Name: Intrakranielle Injektion von Adeno-assoziierte virale Vektoren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-11-17T18:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 47 s
Description: Erfahren Sie die intrakranielle Injektion von AAV-Vektoren zur fluoreszierenden Markierung von Neuronen und Gliazellen im visuellen Kortex. Diese Methode ermöglicht gezielte in vivo Bildgebung.

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Diese Arbeit wurde ermöglicht durch Zuschüsse aus dem NIH (EY012977), ein Career Award in der Biomedizin von der Burroughs Wellcome Fund, der Whitehall-Stiftung, und die Sloan Foundation (AKM).

1. Virus Handhabung und Lagerung <ol><li> Richtiger Schutz und Umgang mit Techniken sollten auf der Grundlage der biologischen Sicherheit des Virus verwendet werden gewählt werden. Diese Praktiken können in Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories 5. Auflage, auf der CDC-Website gefunden werden ( <a href="http://www.cdc.gov/od/OHS/biosfty/bmbl5/bmbl5toc.htm">http://www.cdc.gov/od/OHS/biosfty/bmbl5/bmbl5toc.htm</a> ). Die Verwendung von AAV-Vektoren für Biosafety Level 1 (BSL-1) genehmigt. Für das Experiment hier gezeigt, wird ein Laborkittel und Handschuhe bei der Handhabung des Virus sein, in Übereinstimmung mit Verfahren für den Umgang mit BSL-1-Agenten. </li><li> Zur Wahrung der Aktivität des Virus ist es am besten, um sie in kleinen Portionen zu teilen, um wiederholtes Einfrieren und Auftauen zu vermeiden. </li><li> Bereiten Sie eine Biosicherheitswerkbank (BSC) Klasse II für Aliquotierung Virus durch das Löschen des BSC von unnötigen Gegenständen und Sterilisieren der Oberfläche mit 70% EtOH. Legen Sie ein Becherglas mit 10% Bleichmittel-Lösung in der Haube zum Sammeln AAV-kontaminierten Abfällen. Auch in der BSC gesetzt sind sterile 0,5 ml Röhrchen und einen Behälter mit Trockeneis. </li><li> Thaw virale Lager auf Eis außerhalb des BSC. </li><li> Vortex-Virus und öffnen Sie den Schlauch in die BSC. </li><li> Pipette die gewünschte aliquoten Volumen (zB 5 ul) in ein 0,5 ml Röhrchen, in der Nähe der Röhre und legen Sie sie in das Trockeneis zur flash-freeze des Virus. </li><li> Wenn alle Virus wurde aliquotiert, des Virus Rohr und Pipettenspitzen in den Abfallbehälter mit 10% Bleichmittel zu entsorgen. </li><li> Entfernen Sie die Abfallbehälter von der Motorhaube und fügen Sie zusätzliche 10% Bleichmittel, gießen Sie dann das Bleichmittel in den Ausguss. Entsorgen von Kunststoffabfällen in einem Behälter für biologischen wie von Ihrem Institut die Biologische Sicherheit angewiesen. </li><li> Reinigen Sie alle Geräte oder Oberflächen, die in Kontakt mit dem Virus mit 10% Bleiche kam. Entsorgen Sie Handschuhe. </li><li> Shop-Aliquots in -80 ° C Gefrierschrank. </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Bedecken Sie den OP-Bereich mit einem saugfähigen Labortisch Papier. Chirurgische Instrumente sollten sterilisiert werden und Chirurgie erfolgen unter aseptischen Bedingungen in Einklang mit Ihrer Einrichtung Biosicherheit und Nutzung von Tieren Richtlinien. </li><li> Wählen Sie einen Bereich neben dem chirurgischen Bereich, gewidmet dem Laden der Mikropipetten mit Virus werden, und decken Sie es mit einem saugfähigen Labortisch Papier. Einen aliquoten Teil-Virus in einen Behälter mit Eis in diesem Bereich und damit das Virus auf Eis auftauen, wie die Operation durchgeführt wird. </li><li> Einrichten eines Abfallbehälters von 10% Bleichmittel in den dedizierten Virus Handling-Bereich für die Entsorgung von Pipettenspitzen, etc., die in Kontakt mit dem Virus kommen. </li><li> Ziehen Sie ein Glas Wiretrol Mikropipette zu einer Spitze Durchmesser von etwa 20 Mikrometern. Setzen Sie einen kleinen Tropfen Mineralöl auf dem stumpfen Ende der Mikropipette und legen Sie den Draht Kolben mit den Mikropipetten zur Verfügung gestellt. </li><li> Sichern Sie die Mikropipette in die Klemme der Mikropumpe Arm. </li><li> Inject eine Maus subkutan mit Buprenorphin bei einer Dosis von 0,5 mg / kg. Anesthetize die Maus mit Avertin durch intraperitoneale Injektion mit einer Dosis von 200 mg / kg und entfernen Sie die Haare von der Spitze des Kopfes mit chirurgischer Schere, achten Sie darauf, die Margen groß genug, um Haare aus der Eingabe der Schnitt verhindern lassen. </li><li> Bringen Sie eine Heizdecke auf der Basis eines stereotax eine Körpertemperatur von 37 ° C während der Operation zu erhalten und sichern Sie die Maus in die stereotax. </li><li> Bathe den Kopf mit drei wechselnden scrubs von Ethanol und betadine, um den Bereich zu sterilisieren. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Tobradex Augensalbe an jedem Auge zu halten die Augen feucht während der Operation. </li><li> Machen Sie einen Schnitt nach der Mittellinie des Kopfes und ziehen die Haut zurück zu den Schädel freizulegen. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Faszie vom Schädel spitzen Pinzette. </li><li> Suchen Sie den Bereich injiziert mit stereotaktischen Koordinaten werden und markieren den Schädel mit einem chirurgischen Stift. </li><li> Mit einem zahnärztlichen Bohrer mit 1,4 mm Grat, dünne einer Fläche des Schädels ca. 2mm im Durchmesser, bis der Schädel Risse, indem die verdünnte Bereich in mehrere Segmente. </li><li> In diesem Verfahren behalten die Schädel feucht mit Anwendungen von steriler Kochsalzlösung. </li><li> Führen Sie eine Kraniotomie durch sanftes Entfernen der ausgedünnt Schädel Segmente mit extra-feinen Spitzen einer Pinzette. </li></ol> 3. Injection Vorbereitung <ol><li> Mit einem Kimwipe über den Deckel gelegt, öffnen Sie das Rohr des Virus und Pipette 1.5uL (für eine 1UL Injektion) des Virus auf einem kleinen Stück Parafilm. </li><li> Setzen Sie die Spitze der Mikropipette in das virale Lager und manuell zurückzuziehen den Kolben. Wenn Schwierigkeit besteht darin, erfahrene Zeichnung virale Lager in der Mikropipette kann die Spitze vergrößert leicht sein piercing einem Kimwipe mit der Mikropipette auf einen kleinen Teil des Glases zu brechen. </li><li> Lower Mikropumpe Arm auf Kolben, bis eine kleine Menge des Virus von der Spitze der Mikropipette ausgeräumt. Entfernen Sie diese kleinen Tropfen mit einem Wattestäbchen und verwerfen Applikator in waste-Container. </li><li> Tragen Sie einen Tropfen Mineralöl auf die Spitze der Mikropipette zur Vermeidung von Verstopfungen, wie die Mikropipette in das Gehirn gesenkt wird. </li></ol> 4. Virus Injection <ol><li> Mit X-und Y-Koordinaten stereotaktischen, Position der Mikropipette über den Bereich injiziert werden. In diesem Experiment koordiniert die stereotaktische zur primären visuellen Kortex zu finden sind 2,7 mm posterior zu Bregma und 2,5 mm lateral der Mittellinie. Sehr langsam niedriger die Mikropipette (mit einer ungefähren Rate von 1mm/1minute) auf die richtige Z-Position. </li><li> Geben Sie die gewünschte Einspritzparameter in die SYS Micro4 Mikropumpe Controller-Box und starten Sie die Injektion. Für dieses Experiment wird 1 Mikroliter über 10 Minuten als einer Rate von Injektion verwendet werden. </li><li> Wenn die Injektion beendet ist, verlassen Sie die Pipette für 1-2 Minuten auf Efflux von Viren bei der Entnahme zu verhindern ruhen. Nach diesem Zeitraum sehr langsam entfernen Sie die Mikropipette aus dem Gehirn (gleiche Geschwindigkeit wie oben). </li><li> Suture der Kopfhaut und verschließen Sie diese mit Gewebekleber. Spritzen Sie das Tier subkutan mit Buprenorphin bei einer Dosis von 0,1 mg / kg alle 8-12 Stunden in den nächsten 72 Stunden oder so lange wie das Tier Anzeichen von Schmerz. Lassen Sie das Tier unter einer Wärmelampe erholen, bis es ambulating ist und bereit, in seinen Käfig zurückgebracht werden. Imaging Experimente können nach der gewünschten Inkubationszeit (Tage bis Wochen nach einer viralen Injektion) eingeleitet werden. </li></ol> 5. Cleanup <ol><li> Spülen Sie die Mikropipette mit 10% Bleichmittel und entsorgen Sie sie in einem für spitze Gegenstände aufbewahren. </li><li> Entsorgen von Abfall-Container in der gleichen Weise wie Abschnitt 1. </li><li> Discard Labortisch Papier in biohazard bin und wischen Sie alle Oberflächen und Instrumente, die in Kontakt mit dem Virus mit 10% Bleichmittel kommen kann. </li><li> Ungenutzte Virus kann wieder eingefroren werden, wenn man bedenkt, dass die wiederholte Frost / Tau-Zyklen Abbau des Virus führen. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/2140/2140fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Transduzierten Neuron nach der Injektion von doppelsträngiger Adeno-assoziierten Virus Serotyp 1 (dsAAV S1) trägt grün fluoreszierende Protein (GFP) unter Kontrolle des CMV-Promotor. Der Zellkörper sowie proximalen und distalen Dendriten sind deutlich sichtbar in festen Abschnitten aufgenommen mit einer epifluoreszenten Mikroskop. Maßstab = 100 um. <img src="/files/ftp_upload/2140/2140fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Labeling typisch für eine intrakranielle Virus Injektion in primären visuellen Kortex mittels dsAAV S1 zeigt das Ausmaß der viralen Verbreitung sowie markierten Neuronen, Glia und Prozesse. Maßstab = 250 pm. <img src="/files/ftp_upload/2140/2140fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Labeling der Zellen im Hippokampus mit dsAAV S1. Maßstab = 250 pm. Diese Zahlen stammen aus Lowery et al angepasst. 2009 1

