Name: Visualisierung des embryonalen Nervensystems in Whole-mount Drosophila Embryos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 8 s
Description: Lernen Sie die Visualisierung des embryonalen Nervensystems in Drosophila mittels Immunfluoreszenzmikroskopie. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung neuronaler Strukturen und genetischer Einflüsse auf die Entwicklung.

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SG wird durch Mittel aus der State University of New York at Buffalo und von John R. Oishei Foundation unterstützt.

1. Vorbereitung der Reagenzien <ol><li> Bereiten Sie die PEMFA Buffer mit 100 mM Pipes, 2 mM EGTA und 1 mM MgSO 4. Den pH-Wert des Puffers auf 7,0. Die PEMFA Puffer sterilfiltriert und bei 4 ° C. </li><li> Bereiten PBT, indem 1 ml Triton X-100 bis 100ml 1x PBS (Phosphate Buffered Saline) (pH 7,0). Lagerung bei 4 ° C. </li><li> Bereiten Sie 5% BSA (Rinderserumalbumin) mit 0,01% NaAcide in 1x PBS (pH 7,0). </li><li> Bereiten Sie die Salzlösung mit 0,7% NaCl und 0,03% Triton X-100 in entionisiertem Wasser. </li><li> Bereiten Sie das Fixativ durch die Kombination von 4 Teilen PEMFA Puffer mit 1 Teil 37% Formaldehyd. </li></ol> 2. Sammlung von Embryos <ol><li> Bereiten Sie einen Käfig für die Drosophila-Stamm von Interesse, indem sie&gt; 100 fliegt in einer Kunststoff-Flasche mit einem Adapter mit Agar Fütterung Platte. </li><li> Lassen Sie den Käfig fliegt im Dunkeln bei Raumtemperatur für 72 Stunden, wechselnden Platten alle 8-12 Stunden, so dass die Fliegen, um den Käfig zu bekommen gewöhnt und halten nicht ihre Eier. </li><li> Für das Experiment sammeln Embryonen für 12 Stunden. Entfernen Sie die Petrischale aus dem Behälter und ersetzen Sie sie. Nehmen Sie die Petrischale entfernt und waschen die Embryonen von der Schüssel mit der Kochsalzlösung und einem sauberen Pinsel. </li><li> Sammeln Sie die Embryonen in ein feines Sieb passieren. Spülen mit Kochsalzlösung, um überschüssige Hefe zu entfernen. </li><li> Mit einem Spatel vorsichtig abholen Embryonen und legen Sie sie in eine kleine Glasflasche mit einer Kappe. Fügen Sie zu 1 ml Kochsalzlösung. </li></ol> 3. Die Entfernung des Chorion und Dottergangzyste Membranen und Fixation <ol><li> Nach der Sammlung von Embryonen, bereiten Sie die Heptan-Fix-Lösung durch die Kombination von 50% Heptan und 50% Fixativ. Die Lösung wird mit Heptan oben und das Fixativ auf dem Boden geschichtet werden. </li><li> In dem Glasfläschchen waschen die Embryonen durch Inkubation in der Salzlösung für 5 Minuten. Entfernen Sie das überschüssige Salz mit einer Pasteurpipette. </li><li> Spülen Sie die Embryonen mit entionisiertem Wasser. </li><li> Dechorionate die Embryonen durch Inkubation in 50% Bleichmittel für 3 Minuten. </li><li> Spülen Sie den Embryonen gründlich mit entionisiertem Wasser. </li><li> Fix die Embryonen durch Inkubation für 30 Minuten in der Heptan-Fix-Lösung unter leichtem Schütteln. </li><li> Mit einer Pasteurpipette ersetzen die Fixiermittel (unterste Schicht) mit Methanol Verlassen des Heptan in die Röhre. Kräftig schütteln, um die Dotterhaut zu entfernen. Die devitellinized Embryonen wird am Ende der Röhre zu versenken. </li><li> Sammeln Sie die Embryonen in eine neue Glasflasche mit einer Pasteurpipette. Spülen Sie den Embryonen fünfmal mit Methanol, inkubieren jedes Mal die Embryonen für 5 Minuten. </li></ol> 4. Antikörper-Färbung, Montage-und Visualisierungs- <ol><li> Rehydrieren die Embryonen in einem Gemisch aus 50% PBT-Lösung und 50% Methanol für 5 Minuten. Dann in 100% PBT-Lösung rehydriert für 5 Minuten. </li><li> Blockieren Sie die Embryonen durch Inkubation in 5% BSA mit 0,01% NaAcide Lösung für 1 Stunde bei 4 ° C. </li><li> Embryonen sind nun bereit für die Antikörper-Färbung. Bereiten Sie den primären Antikörper durch Verdünnen auf die geeignete Konzentration mit 5% BSA mit 0,01% NaAcide Lösung. Wir verwenden ein Antikörper gegen das Cystein-String-Protein (CSP), eine vesikuläre synaptischen Protein und ein Anti-HRP oder Meerrettichperoxidase-Antikörper, der eine neuronale spezifische-Kohlenhydratanteil in der Oberfläche Glykoproteine ​​und Etiketten aller Neurone erkennt. </li><li> Inkubieren Sie die Embryonen über Nacht bei 4 ° C in den primären Antikörper-Lösung. </li><li> Am folgenden Tag, waschen Sie die Embryonen 10 Mal mit PBT über den Verlauf einer Stunde. </li><li> Bereiten Sie den sekundären Antikörper-Lösung durch Verdünnung der entsprechenden Konzentration. Wir verwenden Alexa Sekundärantikörper in einer Konzentration von 1:200. </li><li> Inkubieren Sie die Embryonen für 2 Stunden in 4 ° C in den sekundären Antikörper-Lösung. </li><li> Waschen Sie die Embryonen 10 Mal mit PBT über den Verlauf einer Stunde. </li><li> Inkubieren Sie die Embryonen über Nacht in Vectashield Eindeckmedium. </li><li> Montieren Sie die Embryonen auf einem Glasträger und Dichtung das Deckglas mit Nagellack. Visualisieren Embryonen mit einem Fluoreszenzmikroskop. </li></ol> 5. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig1a.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> CSP <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig1b.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> HRP-FITC <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig1c.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Zusammengeführt Abbildung 1: Eine repräsentative Bilder, die die embryonalen ZNS im Stadium 16-17, mit Antikörpern gegen CSP (rot) und HRP (grün). Beachten Sie die unterschiedliche Färbung der Kommissur. <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig2a.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> CSP <img src="/files/ftp_upload/2150/2150fig2b.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> HRP-FITC "/&gt; Zusammengeführt Abbildung 2: Eine repräsentative Bilder, die die embryonale PNS bei Stufe 16-17 mit Antikörpern gegen CSP (rot) und HRP (grün). Beachten Sie die sich wiederholenden Mustern von peripheren Neuronen.

