit zeitraffer-microcinematography

Recording Multicellular Behavior in Myxococcus xanthus Biofilms using Time-lapse Microcinematography

Ein Schwarm der δ-Proteobakterium Myxococcus xanthus enthält Millionen von Zellen, die als Kollektiv, die Koordination der Bewegung durch eine Reihe von Signalen bis hin zu komplexen, dynamischen Muster als Reaktion auf Umweltreize zu schaffen zu handeln. Diese Muster sind sich selbst organisierende und emergente, sie können nicht durch die Beobachtung des Verhaltens der einzelnen Zellen vorhergesagt werden. Mit einem Zeitraffer-microcinematography Tracking-Assay identifizierten wir eine deutliche emergent Muster in M. xanthus als Chemotaxis, definiert als die gerichtete Bewegung von einem Schwarm eine Nährstoff-Gradienten in Richtung seiner Quelle 1. Um effizient zu charakterisieren Chemotaxis über Zeitraffer-microcinematography, entwickelten wir eine stark modifizierbar Platte Komplex (Abbildung 1) und konstruiert ein Cluster von 8 Mikroskope (Abbildung 2), die jeweils für den Fang von Zeitraffer-Videos. Der Test ist streng genug, um konsistente Replikation von quantifizierbaren Daten zu ermöglichen, und die daraus resultierenden Videos ermöglichen es uns, zu beobachten und zu verfolgen subtile Veränderungen in Schwarmverhalten. Einmal erfasst, sind die Videos auf einer Analyse / Lagerung Computer mit genügend Arbeitsspeicher zur Verarbeitung und Speicherung Tausende von Videos übertragen. Die Flexibilität dieser Einrichtung hat sich bewährt, mehrere Mitglieder der M. xanthus Gemeinschaft.

Zur Untersuchung<em&gt; Myxococcus xanthus</em&gt; Schwarmverhalten, haben wir ein Zeitraffer-microcinematography Protokoll, das für verschiedene Tests modifiziert werden kann konzipiert. Das Unternehmen beschäftigt Standard Wachstumsbedingungen für die Mikroskopie geeignet und liefert reproduzierbare Ergebnisse durch den Einsatz von kostengünstigen und wiederverwendbaren Silikon-Dichtungen. Wir haben diese Methode verwendet, um vielzelligen Chemotaxis zu quantifizieren.

Recording Multizelluläre Behavior in Myxococcus xanthus Biofilme mit Zeitraffer-Microcinematography

Ein Schwarm des $\delta$-Proteobakteriums Myxococcus xanthus besteht aus Millionen von Zellen, die als Kollektiv agieren und ihre Bewegung durch eine Serie von ... koordinieren.

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, eine kostengünstige Zeitraffermikroskopie-Methode zu entwickeln, die streng genug ist, um reproduzierbare und quantifizierbare Ergebnisse zu erzielen. Dies wird erreicht, indem kostengünstige, wiederverwendbare Silikon-Dichtungen verwendet werden, um Agar-Medienplatten oder Mikroskoppräparate herzustellen. Die Ergebnisse zeigen, dass diese Plattenkombinationen über eine Vielzahl von Medientypen und Agarkonzentrationen hinweg mehr als eine Woche lang ausreichend befeuchtet und belüftet bleiben.Außerdem beschleunigt die Verwendung von acht kostengünstigen Mikroskopen die Datenerfassung, da die Zeitraffermikrofilmaufnahme ein langsamer Prozess ist. Hallo, ich bin Ryan Taylor aus dem Labor von Dr. Roy Welch vom Fachbereich Biologie der Syracuse University. Heute zeigen wir Ihnen ein Verfahren zur Herstellung von Zeitrafferaufnahmen bakterieller Biofilme in unserem Labor. Mit diesem Verfahren untersuchen wir das vielzellige Verhalten von MTI-Biofilmen.Beginnen wir also. Um dieses Verfahren zu starten, messen Sie die Zelldichte einer Übernachtkultur von Occus sanus mit einem Klotterzähler. Übertragen Sie ein Milliliter der K

recording-multicellular-behavior-myxococcus-xanthus-biofilms-using

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dieses Protokoll bietet eine Schritt-für-Schritt-Verfahren, um einzelne Zelle Verhalten verschiedener Bakterien in der Zeit mit Hilfe automatisierter Fluoreszenz-Zeitraffer-Mikroskopie zu überwachen. Darüber hinaus bieten wir Richtlinien, wie die Mikroskopie-Aufnahmen zu analysieren.

Live Cell Imaging von Bacillus subtilis Und Streptococcus pneumoniae Verwendung von Automated Zeitraffer-Mikroskopie

Diese Methode ermöglicht das Monitoring von Zellen in Echtzeit und quantitative Messungen verschiedener Zell-Migration Parameter wie Geschwindigkeit, Weg und Geschwindigkeit. Im Gegensatz zu den herkömmlichen Methoden ist diese Echtzeit-Ansatz nicht auf Endpunkt quantitativen Migration der Grundlage von Messungen, sondern es ermöglicht die Überwachung und Berechnung verschiedener Parameter kontinuierlich.