<ol><li>Kaplitt, M. G., Leone, P., Samulski, R. J., Xiao, X., Pfaff, D. W., O'Malley, K. L., During, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+gene+expression+and+phenotypic+correction+using+adeno-associated+virus+vectors+in+the+mammalian+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Genet%22%5BJournal%5D)">Long-term gene expression and phenotypic correction using adeno-associated virus vectors in the mammalian brain.</a> Nat Genet. 8, 148-154 (1994).</li>
<li>Harding, T. C., Dickinson, P. J., Roberts, B. N., Yendluri, S., Gonzalez-Edick, M., Lecouteur, R. A., Jooss, K. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+gene+transfer+efficiency+in+the+murine+striatum+and+an+orthotopic+glioblastoma+tumor+model%2C+using+AAV-7-+and+AAV-8-pseudotyped+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Enhanced gene transfer efficiency in the murine striatum and an orthotopic glioblastoma tumor model, using AAV-7- and AAV-8-pseudotyped vectors.</a> Hum Gene Ther. 17, 807-820 (2006).</li>
<li>Lo, W. D., Qu, G., Sferra, T. J., Clark, R., Chen, R., Johnson, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adeno-associated+virus-mediated+gene+transfer+to+the+brain%3A+duration+and+modulation+of+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Adeno-associated virus-mediated gene transfer to the brain: duration and modulation of expression.</a> Hum Gene Ther. 10, 201-213 (1999).</li>
<li>Lowery, R. L., Zhang, Y., Kelly, E. A., Lamantia, C. E., Harvey, B. K., Majewska, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+long-term+labeling+of+cells+in+the+developing+and+adult+rodent+visual+cortex+using+double-stranded+adeno-associated+viral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Rapid long-term labeling of cells in the developing and adult rodent visual cortex using double-stranded adeno-associated viral vectors.</a> Dev Neurobiol. 69, 674-688 (2009).</li>
</ol>

Die Tier-und experimentelle Protokolle wurden von der University of Rochester University Committee on Animal Resources (UCAR) im Einklang mit dem PHS-Politik auf Humane Pflege und Verwendung von Labortieren genehmigt.