<ol><li>Bodmer, R., Barbel, S., Sheperd, S., Jack, J. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transformation+of+sensory+organs+by+mutations+of+the+cut+locus+of+D.+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Transformation of sensory organs by mutations of the cut locus of D. melanogaster.</a> Cell. 51, 293-307 (1987).</li>
<li>Bodmer, R., Carretto, R., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurogenesis+of+the+peripheral+nervous+system+in+Drosophila+embryos%3A+DNA+replication+patterns+and+cell+lineages%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neurogenesis of the peripheral nervous system in Drosophila embryos: DNA replication patterns and cell lineages.</a> Neuron. 3, 21-32 (1989).</li>
<li>Campos-Ortega, J. A., Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCampos-Ortega%2C+JA+%22The+Embryonic+Development+of+Drosophila+melanogaster%22">The Embryonic Development of Drosophila melanogaster</a>. , Springer-Verlag. New York. (1985).</li>
<li>Carroll, S. B., Scott, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localization+of+the+fushi+tarazu+protein+during+Drosophila+embryogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Localization of the fushi tarazu protein during Drosophila embryogenesis.</a> Cell. 43, 47-57 (1985).</li>
<li>Dambly-Chaudière, C., Ghysen, A., Jan, Y. N., Jan, L. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+connections+between+imaginal+discs+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Muscle connections between imaginal discs in Drosophila.</a> Developmental Biology. 113, 288-294 (1986).</li>
</ol>

