Name: Colony Forming Cell (CFC)-Assay für humanen hämatopoetischen Zellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-18T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 30 s
Description: Erfahren Sie die CFC-Assay-Methode zur Analyse menschlicher hämatopoetischer Stammzellen. Dieses Protokoll zeigt retrovirale Transduktion, Koloniebildung in Methylcellulose und morphologische Analyse für Leukämieforschung.

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Wir danken der Alvin J. Siteman Cancer Center an der Washington University School of Medicine and Barnes-Jewish Hospital in St. Louis, MO, für den Einsatz der High Speed ​​Cell Sorter Core, die Durchflusszytometrie Geräte und Sortieren Dienstleistungen. Diese Arbeit wurde vom National Institutes of Health Grants R01 HL082549 und K02 HL084179 (NRY) unterstützt. Die Siteman Cancer Center ist zum Teil durch eine NCI Cancer Center Support Grant P30 CA91842 unterstützt.

1. VORBEREITUNG DER REAGENZIEN <ol><li> Bereiten Sie sterile 1000x Stammlösungen von FMS-bezogene Tyrosinkinase 3 (FLT-3)-Liganden, Granulozyten / Makrophagen-Kolonie-stimulierenden Faktor (GM-CSF), stem cell factor (SCF), Thrombopoietin (TPO), Interleukin (IL) -3 und IL-6 nach den Anweisungen des Herstellers. Bereiten Sie sterile Retronectin Stammlösung (1mg/ml) auch nach den Anweisungen des Herstellers. Teilen Sie diesen Stammlösungen in kleinen Portionen und halten bei -20 ° C bis wiederholtes Einfrieren und Auftauen zu vermeiden. </li><li> Bereiten Sie 2% FBS in IMDM. </li><li> Bereiten Sie komplette IMDM-Medium mit einer Endkonzentration von 20% FBS, 2 mM Glutamin, 100 Einheiten / ml Penicillin / Streptomycin (PS). Fügen Sie die folgenden Zytokine unmittelbar vor dem Gebrauch: 100 ng / ml FLT-3-Ligand, 20 ng / ml GM-CSF, 100 ng / ml SCF, 100 ng / ml TPO, 50 ng / ml IL-3, und 100 ng / ml IL-6. </li><li> Bereiten Sie 1% BSA in HBSS (Ca und Mg-frei, ohne Phenolrot) und 2% BSA in D-PBS (Ca und Mg-frei). Sterilisation der Lösungen, indem sie durch 0,22 um Spritzenfilter und lagern bei 4 ° C. </li><li> Bereiten 0,02% EDTA in HBSS und lagern bei 4 ° C. </li><li> Bereiten GaLV-pseudotypisiert Retrovirus Kodierung der DNA von Interesse und speichern in Aliquots bei -80 ° C. Dieses Verfahren ist nicht in den Anwendungsbereich dieses Artikels, ist aber an anderer Stelle (1-3) beschrieben. </li></ol> Für Giemsa Färbung <ol start="7"><li> Unmittelbar vor Gebrauch filtern die Wright / Giemsa-Lösung zweimal durch 1 um Filterpapier in eine saubere Glasflasche. </li><li> Unmittelbar vor dem Gebrauch vorbereiten Wright / Giemsa-Puffer pH 6,4, durch Mischen von 50 ml des gefilterten Wright / Giemsa-Lösung und 200 ml Phosphatpuffer, pH 6,4 - Giordano Formel. </li><li> Bereiten Phosphatpufferlösung, pH 6,0 durch Auflösen von 27,3 g KH 2 PO 4 und 4,62 g Na 2 HPO 4 in 3,5 LH 2 O. </li><li> Bereiten Sie 50% Methanol in H 2 O. </li></ol> 2. VERFAHREN Auftauen und vor Aktivierung der CD34 +-Zellen <ol><li> Tauwetter ein Fläschchen eingefroren CD34 +-Zellen schnell bei 37 ° C durch leichtes Schütteln, bis eine letzte kleine Eiskristall ist links und Transfer der Zellsuspension (1 ml) zu einem 50 ml konischen Rohr. Vorsichtig abspülen die restlichen Zellen aus dem Fläschchen mit 1 ml Raumtemperatur 2% FBS / IMDM und fügen Sie sie der 50 ml Tube tropfenweise während vorsichtiges Schwenken. Warten Sie 3 Minuten. Anschließend langsam 2 ml 2% FBS / IMDM, während vorsichtiges Mischen und warten für 3 Minuten. Wiederholen Sie den Vorgang durch Zugabe von 2% FBS / IMDM, dass ist das gleiche Volumen wie die verdünnte Zellsuspension bei 3 min Intervallen, vorsichtiges Schwenken in zwischen den Zugaben, bis das Endvolumen erreicht 32 ml. </li><li> Zentrifuge bei 250 xg für 10 Minuten bei Raumtemperatur und Entfernen des Überstandes und hinterließ rund 0,5 ml. </li><li> Waschen des Pellets durch Suspendierung in 20 ml 2% FBS / IMDM und Zentrifugieren bei 200 xg für 8 Minuten bei Raumtemperatur. </li><li> Entfernen Sie den Überstand und die Zellen in komplette IMDM Medium bei ca. 0,5 x 10 6 Zellen / ml. Nehmen Sie sich 10 ul der Zellsuspension in ein Mikroröhrchen, vermischen sich mit dem gleichen Volumen Trypanblau-Lösung (0,4%) und zählt mit einer Zählkammer. </li><li> Verdünnen Sie die Zellen, um 0,1-0,15 x 10 6 Zellen / ml durch Zugabe von kompletten IMDM-Medium mit Zytokinen ergänzt (siehe 1.3) </li><li> Kultur der Zellen in einem befeuchteten 37 ° C Inkubator mit 5% CO 2 für 2 Tage. </li></ol> Retrovirale Transduktion durch Viren pre-loading <ol start="7"><li> Am Tag der Transduktion, zählen Zellen vor dem Start Virus Vorbelastung auf die Anzahl der Brunnen, um vorbereitet zu bestimmen. </li><li> Verdünnen Sie die Retronectin Stammlösung auf 25 ug / ml, und fügen Sie 400 ul in jede Vertiefung einer 24-well nicht behandelten Gewebekulturplatte. Inkubieren für 2 Stunden bei Raumtemperatur in der Laminar-Flow-Biosicherheit Haube Vorstrich. </li><li> Entfernen Sie die Retronectin Lösung und fügen 400 ul von 2% BSA in D-PBS in jede Vertiefung. Inkubieren für 30 Minuten bei Raumtemperatur. </li><li> Thaw Virus-Stammlösungen und halten auf dem Eis. Entfernen Sie die BSA-Lösung, 0,5 ml Virus-Präparation in jede Vertiefung und Zentrifuge bei 2200 xg bei 4 ° C für 15 Minuten. </li><li> Entfernen Sie den Virus-Lösung von Brunnen und wiederholen Sie den Virus loading in 2.10 noch dreimal beschrieben. </li><li> Spülen Sie jede Vertiefung mit kaltem 0,5 ml HBSS (+ Ca und Mg) oder IMDM. </li><li> Sammeln Sie die pre-activated CD34 +-Zellen durch Zentrifugation bei 200 xg für 8 Minuten bei Raumtemperatur. </li><li> Resuspendieren der Zellen bei 0,1-0,15 x 10 6 Zellen pro 1,5 ml in komplettem IMDM-Medium mit Zytokinen. </li><li> 1,5 ml Zellsuspension in jede Vertiefung und inkubieren in einem befeuchteten 37 ° C Inkubator mit 5% CO 2 für 2 Tage. </li></ol> Zellsortierung und Sammlung von transduzierten Zellen <ol start="16"><li> Behutsam, aber gründlich die Zellen in den obigen Virus-geladenen Plattes und durch ein 50 um CellTrics Zelle Filter in einem konischen Rohr. Nehmen Sie sich 10 ul der Zellsuspension in ein Mikroröhrchen, vermischen