Viral-vermittelte Gentransfer birgt ein großes Potenzial für die Untersuchung der neurologischen Prozesse und Behandlung von Störungen des Gehirns 1,2,3. Die große Vielseitigkeit dieser Technik kann auch genutzt werden, um Fluoreszenz-Label-Zellen für die Bildgebung sowohl in vitro und in vivo 4 sein. Hier zeigen wir ein detailliertes Verfahren für die Transduktion von Neuronen und Gliazellen in Maus visuellen Kortex mit einer doppelsträngigen Adeno-Verein Virus, das Enhanced Gree...

<table><tbody><tr><td>Adapter für St&amp;#8211;lting-Maus und neugeborene Ratte</td><td>Stoelting Co.</td><td>51625</td><td>Ein herkömmliches stereotaktisches Gerät zur Fixierung der Tiere während der Operation kann verwendet werden</td></tr><tr><td>Extrafeine Bonn-Schere, 8,5 cm, gerade Spitze, Schneidkante 13 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>14084-08</td><td></td></tr><tr><td>Augenverbandpinzette, 10 cm, Spitzenbreite 0,5 mm, gebogen</td><td>Fine Science Tools</td><td>11152-10</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Pinzette – Dumoxel Standardspitze, 11 cm, abgewinkelt</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>Pinzette mit extrafeiner Spitze zum Durchführen einer Kraniotomie</td></tr><tr><td>Standardpinzette, gerade, 2,5 mm × 1,35 mm Spitze, 12 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>11000-12</td><td></td></tr><tr><td>Microtorque-Steuerbox und Tech2000-Handstück</td><td>Ram Products, Inc.</td><td>TECH2000ON/OFF</td><td>Zahnbohrgerät</td></tr><tr><td>Mikrobohrer aus rostfreiem Stahl, 1,4 mm Spitzen­durchmesser</td><td>Fine Science Tools</td><td>19008-14</td><td></td></tr><tr><td>Wiretrol-Mikropipetten, zur Applikation von 1–5 µL</td><td>VWR international</td><td>5-000-1001 oder 53480-287</td><td></td></tr><tr><td>Mineralöl</td><td>VWR international</td><td>29447-338</td><td></td></tr><tr><td>Manueller Mikromanipulator mit Kippvorrichtung (rechts)</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>M3301-M3-R</td><td>Wird zur Bestimmung stereotaktischer Koordinaten verwendet</td></tr><tr><td>UltraMicroPump (UMP3) (eine Einheit) mit SYS-Micro4-Controller</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>UMP3-1</td><td></td></tr><tr><td>Nähte</td><td>VWR international</td><td>95056-952</td><td></td></tr><tr><td>P-97 Flaming/Brown-Mikropipettenzieher</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Tobradex</td><td></td><td></td><td>Erhältlich über den Veterinärdienst Ihrer Einrichtung&amp;rsquo;</td></tr></tbody></table>

intrakranielle injektion von adeno-assoziierte virale vektoren

Intracranial Injection of Adeno-associated Viral Vectors

Intrakranielle Injektion von viralen Vektoren entwickelt, um ein fluoreszierendes Protein exprimieren ist eine vielseitige Kennzeichnung Technik zur Visualisierung von bestimmten Untergruppen von Zellen in verschiedenen Hirnregionen in vivo und in Hirnschnitten. Anders als die Injektion von Fluoreszenzfarbstoffen, bietet virale Kennzeichnung der gezielten Förderung einzelner Zelltypen und ist weniger teuer und zeitaufwendig ist als Einführung transgener Mauslinien. Bei dieser Technik wird ein Adeno-assoziierte Viren (AAV) Vektor injiziert intrakraniell mit stereotaktischen Koordinaten einer Mikropipette und eine automatische Pumpe für präzise Lieferung von AAV auf den gewünschten Bereich mit minimaler Schädigung des umliegenden Gewebes. Injection-Parameter können auf einzelne Experimente durch Anpassung der Tier-Alter an der Injektionsstelle, Injektion Lage, Injektionsvolumen, die Rate der Injektion, AAV-Serotyp und der Promotor, der die Genexpression zugeschnitten werden. Je nach den gewählten Bedingungen kann viral-induzierter Transgenexpression erlauben die Visualisierung von Gruppen von Zellen, einzelne Zellen oder feinen zelluläre Prozesse, bis auf die Ebene von dendritischen Dornen. Die hier gezeigten Experiment zeigt eine Injektion von doppelsträngiger AAV, die grün fluoreszierendes Protein für die Kennzeichnung von Neuronen und Gliazellen in der Maus primären visuellen Kortex.