Die Drosophila-Embryo ist ein leistungsstarkes System für die Untersuchung der zellulären und molekularen Veränderungen während der neuronalen Entwicklung. In diesem Protokoll haben wir gezeigt, wie man ganze Berg Embryonen für die Immunhistochemie vorzubereiten. Wir haben dieses Protokoll aus dem Protokoll in Carroll und Scott, 1985, beschrieben angepasst. Dieses Protokoll kann auch angepasst werden andere neuronale Antikörper-Test, sondern die Optimierung von Antikörpern getan werden sollte. Darüber hinaus kö...

<table><tbody><tr><td>37% Formaldehyd</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP531-25</td><td></td></tr><tr><td>CSP</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HRP-FITC</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>323-095-021</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 568 Ziegen-Anti-Maus IgG</td><td>Invitrogen</td><td>A-11004</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield Eindeckmedium</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1000</td><td></td></tr></tbody></table>

visualisierung des embryonalen nervensystems in whole-mount drosophila embryos

Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos

Die Drosophila-Embryo ist ein attraktives Modell für die Untersuchung der zellulären und molekularen Grundlagen der neuronalen Entwicklung. Hier beschreiben wir das Verfahren für die Visualisierung von Drosophila embryonalen Nervensystems mit Antikörpern gegen neuronale Proteine. Da die gesamte embryonalen peripheren Nervensystems und des zentralen Nervensystems sind gut auf der Ebene der einzelnen Zellen (..; Bodmer et al, 1987;. Dambly-Chaudière et al, 1986 Bodmer et al, 1989) charakterisiert, jede Aberrationen zu diesen Systemen können leicht identifiziert werden mit Antikörpern gegen verschiedene neuronale Proteine. Die Embryonen sind zu bestimmten Zeiten gesammelt, um sicherzustellen, dass die Embryonen in die richtige Entwicklungsstadien für die Visualisierung sind. Nach dem Sammeln werden die äußeren Schichten des Embryos, das Chorion Membran und der Dotter-Umschlag, der den Embryo umgibt, vor der Fixierung entfernt. Die Embryonen werden dann mit neuronalen Antikörpern und visualisiert mit fluoreszenzmarkierten Sekundärantikörper. Embryos in den Stadien 12-17 visualisiert werden, um die embryonalen Nervensystems zugreifen. Auf Stufe 12 des ZNS Keimstreifs beginnt Verkürzung und von Stufe 15 die endgültige Muster der Kommissur erreicht worden ist. Mit Stufe 17 des ZNS Verträge und die PNS ist voll erschlossen (Campos-Ortega et al. 1985). So Veränderungen in der Struktur des PNS und ZNS können leicht in diesen Entwicklungsstadien beobachtet werden.

Wir beschreiben das Verfahren zur Vorbereitung inszeniert<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryonen für die Visualisierung des embryonalen Nervensystems während der Embryogenese.

Visualisierung des embryonalen Nervensystems in Whole-mount Drosophila Embryos

Der Drosophila-Embryo ist ein attraktives Modellsystem zur Untersuchung der zellulären und molekularen Grundlagen der neuronalen Entwicklung. Hier beschreiben wir die ...