sich mit dem gleichen Volumen Trypanblau-Lösung und rechnen mit einer Zählkammer. Spülen Sie jede Kavität mit 0,8 ml kalter 0,02% EDTA / HBSS (Ca und Mg-frei ohne Phenolrot) und fügen Sie die gleiche Sammlung Schlauch durch eine 50 um CellTrics Zelle filtern. </li><li> Zentrifugieren Sie die Zellen bei 200 xg für 8 Minuten bei 4 ° C, und waschen Sie das Pellet mit kaltem HBSS (Ca und Mg-frei ohne Phenolrot) durch Zentrifugation bei 200 xg für 8 Minuten bei 4 ° C. </li><li> Das Pellet in 1% BSA / HBSS (Ca und Mg-frei ohne Phenolrot) zu einer Konzentration von 15 X 10 6 / ml oder ein minimales Volumen von 0,250 ml für die Zell-Sortierung. Halten Sie die Zellen auf Eis im Dunkeln. Bereiten Sie ein Röhrchen mit kaltem 20% FBS / IMDM / Glutamin / PS Medium zum Sammeln der sortierten Zellen. Die Sortierung erfolgt auf der High Speed ​​Cell Sorter Kern des Alvin J. Siteman Cancer Center an der Washington University School of Medicine mit einem MoFlo High-Speed-Sorter (Dako, Glostrup, Dänemark) durchgeführt. </li></ol> CFC-Assay <ol start="19"><li> Thaw die erforderliche Anzahl von 3 ml Aliquots von CFC-Assay Medien. Vortex kräftig zu mischen und die Röhrchen stehen mindestens 5 min zu lassen alle Blasen an die Oberfläche, bevor Sie Zellen steigen. </li><li> Um die Zellkonzentration für jede sortierte Stichprobe, teilen sich die Zellzahl durch die Sortieranlage von der ungefähren Zellsuspension Volumen zur Verfügung gestellt. Nehmen Sie 3.000 Virus-transduzierten, sortierten Zellen in eine sterile Mikroröhrchen mit kalten 2% FBS / IMDM. Pre-Einstellen der Lautstärke von 2% FBS / IMDM, so dass die endgültige Suspension Volumen wird ca. 0,3 ml werden. </li><li> Suspend den Zellen und den Transfer der gesamten 0,3 ml Zellsuspension auf eine 3 ml Aliquot Methocult GF + H4435, die von 1% Methylcellulose besteht, 30% FBS, 1% BSA, 10 -4 M 2-Mercaptoethanol, 2 mM L-Glutamin, 50 ng / ml SCF, 20 ng / ml GM-CSF, 20 ng / ml IL-3, 20 ng / ml IL-6, 20 ng / ml G-CSF, und 3 Einheiten / ml Erythropoietin in IMDM. Menschliche Methylcellulose Enriched Media (R &amp; D Systems), die von 1,3% Methylcellulose besteht, 25% FBS, 1% BSA, 5 x 10 -5 M 2-Mercaptoethanol, 2 mM L-Glutamin, 50 ng / ml SCF, 20 ng / ml GM-CSF, 20 ng / ml IL-3, 20 ng / ml IL-6, 20 ng / ml G-CSF, und 3 Einheiten / ml Erythropoietin in IMDM können ebenfalls verwendet werden. </li><li> Vortex kräftig, um das Gemisch vollständig Aufstieg und Fall 3-4 mal. Lassen Sie den Schlauch stehen noch für 3 min. </li><li> Bringen Sie einen 16-Gauge-blunt-end Nadel ein 3 ml Spritze und ziehen Sie 2,2 ml. Zeichnen Sie nicht bis große Blasen, vertreiben sie an den Anfang, indem Sie ein paar mal. Schieben Sie 1,1 ml jeweils in zwei 30 mm nicht behandelten Schale und breitete die Mischung gleichmäßig durch Drehen. </li><li> Legen Sie doppelte Platten in einem 100 mm-Platte zusammen mit einer Schüssel Wasser mit 3 ml sterilem Wasser. Kultur für 14 bis 17 Tagen. </li><li> Charakterisieren und Gäste den Kolonien nach ihrer Morphologie mit einem inversen Mikroskop bei 40facher Vergrößerung in einer Kulturschale mit einem Scoring-Gitter markiert. Pure erythroiden, myelomonozytäre und gemischt: Für die Zwecke unserer Test werden die Kolonien in 3 Kategorien eingeteilt. Siehe Anweisungen des Herstellers für weitere Kolonie Subklassifikation. </li><li> Die gesamte FCKW-Assay Platte kann ohne Vergrößerung mit einem normalen Scanner bei 600 dpi, und Low-Power-(40x) Aufnahmen von Kolonien aufgenommen mit einem inversen Mikroskop mit einer Farbkamera ausgestattet werden können gescannt werden. </li><li> Zur weiteren Analyse der Differenzierung und Proliferation, werden die Zellen aus dem gesamten CFC Assay-Platte durch die Aussetzung in mehreren Bänden der Raumtemperatur 2% FBS / IMDM erholt. Nach Zentrifugation bei 300 xg für 10 min bei 4 ° C werden die Zellen in 2% FBS / IMDM, gezählt und entweder mit Antikörpern für die Durchflusszytometrie gebeizt oder an Folien mit einem Cytospin Zentrifuge für Giemsafärbung resuspendiert. </li></ol> Antikörper-Färbung und Durchflusszytometrie <ol start="28"><li> Centrifuge Zellen bei 200 xg für 8 min bei 4 ° C und resuspendieren in kaltem 50% normal Mausserum in HBSS (Ca und Mg-frei ohne Phenolrot). </li><li> Es werden ca. 5 x 10 5 Zellen in 80 ul pro Röhrchen (12 x 75 mm Rundboden-Röhrchen) und halten Sie auf dem Eis. Add-Antikörper-Gemisch (ca. 20 ul Gemisch oder negativen Kontroll-Lösung für nicht-Antikörper-Kontrollen) zugeben und durch leichtes Klopfen der Rohre. Bereiten Kalibrierung Röhren ohne Antikörper oder mit einem anti-CD45 Antikörper für jedes Fluorochrom. Die Röhrchen auf Eis im Dunkeln inkubieren für 20 Minuten. Mix durch leichtes Klopfen Rohre nach den ersten 10 min. Nach der 20 min Inkubation, füllen Sie das Röhrchen mit kaltem HBSS und Zentrifuge bei 200 xg für 8 min bei 4 ° C. Das Pellet in kaltem 0,5% Paraformaldehyd / HBSS. Die folgenden Mischungen von Antikörpern sind in der Regel für unsere Analyse verwendet. Für myeloische Differenzierung: CD11b (Phycoerythrin-konjugierten Klon ICRF44) / CD33 (allophycocyanin-konjugierte Klon WM53) / CD45 (Phycoerythrin-Cy7-congjugated Klon HI30). Für erythroiden Differenzierung: CD71 (Phycoerythrin-konjugierten Klon M-A712) / CD235a (Allophycocyanin-konjugierte Klon GA-R2) / CD45 (Phycoerythrin-Cy7-congjugated Klon HI30). </li><li> Die Durchflusszytometrie ist an der High Speed ​​Cell Sorter Kern des Alvin J. Siteman Cancer Center an der Washington University School of Medicine an einem FACScan Durchflußzytometer aufgerüstet zu 5 Farben und zwei Lasern (BD Biosciences) durchgeführt und ausgewertet werden CellQuest (BD Biosciences) oder FlowJO v7.2.4 (Tree Star, Inc., Ashland, OR, USA) Software. </li></ol> Giemsa-Färbung <ol start="31"><li> Rund 30.000 Zellen aus FCKW-Assay-Platten wieder oben beschrieben sind in 0,3 suspendiert ml 2% FBS / IMDM und auf einem Objektträger mit einem Cytospin Zentrifuge bei 1.000 rpm für 10 min bei Raumtemperatur. </li><li> Set-up neun Färbung Gefäße mit Lösungen in der folgenden Reihenfolge. <ol><li> Absolute Methanol </li><li> Wright / Giemsa-Stammlösung </li><li> Wright / Giemsa-Puffer, pH 6,4 </li><li> 50% Methanol in H 2 O </li><li> H 2 O </li><li> H 2 O </li><li> Phosphatpuffer, pH 6,0 </li><li> H 2 O </li><li> H 2 O </li></ol></li><li> Legen Sie die Folien in eine Folie Träger und tauchen in absolutem Methanol (# 1) für 2 min und abtupfen überschüssige Methanol. </li><li> Sofort tauchen die Spannplatte in Wright / Giemsa-Stammlösung (# 2) für 5 min. </li><li> Übertragen Sie die Träger in Wright / Giemsa-Puffer, pH 6,4 (# 3) und Inkubation für 10 min. </li><li> Tauchen Sie den Träger zweimal in 50% Methanol (# 4), 10-mal in H 2 O (# 5), weitere 10 Mal in H 2 O (# 6) und dann 5 Mal in Phosphatpuffer, pH 6.0 (# 7) . </li><li> Übertragen Sie die Träger in H 2 O (# 8) und Inkubation für 2 min. Wiederholen Sie die Wäsche in H 2 O (# 9). </li><li> Lassen Sie die Folien an der Luft trocknen vollständig in den Träger. Entfernen Sie jede Folie und wischen Sie die Rückseite der Folie mit Methanol getränkten Kimwipes um Flecken zu entfernen. Geben Sie einen Tropfen Cytoseal 60 und einem Deckglas zu versiegeln. </li><li> Ein 500-Zelle Differentialblutbild ist für jeden Giemsa-gefärbten Folie mit einer Olympus BX51 Mikroskop durchgeführt. Die Zellen werden in fünf Kategorien unterteilt: primitive Zellen sind Blasten und Promyelozyten; Zwischen-myeloischen Zellen gehören Myelozyten und Metamyelozyten; reifen myeloischen Zellen gehören Bänder, segmentierten neutrophilen Granulozyten, Monozyten und Makrophagen, Zwischen-erythroiden Zellen sind Zellen mit mittleren hemoglobinization und reifen erythroiden Zellen sind Zellen mit voller hemoglobinization. Mikroaufnahmen sind mit einer Olympus DP71-Kamera mit 60x Öl-Objektiv aufgenommen. </li></ol> 3,0) repräsentative Ergebnisse: <ol><li> CFC-Assay: Einige der Input-Zell-Population wird zunehmen, zu differenzieren und bilden Kolonien auf dem halbfesten Medium während der 14 bis 17-tägigen Inkubationszeit. In diesem Experiment ist es offensichtlich, dass die Expression des NUP98-HOXA9 Onkogen die Bildung von markanten roten (erythroiden Kolonien) (Abbildung 1) (3) verursacht. </li><li> Antikörper-Färbung und Durchflusszytometrie: Flow Immunphänotypisierung von Zellen aus FCKW-Assay-Platten gesammelt liefert Informationen über die Differenzierung Stand der Zellpopulation. Durch die kombinierte Verwendung von Antikörpern gegen bestimmte Differenzierungsmarker, kann die Linie und den Grad der Reifung von Zellen beurteilt werden. In diesem Fall CD235a wurde verwendet, um erythroiden Zellen zu identifizieren. Wie in Abbildung 2A gezeigt, verursacht NUP98-HOXA9 eine Zunahme des Anteils der CD235a + erythroiden Zellen, aber die Helligkeit des CD235a Ausdruck von diesen Zellen war im Vergleich zur Kontrollgruppe vermindert, was darauf hinweist Hemmung der erythroiden Reifung. In Abbildung 2B sind myeloischen Zellen durch ihre CD33-Positivität identifiziert. NUP98-HOXA9 verursacht eine Abnahme der Zahl der CD33 +-Zellen, mit einer Abnahme der Helligkeit von CD11b Expression, im Einklang mit Hemmung der myeloischen Reifung (3). So ist die Durchflusszytometrie Ergebnisse zeigen, dass NUP98-HOXA9 einer Erythroid Hyperplasie mit der Hemmung der beiden myeloischen und erythroiden Reifung verursacht. </li><li> Giemsa-Färbung: Morphologische Untersuchung von Zellen aus FCKW-Assay-Platten gesammelt gibt Auskunft über die Herkunft und Reifegrad der Zellpopulation. Die Schlussfolgerungen erhalten morphologisch können von den durch durchflusszytometrische Studien gewonnenen unterscheiden und damit diese Methoden sind komplementär zueinander (3). Das Experiment ist mindestens 3 mal wiederholt, und jedes Mal, wenn ein 500-Zelle Differentialblutbild durchgeführt wird, um 5 Kategorien von Zellen zu unterscheiden, wie oben beschrieben. Beispiele für diese Zellen sind in Abbildung 3 hingewiesen. Die Ergebnisse sind tabellarisch dargestellt und analysiert, um festzustellen, ob es statistisch signifikante Unterschiede zwischen den Onkogen-transduzierten Probe und der Kontrolle. In diesem Fall zeigten die Ergebnisse, dass NUP98-HOXA9 eine allgemeine Erhöhung der Anzahl verursachts von Zellen, mit erythroiden Hyperplasie und Hemmung der beiden roten und weißen Reifen (3) (nicht dargestellt). </li></ol> ABBILDUNG LEGENDS <img src="/files/ftp_upload/2195/2195fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1: Die Auswirkungen der NUP98-HOXA9 auf die menschliche CFC Morphologie. Primäre humane CD34 +-Zellen wurden retroviral transduzierten entweder mit Kontrolle MSCV-IRES-GFP-Vektor oder Vektor, NUP98-HOXA9, und die Zellen wurden GFP-Positivität sortiert. Tausend Zellen wurden in jeweils zwei doppelte Platten für CFC-Assay ausgesät und der Versuch wurde 3 4 unabhängige mal wiederholt. Vertreter Platten ohne Vergrößerung (links) und Low-Power-Aufnahmen von repräsentativen erythroiden Kolonien (rechts) gezeigt werden (3). <img src="/files/ftp_upload/2195/2195fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2: Die Durchflusszytometrie zeigt Störung des primären humanen CD34 +-Zell-Differenzierung durch NUP98-HOXA9. (A) Durchflusszytometrie für erythroiden Differenzierung: Zellen aus dem CFC-Platten (siehe Abbildung 1) wurden geerntet und mit Antikörpern angefärbt, um CD45 und CD235a. Die CD235a + Tor wurde in einem Histogramm (rechts) aufgetragen, um die Expression von CD235a relativ zu Kontrollzellen zeigen (B) Durchflusszytometrie für myeloische Differenzierung: Zellen aus dem CFC-Platten wurden geerntet und mit CD45 und CD33 gefärbt. Die CD33 + Tor wurde in einem Histogramm aufgetragen, um CD11b Expression im Vergleich zur Kontrollgruppe (rechts) zeigen. Der prozentuale Anteil der Zellen fallen jedes Tor werden angezeigt (3). <img src="/files/ftp_upload/2195/2195fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3: Zellmorphologie zeigt Störung der Differenzierung von NUP98-HOXA9 zu-Vektor-Regelung verglichen. Cytospin Abstriche wurden von CFC-Platten hergestellt und mit Giemsa. Mikroaufnahmen wurden aus repräsentativen Bereichen mit einem 60x Öl-Objektiv aufgenommen. B: blast; MM: reifen myeloischen, IM: Zwischen myeloische, ME: mature erythroiden, IE: Zwischen erythroiden (3).