Hier präsentieren wir die intrakranielle Injektion von AAV-Vektoren für die Fluoreszenzmarkierung von Neuronen und Gliazellen in der Sehrinde.

Intrakranielle Injektion von Adeno-assoziierte virale Vektoren

Die intrakranielle Injektion von viralen Vektoren, die so konstruiert wurden, dass sie ein fluoreszierendes Protein exprimieren, ist eine vielseitige Markierungstechnik zur Visualisierung spezifischer ...

Virusvektoren können verwendet werden, um fluoreszierende Proteine in spezifischen Zellsubpopulationen im Gewebe zu exprimieren. Hier wird ein Virus, das modifizierte Proteine exprimiert, in den primären visuellen Kortex des Gehirns eingebracht, indem zunächst über diesem Bereich eine kleine Kraniotomie durchgeführt wird. Anschließend wird eine Glas-Mikropipette in das Gehirn abgesenkt und ein dentales assoziiertes virales Vektor in das Gehirn injiziert, woraufhin die Operationsstelle verschlossen wird.Nachdem sich das Tier erholt hat, kann die Bildgebung durchgeführt werden, um das Schicksal fluoreszenzmarkierter Zellen in vivo oder in Gehirnschnitten zu verfolgen. Die Hauptvorteile dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der Markierung mit fluoreszierenden Farbstoffen oder transgenen Mauslinien bestehen darin, dass sie gezielt einzelne Zelltypen ansprechen kann und kostengünstiger sowie zeitsparender ist als die Erstellung einer transgenen Linie. Die Verwendung von adeno-assoziierten viralen Vektoren ist für die Biosicherheitsstufe eins oder BSL eins zugelassen.Hier werden ein Laborkittel und Handschuhe gemäß den Verfahren für den Umgang mit BSL-Stufe-1-Agens getragen,

intracranial-injection-of-adeno-associated-viral-vectors

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Quelle: Pereira, M. et. al., In vivo direkte Reprogrammierung von residenten Gliazellen in Interneuronen durch intrazerebrale Injektion viraler Vektoren. J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video zeigt die stereotaktische Injektion eines Adeno-assoziierten Virus in die Großhirnrinde einer transgenen Maus, um Cre-abhängige neuronale Reprogrammierung und fluoreszierende Reportergene in Gliazellen zu bringen.

Stereotaktische Injektion von viralen Vektoren für die Reprogrammierung von Gliazellen in einem Mausmodell

Quelle: Li, D., et al. Direkte intrathekale Injektion von rekombinanten Adeno-assoziierten Viren in erwachsene Mäuse. J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video zeigt das Verfahren zur intrathekalen Injektion von Adeno-assoziierten Viren (AAV) in die Zerebrospinalflüssigkeit (CSF) einer wachen Maus, einschließlich der Spritzenvorbereitung, der Ausrichtung der Wirbelsäule und des präzisen Einführens der Nadel. Diese Methode validiert die gezielte Verabreichung von Genen und unterstützt ihr Potenzial für...

Intrathekale Verabreichung von Viren in einem Mausmodell zur Behandlung von Erkrankungen des Zentralnervensystems

Quelle: Grames, M. S., et al. Methoden und Tipps zur intravenösen Verabreichung von Adeno-assoziierten Viren an Ratten und zur Bewertung der Transduktion des Zentralnervensystems. J. Vis. Exp. (2017)Dieses Video zeigt die Schwanzveneninjektion von rekombinanten Adeno-assoziierten Viren (AAV) bei Ratten. Nach der Injektion in die Seitenschwanzvene gelangt das Virus in den Blutkreislauf, zirkuliert durch das Herz und erreicht das Gehirn, wo es in Neuronen eindringt und die Produktion von...

 Intravenöse Verabreichung von rekombinanten Adeno-assoziierten Virusvektoren in einem Rattenmodell 

Hier demonstrieren wir eine Technik zur weit verbreiteten neuronalen Transduktion durch intraventrikuläre Injektion von Adeno-assoziierten Viren in das neonatale Mausgehirn.  Diese Methode bietet eine schnelle und einfache Möglichkeit, eine lebenslange Expression von viral transportierten Transgenen zu erreichen.