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Oph- und Melanogaster-Embryonen für die Ganzpräparat-Darstellung des Nervensystems vorzubereiten. Dies wird erreicht, indem zunächst Embryonen aus dem gewünschten Fliegenstamm gesammelt werden. Der zweite Schritt des Verfahrens besteht darin, das Corium mit Bleiche zu entfernen.Der dritte Schritt des Verfahrens besteht darin, Heptan und Methanol aufzutragen, um die Vilin-Membran zu entfernen. Der letzte Schritt des Verfahrens ist die Applikation von Antikörpern auf die Embryonen. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die die Struktur des Nervensystems des Drosophila-Embryos mittels Immunfluoreszenzmikroskopie zeigen.Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Neurowissenschaften zu beantworten, beispielsweise welche Rolle Mutationen im sich entwickelnden Nervensystem spielen können. Personen, die mit dieser Methode neu beginnen, haben in der Regel Schwierigkeiten, da sie versehentlich Embryonen aus dem Reagenzglas heraussaugen können. Beginnen Sie dieses Protokoll, indem Sie die benötigten Reagenzien vorbereiten, darunter P-E-M-F-A, Puffer PBC mit 5 % BSA und 0,01 % Natriumazid in Salzlösung sowie Formaldehyd-Fixierungslösung.Bereiten Sie einen Käfig für den gewünschten Drosophila-Stamm vor, indem Sie die Fliegen mit Kohlendioxid betäuben und anschließend mindestens 100 Fliegen in eine Plastikflasche überführen, die einen Adapter mit einer Futterplatte aus Apfelsaft-Agar enthält. Stellen Sie den Fliegenkäfig 72 Stunden lang bei Raumtemperatur im Dunkeln auf. Wechseln Sie die Futterplatten aus Apfelsaft-Agar alle acht bis zwölf Stunden, damit sich die Fliegen an den Käfig gewöhnen und ihre Eier für das Experiment nicht zurückhalten.Nach der 72-stündigen Eingewöhnungsphase sammeln Sie die Embryonen innerhalb von 12 Stunden nach dem letzten Austausch der Apfelsaft-Agar-Fütterungsplatte. Entfernen Sie die Apfelsaft-Agar-Fütterungsplatte aus dem Legkäfig und ersetzen Sie sie unter Verwendung von Kochsalzlösung. Spülen Sie die Apfelsaft-Agar-Fütterungsplatte aus.Sammeln Sie die Embryonen in einem feinen Sieb. Lösen Sie mit einem sauberen Pinsel vorsichtig alle Embryonen, die noch an der Platte haften. Spülen Sie die Embryonen im Sieb mit Salzlösung ab, um überschüssige Hefe zu entfernen. Heben Sie die Embryonen vorsichtig mit einem Spatel auf und geben Sie sie in ein kleines Glasfläschchen.Geben Sie etwa ein Milliliter Kochsalzlösung hinzu. Verschließen Sie dann das Gefäß und inkubieren Sie fünf Minuten lang, um die Embryonen zu waschen. Danach erfolgt die Sammlung der Embryonen.Bereiten Sie die Heptan-Fixierlösung vor, indem Sie 50 % Heptan und 50 % Fixiermittel mischen. Die Lösung bildet eine Schichtung mit Heptan oben und dem Fixiermittel unten. Nach fünf Minuten entfernen Sie mithilfe einer Pasteurpipette die überschüssige Salzlösung aus dem Glasfläschchen mit den Embryonen.Spülen Sie die Embryonen mit entionisiertem Wasser, indem Sie etwa ein Milliliter entionisiertes Wasser auf das Glasfläschchen mit den Embryonen auftragen. Lassen Sie die Embryonen eine Minute lang stehen, bevor Sie das Wasser abgießen und durch eine 50 %ige Bleichlösung ersetzen. Schütteln Sie das Fläschchen mehrmals von Hand und inkubieren Sie anschließend drei Minuten lang, um die Embryonen zu behandeln.Die behandelten Embryonen sinken auf den Boden des Gefäßes. Embryonale CORs schwimmen oben. Entfernen Sie die Bleichlösung und die CORs nach der dreiminütigen Inkubation.Nach der Dekoration die Embryonen gründlich mit entionisiertem Wasser spülen, wobei etwa ein Milliliter entionisiertes Wasser auf das Glasfläschchen mit den Embryonen gegeben wird. Die Embryonen eine Minute lang stehen lassen, bevor das überschüssige Wasser entfernt wird; verbliebene CORs schwimmen oben und sollten entfernt werden. Die Heptan-Fixierungslösung zu den