<ol><li>Takeda, A., Goolsby, C., Yaseen, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NUP98-HOXA9+induces+long-term+proliferation+and+blocks+differentiation+of+primary+human+CD34%2B+hematopoietic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">NUP98-HOXA9 induces long-term proliferation and blocks differentiation of primary human CD34+ hematopoietic cells.</a> Cancer Res. , 66-6628 (2006).</li>
<li>Yassin, E. R., Abdul-Nabi, A. M., Takeda, A., Yaseen, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+the+NUP98-DDX10+oncogene+on+primary+human+CD34%2B+cells%3A+role+of+a+conserved+helicase+motif%5BTitle%5D)+AND+%22Leukemia%22%5BJournal%5D)">Effects of the NUP98-DDX10 oncogene on primary human CD34+ cells: role of a conserved helicase motif.</a> Leukemia. , Forthcoming (2010).</li>
<li>Yassin, E. R., Sarma, N. J., Abdul-Nabi, A. M., Dombrowski, J., Han, Y., Takeda, A., Yaseen, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+the+transformation+of+primary+human+hematopoietic+cells+by+the+oncogene+NUP98-HOXA9%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Dissection of the transformation of primary human hematopoietic cells by the oncogene NUP98-HOXA9.</a> PLoS One. 4, e6719-e6719 (2009).</li>
<li>Nissen-Druey, C., Tichelli, A., Meyer-Monard, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+hematopoietic+colonies+in+health+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Haematol%22%5BJournal%5D)">Human hematopoietic colonies in health and disease.</a> Acta Haematol. 113, 5-96 (2005).</li>
<li>Pereira, C., Clarke, E., Damen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematopoietic+colony-forming+cell+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Hematopoietic colony-forming cell assays.</a> Methods Mol Biol. 407, 177-208 (2007).</li>
<li>Coulombel, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+hematopoietic+stem%2Fprogenitor+cells%3A+strength+and+drawbacks+of+functional+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Oncogene%22%5BJournal%5D)">Identification of hematopoietic stem/progenitor cells: strength and drawbacks of functional assays.</a> Oncogene. 23, 7210-7222 (2004).</li>
<li>Hogge, D. E., Lansdorp, P. M., Reid, D., Gerhard, B., Eaves, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+detection%2C+maintenance%2C+and+differentiation+of+primitive+human+hematopoietic+cells+in+cultures+containing+murine+fibroblasts+engineered+to+produce+human+steel+factor%2C+interleukin-3%2C+and+granulocyte+colony-stimulating+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Enhanced detection, maintenance, and differentiation of primitive human hematopoietic cells in cultures containing murine fibroblasts engineered to produce human steel factor, interleukin-3, and granulocyte colony-stimulating factor.</a> Blood. 88, 3765-3773 (1996).</li>
</ol>