Intracerebroventricular Viral Injektion der Neonatal Maus Gehirn für anhaltenden und verbreiteten Neuronale Transduction

Das Gehirn ist ein einzigartiger Ort mit Eigenschaften, die nicht gut durch in vitro-oder Eileiter Analysen dargestellt. Orthotopen Mausmodellen mit reproduzierbaren Lage und Wachstumseigenschaften zuverlässig mit intrakraniellen Injektionen mit einem stereotaktischen Fixierung Instrument und eine Niederdruckspritzenpumpe erzeugt werden.

Erstellen Anatomisch genaue und reproduzierbare intrakranielle Xenografts der Menschen Hirntumoren

Methoden für eine breit angelegte zentrale Nervensystem gen Lieferung bei der Ratte sind abgedeckt. In diesem Beispiel ist der Zweck, eine Krankheit zu imitieren, die das gesamte Rückenmark betrifft. Die weit verbreitete Transduktion lässt sich ein therapeutisches Protein aus einer einmaligen, periphere Verwaltung an die CNS liefern.

Methoden und Tipps für die intravenöse Gabe von Adeno-assoziierten Virus an Ratten und Bewertung des zentralen Nervensystems Transduktion

Hier präsentieren wir Ihnen eine direkte intrathekale Injektionstechnik mit 1 % Lidocain Hydrochlorid in eine virale Lösung gewährleisten effizienten Adeno-assoziierten Viren Lieferung an Kleintieren und etablieren ein scoring-System zur Vorhersage der Transduktion Effizienz im zentralen Nervensystem nach dem Grad der vorübergehende Schwäche durch Lidocain induziert.

Direkte intrathekale Injektion von Recombinant Adeno-assoziierten Viren bei Erwachsenen Mäusen

In diesem Manuskript wird die subkonjunktivale Injektion als gültige Vektorabgabemethode für Augengewebe bei Mäusen unter Verwendung eines Injektionssystems demonstriert, das aus einer Infusions-/Entnahmespritzenpumpe und einer gasdichten herausnehmbaren Spritze in Verbindung mit Mikroinjektionsnadeln besteht. Dieses Injektionssystem ist auch für andere intraokulare Verabreichungswege anpassbar.

Subkonjunktivale Verabreichung von Adeno-assoziierten Virusvektoren in Kleintiermodellen

Es wird ein chirurgischer Eingriff beschrieben, bei dem Injektionen in die Lendenwirbelkammer der juvenilen Ratte durchgeführt werden. Dieser Ansatz wurde für die intrathekale Verabreichung von Gentherapie-Vektoren verwendet, aber es wird erwartet, dass dieser Ansatz für eine Vielzahl von Therapeutika, einschließlich Zellen und Medikamenten, verwendet werden kann.

Intrathekale Vektorverabreichung bei juvenilen Ratten über die Injektion in die Lendenwirbelsäule

Im Folgenden stellen wir ein optimiertes Protokoll für die Injektion von seitlichen Schwanzvenen aus der Maus zur systemischen Verabreichung von Adeno-assoziierten Viren (AAV) bei adulten Mäusen vor. Darüber hinaus beschreiben wir Protokolle von häufig verwendeten Assays zur Beurteilung der AAV-Transduktion.

Konsistente Verabreichung des Adeno-assoziierten Virus durch laterale Schwanzveneninjektion bei erwachsenen Mäusen

Es wird eine neue Technik zur großflächigen Verabreichung von Adeno-assoziierten Viren beschrieben, die eine Subarachnoidalvirus-Infusion verwendet. Diese Methode gewährleistet nicht nur eine weit verbreitete Transduktion von neokortikalen Neuronen der Maus in oberflächlichen Schichten, sondern führt auch zu einer selektiven Expression des Transgens in pyramidalen Neuronen der fünften Schicht, selbst wenn ein nicht-selektiver Promotor verwendet wird.

Weit verbreitete Transduktion neokortikaler Neuronen der Maus durch Subarachnoidal-Injektion von AAV2

Erfahren Sie die intrakranielle Injektion von AAV-Vektoren zur fluoreszierenden Markierung von Neuronen und Gliazellen im visuellen Kortex. Diese Methode ermöglicht gezielte in vivo Bildgebung.

Intrakranielle Injektion von Adeno-assoziierte virale Vektoren

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