Embryonen geben und diese 30 Minuten unter leichtem Schütteln inkubieren, um sie nach der Fixierung zu fixieren.Entfernen Sie mit einer Pasteurpipette das Fixans, das sich in der unteren Schicht befindet, und lassen Sie das Heptan im Reagenzglas. Geben Sie anschließend Methanol anstelle des Fixans in das untere Ende des Reagenzglases und verschließen Sie das Gefäß. Schütteln Sie es kräftig von Hand, um die Vitellinmembran zu entfernen. Danach werden die fixierten Embryonen auf den Boden des Reagenzglases absinken.Entfernen Sie mit einer Pasteurpipette das Methanol und die Hets aus dem Gefäß, wobei die entionisierten Embryonen zurückbleiben. Spülen Sie die Embryonen anschließend fünfmal mit Methanol, wobei das Methanol nach jeder Spülung mit einer Pasteurpipette abgenommen wird. Inkubieren Sie die Embryonen für jede Spülung jeweils fünf Minuten lang.Die Embryonen fünf Minuten lang in eine Mischung aus 50 % PBT-Lösung und 50 % Methanol geben, um sie zu rehydrieren. Setzen Sie den Rehydratisierungsprozess fort, indem Sie die Embryonen für fünf Minuten in 100 % PBT-Lösung überführen. Blockieren Sie anschließend die Embryonen, indem Sie sie eine Stunde bei vier Grad Celsius in einer Lösung mit 5 % BSA und 0,01 % Natriumazid inkubieren.Bereiten Sie als Nächstes das primäre Antik&ouml;rper f&uuml;r die Embryonalanf&auml;rbung vor, indem Sie es in einer L&ouml;sung aus 5 % BSA mit 0,01 % Natriumazid auf die geeignete Konzentration verd&uuml;nnen. Die hier verwendeten Antik&ouml;rper richten sich gegen das vesikul&auml;re Cystein-String-Protein und den Anti-HRP-Antik&ouml;rper. Anti-HRP erkennt eine neuronenspezifische Kohlenhydratgruppe, die in den Oberfl&auml;chenglykoproteinen vorkommt und alle Neuronen markiert.Die Embryonen über Nacht bei vier Grad Celsius in der Primärantikörperlösung inkubieren. Die Embryonen zehnmal im Verlauf einer Stunde mit PBT waschen. Indem etwa ein Milliliter PBT auf das Glasgefäß mit den Embryonen gegeben wird, die Embryonen sechs Minuten lang ruhen lassen, bevor das PBT entfernt wird.Wiederholen Sie diesen Vorgang des Auftragens von PBT, der Inkubation und des Entfernens von PBT insgesamt 10-mal. Bereiten Sie die Sekundärantikörper-Lösung im Dunkeln vor, da sie lichtempfindlich ist, indem Sie sie auf die geeignete Konzentration verdünnen. Wir verwenden Alexa-Sekundärantikörper in einer Konzentration von 1 zu 200.Die Embryonen zwei Stunden bei vier Grad Celsius in der Sekundärantikörperlösung inkubieren. Das Glasgefäß mit den Embryonen und der Sekundärantikörperlösung mit Aluminiumfolie umwickeln, um eine Lichteinwirkung zu vermeiden. Die Embryonen im Verlauf einer Stunde zehnmal mit PBT waschen.Geben Sie Vektor-Schutz-Mounting-Medium zu den Embryonen hinzu und inkubieren Sie sie über Nacht bei vier Grad Celsius zum Aufbringen. Verwenden Sie eine Pastellpipette, um die Embryonen zusammen mit etwas Mounting-Medium aufzusaugen. Tragen Sie die Embryonen und das Medium auf einen Objektträger auf.Legen Sie einen Deckgläser über die Embryonen und verschließen Sie das Deckgläser mit Nagellack. Visualisieren Sie die Embryonen mithilfe eines Fluoreszenzmikroskops hier. Das embryonale ZNS ist im Stadium 16 bis 17 dargestellt.Cystin-Saite-Protein ist rot dargestellt. HRP-Neurone sind grün dargestellt. Beachten Sie die deutliche Färbung des Kommissurs in diesem repräsentativen Bild.Das embryonale periphere Nervensystem ist im Stadium 16 bis 17 dargestellt. Wiederum wird das Cystin-Saure-Protein in Rot und die Neurone in Grün gezeigt. Beachten Sie die wiederholten Muster der peripheren Neurone.Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, auf die Embryonen achtzugeben, um sie nicht versehentlich aus dem Röhrchen zu entfernen. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man oph fla-Embryonen für die Ganzpräparat-Darstellung des Nervensystems vorbereitet.