Der CFC-Assay wurde intensiv auf die Proliferation und Differenzierung von hämatopoetischen Vorläuferzellen Muster zu ermitteln und die Auswirkungen der Onkogene (4, 5) Studie verwendet. Es hat den Vorteil gegenüber flüssigen Kulturen zu einer klonalen Assay, so dass die Kolonien die Nachkommen eines einzigen Stammvater vertreten und können individuell für die weitere Analyse entfernt werden. Die Begrenzung der FCKW-Test ist, dass es nicht für den Nachweis von mehr unreife Vorläuferzellen oder hämatopoetische Stammzelle...

<table><tbody><tr><td>IMDM</td><td>Life Technologies</td><td>12440</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>06150</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td>Life Technologies</td><td>25030</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin (PS)</td><td>Life Technologies</td><td>15140</td><td></td></tr><tr><td>FLT-3-Ligand</td><td>PeproTech Inc</td><td>300-19</td><td></td></tr><tr><td>GM-CSF</td><td>PeproTech Inc</td><td>300-03</td><td></td></tr><tr><td>SCF</td><td>PeproTech Inc</td><td>300-07</td><td></td></tr><tr><td>TPO</td><td>PeproTech Inc</td><td>300-18</td><td></td></tr><tr><td>IL3</td><td>PeproTech Inc</td><td>200-03</td><td></td></tr><tr><td>IL6</td><td>PeproTech Inc</td><td>200-06</td><td></td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7030</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP118</td><td></td></tr><tr><td>Retronectin</td><td>Takara Bio Inc</td><td>T100A</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>Life Technologies</td><td>14175</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Life Technologies</td><td>14200</td><td></td></tr><tr><td>Trypanblau-Lösung (0,4 %)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8154</td><td></td></tr><tr><td>Methocult GF+ H4435</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>04445</td><td></td></tr><tr><td>Menschliche Methylcelluloseangereicherte Medien</td><td>R&amp;amp;D Systems</td><td>HSC005</td><td></td></tr><tr><td>Wright-/Giemsa-Färbung</td><td>Harleco</td><td>64571</td><td></td></tr><tr><td>Phosphatpufferlösung, pH 6,4 – Giordano-Formel</td><td>Ricca Chemical Company</td><td>1450</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A412-4</td><td></td></tr><tr><td>Cytoseal 60</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>8310</td><td></td></tr><tr><td>Normales Mausserum</td><td>Rockland Immunochemicals</td><td>D208</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Human CD11b Phy&amp;#8211;coerythrin-konjugiert</td><td>BD Biosciences</td><td>555388</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Human CD33 Allophycocyanin-konjugiert</td><td>BD Biosciences</td><td>551378</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Human CD45 Phy&amp;#8211;coerythrin-Cy7-konjugiert</td><td>BD Biosciences</td><td>557748</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Human CD71 Phy&amp;#8211;coerythrin-konjugiert</td><td>BD Biosciences</td><td>555537</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Human CD235a Allophycocyanin-konjugiert</td><td>BD Biosciences</td><td>551336</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Human CD45 Phy&amp;#8211;coerythrin-Cy7-konjugiert</td><td>BD Biosciences</td><td>557748</td><td></td></tr><tr><td>24-Loch-Zellkulturplatten, nicht beschichtet</td><td>BD Biosciences</td><td>35-1147</td><td></td></tr><tr><td>30-mm-Schale, nicht beschichtet</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>27150</td><td></td></tr><tr><td>100-mm-Zellkulturschale</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-757-12</td><td></td></tr><tr><td>Rasterierte Auswerteschalen</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>27500</td><td></td></tr><tr><td>15-ml-Zentrifugenröhrchen</td><td>BD Biosciences</td><td>35-2097</td><td></td></tr><tr><td>50-ml-Zentrifugenröhrchen</td><td>BD Biosciences</td><td>35-2070</td><td></td></tr><tr><td>Spritzen, 3 ml</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>28240</td><td></td></tr><tr><td>16-Gauge stumpfe Kanüle, 1&amp;frac12; Zoll</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>28110</td><td></td></tr><tr><td>50 &amp;mu;m CellTrics Zellfilter</td><td>Partec</td><td>04-004-2327</td><td></td></tr><tr><td>Neubauer-Zählkammer</td><td>Fisher Scientific</td><td>0267110</td><td></td></tr><tr><td>TPX-Probenkammern</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>A78710018</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Superfrost/Plus-Mikroskopobjektträger, vorgereinigt</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>Shandon-Filterkarten</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>5991022</td><td></td></tr><tr><td>Shandon-Zytospin-Objektträgerhalter</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>59920063</td><td></td></tr><tr><td>Shandon Complete Staining Assembly 100</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>100</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Corporation</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>1 &amp;mu;m Filterpapier</td><td>VWR international</td><td>28307-134</td><td></td></tr><tr><td>Invertiertes Mikroskop</td><td>Nikon Instruments</td><td>Diaphot</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskopkamera</td><td>Nikon Instruments</td><td>DS-F11</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Olympus Corporation</td><td>BX51</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskopkamera</td><td>Olympus Corporation</td><td>DP71</td><td></td></tr><tr><td>Scanner</td><td>Microtek</td><td>Scanmaker 4</td><td></td></tr><tr><td>Vortex-Mischer</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-812</td><td></td></tr><tr><td>Zellkultur-Inkubator</td><td>Sanyo</td><td>MCO-18AIC</td><td></td></tr><tr><td>Cytospin</td><td>Shandon, Inc.</td><td>Cytospin 2</td><td></td></tr><tr><td>Tischzentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5810-R</td><td></td></tr><tr><td>Wasseraufreinigungssystem</td><td>Barnstead</td><td>Nanopure-Diamond</td><td></td></tr></tbody></table>