Quantitative Analyse der ungerichtete Migration von Zellen unter Verwendung Zeitraffer-Video-Mikroskopie

Quelle: Oms, T., et al. Populations- und Einzelzellanalyse der Antibiotikapersistenz in Escherichia coli. J. Vis. Exp. (2023)Dieses Video stellt ein Protokoll zur Überwachung einzelner Bakterienzellen vor, die ein fluoreszenzmarkiertes DNA-bindendes Protein in einem mikrofluidischen System exprimieren. Es zeigt, wie Antibiotika die meisten Zellen hemmen, während eine Subpopulation von Persisterzellen die Behandlung überlebt und nach der Entfernung von Antibiotika wieder nachwächst.

Mikrofluidische Zeitraffermikroskopie zur Untersuchung der Antibiotika-Persistenz in Bakterien

Quelle: Schumacher, D., et al. Fluoreszenz-Lebendzellbildgebung des vollständigen vegetativen Zellzyklus des langsam wachsenden sozialen Bakteriums Myxococcus xanthus. J. Vis. Exp. (2018)Dieses Video demonstriert die Vorbereitung und Bildgebung von Myxococcus xanthus, einem langsam wachsenden Bodenbakterium. Die Kultur wird in einem Medium angebaut, auf einen Deckdeckel mit fluoreszierenden Mikrosphären aufgetragen und mit einem vorgewärmten Agarose-Pad überlagert, um die Hydratation und...

Vorbereitung von Myxococcus-Xanthus-Proben für die Lebendzellbildgebung

Quelle: Schumacher, D., und Sogaard-Andersen, L. Fluoreszenz-Lebendzellbildgebung des vollständigen vegetativen Zellzyklus des langsam wachsenden sozialen Bakteriums Myxococcus xanthus. J. Vis. Exp. (2018)Dieses Video demonstriert die Verwendung von Live-Zell-Bildgebung zur Verfolgung fluoreszenzmarkierter Chromosomenursprünge während der bakteriellen Zellteilung. Es erfasst die Dynamik der Chromosomensegregation mittels Zeitraffer-Phasenkontrast und Fluoreszenzmikroskopie.

Zeitrafferbildgebung der Chromosomensegregation bei fluoreszierend markierten Bakterien

Quelle: Makowski, Ł., et al. Lebendzellbildgebung des Lebenszyklus des bakteriellen Räubers Bdellovibrio bacteriovorus mittels Zeitrelapse-Fluoreszenzmikroskopie. J. Vis. Exp. (2020)Dieses Video zeigt Zeitraffer-Fluoreszenzbildgebung von Bdellovibrio bacteriovorus , der sich auf immobilisierten E. coli unter einem Agarose-Pad ernährt, was eine Echtzeitvisualisierung intrazellulärer Replikation und Nachkommenfreisetzung ermöglicht, um bakterielle Prädation und Wirt-Pathogen-Interaktionen zu...

Lebendzell-Zeitraffer-Bildgebung von Bdellovibrio bacteriovorus Prädation auf E. coli

Die partikelnachfolgende Mikrorheologie untersucht die Viskoelastizität von Materialien. Hier wird die Technik verwendet, um die Viskoelastizität, die Kriechnachgiebigkeit und die effektive Vernetzungsrolle verschiedener Matrixkomponenten eines bakteriellen Biofilms zu bestimmen. Die Matrix besteht aus polymeren Substanzen, die von den Bakterien sezerniert werden, und ihre Bestandteile bestimmen die Struktur des Biofilms und die mechanischen Eigenschaften.

In-situ-Mapping der mechanischen Eigenschaften von Biofilmen durch Partikel-Tracking Mikrorheologie

In dieser Studie wurde ein Nano mikrofluidischen Strömungskammer wurde verwendet , um die Zuckungen Motilität von Xylella fastidiosa zu visualisieren und funktionell zu charakterisieren, ein Bakterium , das Pierce-Krankheit in Weinrebe verursacht.

Visualisierung von Twitching Motilität und Charakterisierung der Rolle des<em&gt; Pilg</em&gt; in<em&gt; Xylella fastidiosa</em

Bakterienzellen sind räumlich sehr organisiert. Um diese Organisation im Laufe der Zeit in den langsam wachsenden Myxococcus Xanthus Zellen zu folgen, wurde ein Setup für Fluoreszenz live Cell Imaging mit hoher räumlich-zeitliche Auflösung über mehrere Generationen hinweg entwickelt. Mit dieser Methode konnte raumzeitliche Dynamik wichtige Proteine für Chromosom Segregation und Zellteilung bestimmt werden.

Fluoreszenz Live Cell Imaging der komplette Vegetative Zellzyklus von langsam wachsenden sozialen Bakterium Myxococcus xanthus

Wir präsentieren ein Protokoll für die Isolierung und Kultur von primären embryonalen palatalen mesenchymalen Zellen der Maus für die Zeitraffer-Bildgebung von zweidimensionalen (2D) Wachstums- und Wundreparaturassays. Wir stellen auch die Methodik für die Analyse der Zeitraffer-Bildgebungsdaten zur Verfügung, um die Zellstrombildung und die Richtungsmotilität zu bestimmen.

Isolierung und Zeitraffer-Bildgebung von primären embryonalen palatalen Mesenchymzellen der Maus zur Analyse kollektiver Bewegungsattribute

Lernen Sie Zeitraffer-Microcinematographie zur Untersuchung von Schwarmverhalten in Myxococcus xanthus-Biofilmen. Diese kostengünstige Methode mit wiederverwendbaren Silikondichtungen liefert reproduzierbare und quantifizierbare Ergebnisse.

Recording Multizelluläre Behavior in Myxococcus xanthus Biofilme mit Zeitraffer-Microcinematography

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