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Forschung

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Neurowissenschaften

Drosophila melanogaster-Larven bieten ein ideales Modellsystem, um die Mechanismen der axonalen Transport innerhalb Larven segmentalen Nerven zu untersuchen. Mit diesem Verfahren können 3 rd Larvenstadium, die verschiedene Mutationen zu Wildtyp-Larven verglichen werden.

Visualisierung von Larven segmentalen Nerven in 3 Rd Instar Drosophila Larven Vorbereitungen

Hier präsentieren wir eine Montage-Protokoll für...

Upright Imaging von Drosophila Embryos

Quelle: Jeong, S. Visualisierung des axonalen Projektionsmusters embryonaler Motoneuronen in Drosophila. J. Vis. Exp. (2017)Dieses Video zeigt die Visualisierung von axonalen Projektionen in Drosophila Embryonen. Die Immunmarkierung von Motoneuronen, die präzise Dissektion zur Freilegung neuronaler Strukturen und die differentielle Interferenzkontrastmikroskopie zeigen zusammen eine detaillierte neuronale Architektur, wobei die axonalen Projektionsmuster hervorgehoben werden.

Visualisierung axonaler Projektionsmuster embryonaler Motoneuronen in Drosophila

Immunfärbung ist eine effektive Technik zur Visualisierung spezifischer Zelltypen und Proteine innerhalb von Geweben. Durch die Verwendung von Ultraschall verringert das hier beschriebene Protokoll die Notwendigkeit, Drosophila melanogaster-Gewebe von Embryonen und Larven im Spätstadium vor der Immunfärbung zu präparieren. Wir bieten eine effiziente Methodik für die Immunfärbung von Formaldehyd-fixierten Whole-Mount-Larven.

Beschallung-erleichtert Immunfluoreszenzfärbungen der Late-Stage embryonalen und Larven<em&gt; Drosophila</em&gt; Gewebe<em&gt; In-situ</em

Dieses Protokoll Details eine optimierte Methode verwendet, um Live-Cell-Imaging im Rahmen eines intakten Larven Gehirn durchzuführen. Live-Cell-Imaging Ansätze sind von unschätzbarem Wert für die Erforschung der neuronalen Stamm asymmetrische Zellteilungen sowie andere neurogene und Entwicklungsprozesse konsequent aufzudecken Mechanismen, die bisher übersehen wurden.

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Wir beschreiben ein Protokoll für die Präparation, Fixierung und Immunfärbung von steroidogenen Organen in Drosophila - Larven und erwachsenen Frauen Steroidhormon - Biosynthese und ihren Regulationsmechanismus zu studieren. Neben steroidogenen Organe visualisieren wir die Innervation steroidogenen Organe sowie steroidogenen Zielzellen wie Keimbahn-Stammzellen.

Protokolle für die Visualisierung Steroidogenic Organe und deren Interactive Organe mit Immunostaining in der Fruchtfliege<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Diese Arbeit beschreibt eine Standard-Immunhistochemie-Methode zur Visualisierung von Motor-Neuronen-Projektionen von späten Stadium-16 Drosophila Melanogaster Embryonen . Die gefilterte Präparation von festen Embryonen, die mit FasII-Antikörper gefärbt wurden, bietet ein leistungsfähiges Werkzeug, um die Gene zu charakterisieren, die für die motorische Axon-Pathfindung und die Zielerkennung während der neuronalen Entwicklung erforderlich sind.

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Dieses Protokoll beschreibt die Dissektion und Immunostaining von Erwachsenen Drosophila Melanogaster Gewebe des Gehirns. Insbesondere unterstreicht dieses Protokoll die Verwendung von Drosophila Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen als Beispiel neuronale Teilmengen, die genau verwendet werden, um die allgemeinen Grundsätze für viele Aspekte der neuronalen Entwicklung aufzudecken.

Dissektion, Immunofluorescent Färbung der Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen im Gehirn Erwachsener Taufliege melanogaster

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Dissektion, Immunhistochemie und Montage von Larven und adulten Drosophila-Gehirnen zur Visualisierung des Sehlappens

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Visualisierung des embryonalen Nervensystems in Whole-mount Drosophila Embryos

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