colony forming cell (cfc)-assay für humanen hämatopoetischen zellen

Colony Forming Cell (CFC) Assay for Human Hematopoietic Cells

Humanen hämatopoetischen Stammzellen / Vorläuferzellen sind in der Regel aus Knochenmark, Nabelschnurblut oder dem peripheren Blut gewonnen und genutzt werden, um die Blutbildung und Leukämogenese studieren. Sie haben die Fähigkeit, sich in lymphoiden und myeloischen Linien zu differenzieren. Die Kolonie-bildenden Zellen (CFC)-Assay wird verwendet, um die Proliferation und Differenzierung von hämatopoetischen Vorläuferzellen Muster durch ihre Fähigkeit, Kolonien in einem halbfesten Medium Form zu studieren. Die Anzahl und die Morphologie der Kolonien, die durch eine feste Anzahl von Input-Zellen gebildet vorläufige Angaben über die Fähigkeit der Vorläuferzellen zu differenzieren und zu vermehren. Die Zellen können aus einzelnen Kolonien oder die ganze Platte geerntet werden, um weiter zu prüfen ihre Zahl und Differenzierung Staaten mittels Durchflusszytometrie und morphologische Beurteilung der Giemsa-gefärbten Objektträgern. Dieser Test ist nützlich für die Beurteilung der myeloischen aber nicht lymphoide Differenzierung. Der Begriff myeloischer in diesem Zusammenhang ist im weiteren Sinne verwendet, um granulozytäre, Monozyten, erythroiden und Megakaryozyten Linien umfassen. Wir haben diesen Test verwendet werden, um die Auswirkungen der Onkogene auf die Differenzierung von primären humanen CD34 +-Zellen aus dem peripheren Blut gewonnen zu beurteilen. Zu diesem Zweck Zellen sind entweder mit Kontrolle retroviralen Konstrukt oder ein Konstrukt Expression des Onkogens von Interesse transduziert, in diesem Fall NUP98-HOXA9. Wir beschäftigen eine häufig verwendete retrovirale Vektor, MSCV-IRES-GFP, dass eine bicistronische mRNA, die das Gen von Interesse und ein GFP-Marker produziert ausdrückt. Die Zellen werden durch die in Gegenwart von Zytokinen für zwei Tage vor der retroviralen Transduktion voraktiviert. Nach zwei weiteren Tagen werden GFP +-Zellen durch Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) isoliert und mit einer Methylcellulose-haltigen halbfesten Medium mit Zytokinen ergänzt und inkubiert, bis Kolonien auf der Oberfläche, in der Regel 14 Tage angezeigt werden. Die Anzahl und Morphologie der Kolonien sind dokumentiert. Die Zellen werden dann von den Platten entfernt, gewaschen, gezählt und einer Durchflusszytometrie und morphologische Untersuchung. Durchflusszytometrie mit spezifischen Antikörpern an die Zelloberfläche Marker während der Hämatopoese ausgedrückt gibt Auskunft über Herkunft und Reifung der Bühne. Morphologische Untersuchungen von einzelnen Zellen unter dem Mikroskop nach Wright-Giemsa-Färbung liefern weitere Informationen in Bezug auf Herkunft und Reifung. Vergleich von Zellen transduziert mit Kontrolle leeren Vektor zu den transduzierten mit einem Onkogen zeigt die Auswirkungen des Onkogens auf hämatopoetischen Differenzierung.

Die Kolonie-bildenden Zellen (CFC)-Assay ist ein in vitro Assay, bei dem hämatopoetischen Vorläuferzellen bilden Kolonien in einem halbfesten Medium. Eine Kombination aus Koloniemorphologie, Zellmorphologie und Durchflusszytometrie werden verwendet, um die Fähigkeit der Vorläuferzellen zur Proliferation und Differenzierung entlang der verschiedenen hämatopoetischen Linien zu beurteilen.

Colony Forming Cell (CFC)-Assay für humanen hämatopoetischen Zellen

Humane hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen werden üblicherweise aus Knochenmark, Nabelschnurblut oder peripherem Blut gewonnen und werden verwendet, um die Hämatopoese und ... zu untersuchen.

Dieses Verfahren bewertet in einem halbfesten Medium die Fähigkeit hämatopoetischer Vorläuferzellen, sich zu proliferieren und entlang verschiedener hämatopoetischer Linien zu differenzieren, um die Kultur zu beginnen. Frisch aufgetaute CD34-positive Zellen werden in Gegenwart von Zytokinen zur Förderung der Aktivierung nach zwei Tagen verwendet. Führen Sie die retrovirale Transduktion eines GFP-exprimierenden Testkonstrukts durch, indem Sie die aktivierten CD34-positiven Zellen einer mit Virus präbeladenen Platte hinzufügen.48 Stunden später die GFP-positiven Zellen per Fax isolieren und diese Zellen in halbfestem Methylcellulose-Medium, ergänzt mit Wachstumsfaktoren, ausplattieren und etwa zwei Wochen lang inkubieren, bis Kolonien an der Oberfläche erscheinen. Abschließend die Kolonien gewinnen, die Zellen mithilfe von Cytosin auf Objektträgern fixieren und mit Wright-Giemsa färben, um die hämatopoetische Linie und den Reifungsstadium mikroskopisch zu bestimmen. Diese Methode kann mechanistische Einblicke in Studien zur Leukämogenese liefern, insbesondere bezüglich der Wirkung von Onkogenen auf die hämatopoetische Differenzierung.Um eine Kultur schnell aufzutauen, wird ein Vial mit gefrorenen CD34-positiven Zellen bei 37 Grad Celsius vorsichtig geschüttelt, bis nur noch ein letzter kleiner Eiswürfel vorhanden ist, und die Zellsuspension wird in ein 50-Milliliter-Kegelrohr überführt. Das verbleibende Vial wird vorsichtig mit einem Milliliter 2 % FBS in IMDM-Medium bei Raumtemperatur ausgespült und tropfenweise unter vorsichtigem Schwenken dem 50-Milliliter-Röhrchen zugegeben. Danach wird drei Minuten gewartet. Fahren Sie fort, indem Sie langsam zwei Milliliter Medium unter vorsichtiger Mischung hinzufügen und erneut drei Minuten lang inkubieren, um das Gemisch zu equilibrieren. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bei dem jeweils eine gleiche Menge Medium zur verdünnten Zellsuspension hinzugefügt wird, in Abständen von drei Minuten, wobei zwischen den Zugaben sanft geschwenkt wird, bis das Endvolumen 32 Milliliter erreicht hat. Um die Zellen zu sammeln, zentrifugieren Sie bei 250 G für 10 Minuten bei Raumtemperatur und entfernen Sie den Überstand, wobei etwa 0,5 Milliliter Medium über dem Pellet verbleiben. Waschen Sie die Zellen anschließend einmal, indem Sie das Pellet in 20 Milliliter Medium resuspendieren und bei Raumtemperatur bei 200 G für acht Minuten zentrifugieren. Entfernen Sie das Überstand und resuspendieren Sie die Zellen in vollständigem IMDM-Medium bei etwa einer halben Million Zellen pro Milliliter.Abschließend zur Bestimmung der Zellkonzentration 10 Mikroliter der Suspension in ein Mikroröhrchen geben, mit gleicher Menge 0,4 %iger Trypanblau-Lösung versetzen und zählen. Mithilfe eines Hämozytometers die Zellen durch Zugabe von vollständigem IMDM-Medium, ergänzt mit der Mischung an aktivierenden Zytokinen, auf eine Konzentration von 10⁵ Zellen pro Milliliter verdünnen und die Zellen zwei Tage lang in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C und 5 % Kohlendioxid kultivieren. Am Tag der Transduktion die Zellen vor Beginn der Virusvorbeladung zählen, um die Anzahl der vorzubereitenden Vertiefungen zu ermitteln, um eine 24-Loch-Nicht-Behandlungs-Zellkulturplatte vorzubereiten. 400 Mikroliter einer 25 Mikrogramm pro Milliliter RetroNectin-Lösung in jede Vertiefung geben und zwei Stunden bei Raumtemperatur im laminarer Luftstrom-Biosicherheitswerkbank inkubieren.Entfernen Sie die Retro-Actin-Lösung und blockieren Sie jede Vertiefung durch Zugabe von 2 % BSA und Inkubation für 30 Minuten bei Raumtemperatur. In der Zwischenzeit tauen Sie die Virus-Stammlösungen auf und lagern Sie auf Eis. Anschließend saugen Sie die BSA-Lösung ab, geben 0,5 Milliliter der Viruspräparation in jede Vertiefung und zentrifugieren 15 Minuten bei 2.200 × g und 4 °C.Entfernen Sie die Viruslösung aus den Vertiefungen und wiederholen Sie das Virusladen noch dreimal. Spülen Sie schließlich jede Vertiefung mit kaltem IMDM-Medium. Sammeln Sie nun die voraktivierten CD34-positiven Zellen durch Zentrifugation und resuspendieren Sie die Zellen in frischem vollständigem IMDM-Medium, das mit Zytokinen ergänzt ist. Aliquotieren Sie jeweils 0,15 Millionen CD34-positive Zellen in jede der mit Virus codierten Vertiefungen und inkubieren Sie sie zwei Tage lang in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % Kohlendioxid, um die transduzierten Zellen vorsichtig, aber gründlich zu gewinnen.Suspendieren Sie die Zellen aus den Virus-Schüttelkulturen und filtrieren Sie die Suspension durch einen 50-Mikron-Zellfilter in ein kegelförmiges Reagenzglas. Geben Sie 10 Mikroliter der Zellsuspension in ein Mikrozentriergefäß. Mischen Sie mit einem gleichen Volumen Trypanblau-Lösung und zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer.Spülen Sie jede Mulde mit 0,8 Milliliter kaltem HBSS mit 0,02 % EDTA und geben Sie die Flüssigkeit durch einen 50-Mikron-CEL-Trix-Zellfilter in das gleiche Sammelröhrchen. Pelletieren Sie die Zellen durch Zentrifugation und waschen Sie sie einmal mit kaltem HBSS. Resuspendieren Sie das endgültige Zellpellet in HBSS mit 1 % BSA, und bewahren Sie die Zellen im Dunkeln auf Eis auf, bis die anschließende Zellsortierung erfolgt, die in der Regel an einer zentralen Hochgeschwindigkeits-Zellsortieranlage je nach experimentellem Design durchgeführt wird.Tauen Sie die erforderliche Anzahl an Aliquots des CFC-Assay-Mediums auf, wirbeln Sie kräftig, um es zu mischen, und lassen Sie das Röhrchen mindestens fünf Minuten stehen, damit die Blasen an die Oberfläche steigen können, bevor Sie die Zellen hinzufügen. Geben Sie nun 3000 virus-transduzierte sortierte Zellen in ein steriles Mikroröhrchen, das kaltes 2%F-B-S-I-M-D-M-Medium enthält, und stellen Sie das endgültige Suspensionsvolumen auf 0,3 Milliliter ein. Suspendieren Sie die Zellen und überführen Sie die gesamte Zellsuspension in ein drei Milliliter aliquotiertes Methylcult-Wachstumsmedium.Erstellen Sie eine homogene Zellsuspension durch kräftiges Vortexen. Lassen Sie das Röhrchen drei Minuten lang ruhen. Um die Zellen zu plattieren, befestigen Sie eine stumpfe Kanüle mit 16 Gauge an einer 3-Milliliter-Spritze und ziehen 2,2 Milliliter auf.Unter Vermeidung des Ansaugens großer Blasen jeweils 1,1 Milliliter in zwei 30-Millimeter-Zellkulturschalen ohne Behandlung geben und die Mischung durch Schwenken gleichmäßig verteilen; die Platten duplizieren und zusammen mit einer Wasser-Schale in eine 100-Millimeter-Schale stellen. Drei Liter steriler Wasser-Kultur für zwei Wochen weiterführen. Die Kolonien anhand ihrer Morphologie mit einem invertierten Mikroskop bei 40-facher Vergrößerung in einer mit einem Auswertungsraster markierten Kulturschale charakterisieren und bewerten.Um die Kulturergebnisse zu dokumentieren, scannen Sie die gesamte CFC-Assay-Platte mit einem herkömmlichen Scanner bei 600 DPI und fertigen Sie Mikrofotografien mit geringer Vergrößerung von repräsentativen Kolonien unter Verwendung eines umgekehrten Mikroskops, das mit einer Farbkamera ausgestattet ist, an. Zur weiteren Analyse werden Zellen zur Differenzierung und Proliferation aus der gesamten CFC-Assay-Platte durch Suspension in mehreren Volumina Raumtemperatur-2%F-B-S-I-M-D-M gewaschen und zur morphologischen Analyse gezählt. Überführen Sie 30.000 Zellen, die aus CFC-Assay-Platten gewonnen wurden, auf einen Objektträger. Mit einem STOs-Spin-Zentrifugengerät trocknen Sie die Objektträger über Nacht luftdicht, um die Objektträger effizient anzufärben.Richten Sie eine Fließbandanordnung aus neun Färbegefäßen ein, die in der folgenden Reihenfolge Lösungen enthalten: absolutes Methanol, Giemsa-Originallösung, Giemsa-Puffer, 50 % Methanol in Wasser, zwei Gefäße mit Wasser, Phosphatpuffer pH 6 und schließlich zwei Gefäße mit Wasser. Geben Sie die Objektträger in einen Objektträgerhalter und tauchen Sie sie zwei Minuten lang in absolutes Methanol ein, wobei überschüssiges Methanol abtropfen soll.Tauchen Sie den Objektträger sofort in die Gießsa-Lagerlösung und belassen Sie ihn dort fünf Minuten lang. Überführen Sie den Träger in den richtigen Gießsa-Puffer mit pH 6,4 und inkubieren Sie 10 Minuten lang. Tauchen Sie den Träger zweimal in 50 % Methanol, 10-mal in Wasser und weitere 10-mal in das nächste Wassergefäß, danach fünfmal in Phosphatpuffer.pH 6,0. Überführen Sie den Träger in Wasser und inkubieren Sie zwei Minuten lang. Wiederholen Sie die Wäsche im letzten Wasserbehälter.Lassen Sie die Objektträger nun vollständig in der Halterung an der Luft trocknen. Entfernen Sie jeden Objektträger und wischen Sie die Rückseite des Objektträgers mit mit Methanol getränkten Kim-Tüchern ab, um Verfärbungen zu entfernen. Geben Sie einen Tropfen Cyto Seal 60 auf den Objektträger und setzen Sie ein Deckglas auf, um ihn abzudichten.Führen Sie eine Differenzialzählung von 500 Zellen für jeden GM-Dauerpräparat unter Verwendung eines Mikroskops durch. Für die Zwecke dieses Experiments werden die Zellen in fünf Kategorien eingeteilt: primitive Zellen, intermediäre myeloide Zellen, reife myeloide Zellen, intermediäre erythroide Zellen und reife erythroide Zellen. Beispielsweise führte im Vergleich zur Kontrollexpression der neuen 98 Falken ein neun Onkogen zu einer erhöhten Bildung roter erythroider Kolonien.Die Marktbeeinflussung des Onkogens ist deutlich erkennbar, wenn Kolonien unter geringer Vergrößerung betrachtet werden. Eine weitere morphologische Untersuchung mittels GEM-Sustaining liefert Informationen über die Herkunftslinie und den Reifegrad der Zellpopulation. In diesem Beispiel führte die Einführung neuer 98 Hawks, eine neun, zu einer allgemeinen Zunahme der Zellen mit erythroider Hyperplasie und hemmte gleichzeitig die Reifung sowohl der erythroiden als auch der myeloischen Linie. Diese SA liefert Einblicke in die Differenzierung hämatopoetischer Zellen, indem sie die Fähigkeit einer eingebrachten Zellpräparation zur Proliferation, Differenzierung und Koloniebildung in einem halbfesten Medium misst.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

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Isolation und großräumige Ausdehnung der erwachsenen Menschen Endothelial Colony Forming Progenitorzellen

Endothelial Kolonie-bildenden Zellen (ECFCs) im Umlauf Endothelzellen mit robusten klonale proliferative Potential zeigen, dass...

Phänotypische und funktionelle Charakterisierung von Endothelial Kolonie-bildenden Zellen aus humanem Nabelschnurblut

Dieses Video beschreibt das Protokoll für Methylcellulose-basierte Koloniebildungseinheiten oder CFU-Assays, die helfen, die Anzahl der Kolonien zu identifizieren und zu zählen, die von leukämischen Zellen als Reaktion auf die Behandlung mit Antikrebspräparaten gebildet werden.

CFU-Assay auf Methylcellulose-Basis: Eine Methode zur Bestimmung der Wirkung von Anti-Krebs-Wirkstoffen auf die Koloniebildung in leukämischen Zellen

Dieses Protokoll beschreibt die effiziente Induktion von hämogenem Endothel und multipotenten hämatopoetischen Vorläuferzellen aus menschlichen pluripotenten Stammzellen durch die erzwungene Expression von Transkriptionsfaktoren.

Direkte Induktion von Hemogenic Endothel und das Blut durch die Überexpression von Transkriptionsfaktoren in der Personal pluripotenten Stammzellen

Hier präsentieren wir menschlicher pluripotenter Stammzellen (hPSC) Kultur Protokolle verwendet, um hPSCs in CD34 unterscheiden+ hämatopoetischen Vorläuferzellen. Diese Methode nutzt Bühne-spezifische Manipulation von kanonischer WNT signalisieren Zellen ausschließlich entweder die definitive oder primitive hämatopoetischen Programm angeben.

Differenzierung der Primitive und Definitive hämatopoetischen Vorläuferzellen aus menschlichen pluripotente Stammzellen gerichtet

Hier beschreiben wir Protokolle für die genetischen und chemischen Validierung von c-Fos und Dusp1 als Medikament Ziel bei Leukämie mit in vitro und in vivo genetische und humanisierte Mausmodelle. Diese Methode kann auf jedes beliebige Ziel für genetische Validierung und therapeutische Entwicklung angewendet werden.

Methoden zur Bewertung der Rolle von c-Fos und Dusp1 in Abhängigkeit der Onkogen

Hier stellen wir ein Protokoll zur präzisen Bildung hämogenen Endothelaus aus menschlichen pluripotenten Stammzellen in einem feeder- und xenofreien Zustand vor. Diese Methode wird breite Anwendungen bei der Modellierung von Krankheiten und beim Screening auf therapeutische Verbindungen haben.

Hämogene Endotheldifferenzierung von humanen pluripotenten Stammzellen in einem feeder- und xenofreien definierten Zustand

Hier beschreiben wir eine zuverlässige Methode zur Messung des mitochondrialen Massen- und Membranpotenzials in ex vivo kultivierten hämatopoetischen Stammzellen und T-Zellen.

Messung des mitochondrialen Masse- und Membranpotenzials in hämatopoetischen Stammzellen und T-Zellen durch Durchflusszytometrie

Hier beschreiben wir eine neuartige durchflusszytometrische Methode zur prospektiven Isolierung von Vorläuferzellen der frühen Burst-bildenden Einheit erythroid (BFU-e) und der koloniebildenden Einheit erythroid (CFU-e) direkt aus frischem Knochenmark und Milz der Maus. Dieses Protokoll, das auf der Grundlage von Einzelzell-Transkriptomdaten entwickelt wurde, ist das erste, das alle erythroiden Vorläuferzellen des Gewebes mit hoher Reinheit isoliert.

Identifizierung und Isolierung von Burst-bildenden Einheiten und koloniebildenden Einheiten erythroider Vorläuferzellen aus Mausgewebe mittels Durchflusszytometrie

Hier wird eine auf Durchflusszytometrie basierende Technik vorgestellt, die es ermöglicht, gleichzeitig die Anzahl der Zellteilungen, den Phänotyp der Oberflächenzellen und die zelluläre Verwandtschaft zu messen. Diese Eigenschaften können statistisch mit einem auf Permutation basierenden Framework getestet werden.

Simultane Beurteilung von Verwandtschaft, Teilungszahl und Phänotyp mittels Durchflusszytometrie für hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen

Erfahren Sie die CFC-Assay-Methode zur Analyse menschlicher hämatopoetischer Stammzellen. Dieses Protokoll zeigt retrovirale Transduktion, Koloniebildung in Methylcellulose und morphologische Analyse für Leukämieforschung.

Colony Forming Cell (CFC)-Assay für humanen hämatopoetischen Zellen

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