Name: Myo-mechanischen Analyse von isolierten Skelettmuskel (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-22T18:15:00.000+00:00
Duration: 8 min 42 s
Description: Erfahren Sie die Myographie zur quantitativen Analyse von Kraft und Ermüdung isolierter Skelettmuskulatur bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht präzise Bewertungen therapeutischer Interventionen.

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Diese Arbeit wurde durch ein Public Health Service Grant (HL086513) aus NHLBI zu PEO und ein umfassendes Research Grant aus dem California Institute for Regenerative Medicine (RC1-00104), eine Public Health Service Grant (HL085377) aus NHLBI unterstützt, und ein Geschenk aus dem Pollin Stiftung HSB SC wurde von einem California Institute for Regenerative Medicine Bridges unterstützt, um Cell Research Award (TB1-01194) nach San Francisco State University Stem.

Das Protokoll ist mit der Zustimmung der UCSF Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) durchgeführt. 1. Die Präparation der Maus extensor digitorum longus (EDL) Muscle <ol><li> Führen Sie alle tierischen Verfahren in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Instituts. </li><li> Euthanize Tier mit 200 mg / kg intraperitoneal Pentobarbital / Genickbruch kurz vor Muskel-Ernte 10. Die Dissektion sollte geübt werden, so dass der Muskel geerntet werden kann und montiert in der Spannung Wandler innerhalb von 15 Minuten der Euthanasie. </li><li> Vereinbaren Kadaver in Rückenlage auf Dissektion Tablett und Stift Bein zu Boden. </li><li> Unter Dissektionsmikroskop, offene Haut, vorsichtig öffnen Faszie (Abb. 1a), und schälen tibialis vom Knöchel aufwärts bis EDL (Abb. 1b) aussetzen. Verwenden Tropfen Ringer-Laktat-Lösung, um den Muskel feucht und gepuffert bei der Ernte. </li><li> Entfernen Sie EDL, die Erhaltung soviel Sehne wie möglich an jedem Ende, und in eine Petrischale mit Ringer-Laktat-Lösung. Tie Naht zu jedem der Muskelsehnen (Fig.1C). Es ist wichtig, dass die Muskelfasern nicht berührt oder gestört während der Präparation. </li></ol> 2. Die Montage der Maus EDL im Muscle-Streifen Myographions <ol><li> Für diese Studien ist ein Gewebe Bad benötigt, schützt den Muskel während es beim in physiologischer Lösung bei konstanter Temperatur zu baden mit kontinuierlicher Sauerstoffzufuhr. Das Bad ist mit einem Kraftaufnehmer zur Messung der Muskelspannung gekoppelt. Wir beschäftigen ein integriertes Muskel Streifen Myographions Bad aus dem Dänischen Myo Technology (DMT-Modell 820MS) für diesen Zweck. Darüber hinaus sind ein Rechteckimpuls elektrischen Stimulator (Grass Modell S48) und Datenerfassung Plattform (ADInstruments PowerLab Data Acquisition System und LabChart Software) erforderlich, um zu entlocken, aufzuzeichnen und zu analysieren myo-mechanische Reaktionen bzw.. Die DMT 820MS hat Platin-Elektroden in die Kammer Abdeckung, die auf beiden Seiten des Muskels positioniert sind, in den mittleren Teil des Muskels Streifen integriert. Andere Myogrammgeräte erfordern besondere Aufmerksamkeit auf die Platzierung der Elektroden. </li><li> Füllen Myographions Bad mit 5 ml Krebs Henseleit-Lösung 11. Warm bis 25 ° C. Bubble-O 2 / CO 2 (95% / 5%) über Bad für 15 Minuten vor dem Gebrauch. </li><li> Verwenden Nähte EDL zwischen den Klemmen des Myographions erweitern und sichern die Sehnen der EDL Muskel (Fig.1D, E) zwischen den Klemmen. Achten Sie darauf, den Muskel selbst zu klemmen. </li><li> Pflegen Sie Myographions Bad bei 25 ° C </li></ol> 3. Myo-mechanischen Analyse A. Twitch Spannung <ol><li> Set ursprünglichen Länge in das Bad so, dass es keinen Muskel Laxheit. </li><li> Bestimmen Sie maximale Reiz (Dauer 0,5 ms) durch Anpassung Spannung, um eine maximale Zuckung Spannung zu erhalten, dann Stimulus bei 20% über maximal (bis supramaximale Stimulus zu erreichen) eingestellt. In unseren Studien ist die supramaximale Stimulus in der Regel bei einer Leistung von 40 Volt erreicht. </li><li> Stellen Sie sicher, Ausgabe vom Stimulator mit einem Oszilloskop. </li><li> Bestimmen Sie die optimale Länge durch die schrittweise Dehnung der Muskeln, bis keine weitere Steigerung der twitch Spannung. </li><li> Lassen Muskel für 3 min ins Gleichgewicht. </li><li> Deliver supramaximale Platz Stimulus (0,5 ms) bei optimaler Länge mit Grass S44 elektronische Stimulator und Record-Ausgang. </li><li> Rekord: twitch Spannungskurve (P t gegen die Zeit; Abb.2a). </li></ol> B. Tetanus Spannung <ol><li> Lassen Muskel für 3 Minuten ruhen lassen. </li><li> Tragen Sie einen Zug der supramaximale Impulse für 300msec bei 150 Hz auf optimale Länge mit Grass S44 elektronische Stimulator und Record-Ausgang. </li><li> Rekord: Tetanus-Spannungskurve (P o gegen die Zeit; Abb.2b). </li></ol> C. Force-Frequenz <ol><li> Lassen Muskel für 3 Minuten ruhen lassen. </li><li> Force-Frequenz: apply Züge supramaximale Stimuli bei 30, 60, 100, 140 und 160 Hz mit 3 Minuten Pause zwischen jedem Reiz (Abb. 3). Alternativ können Züge 15, 25, 35, 45, 55, 65, 75, 100, 140 und 160 Hz für eine bessere Auflösung bei niedrigeren Frequenzen, wo Kraft wesentlich ändert angewendet werden. </li><li> Plot: Kraft-Frequenz-Beziehung (% der maximalen Kraft vs Stimulationsfrequenz). </li></ol> D. Fatigue <ol><li> Bewerben Zug kurzer tetani: 60 Hz für 300 ms (oder Frequenz angepasst werden, um 50% der maximalen Kraft zu erzeugen), alle 3 Sekunden für 10 Minuten. Mit 10 Minuten sollte die tetanischen Kraft auf ein Plateau von ca. 15% des Ausgangswertes (Abb. 4) abnehmen. </li><li> Plot: niederfrequenten Müdigkeit (% der maximalen Kraft gegen die Zeit). </li></ol> E. Zusätzliche Datenerfassung am Ende des Protokolls <ol><li> Vor Aushängen der Muskel aus dem Myographions, stellen Sie den muscle bei optimaler Länge, wie in Schritt III.A.4 bestimmt und messen deren Durchmesser entweder mit einem Okular am Mikroskop oder mit einem Messschieber. Berechnen Querschnittsfläche (um 2). </li><li> Messen Sie Muskelmasse (mg), indem Sie Fäden und einem Gewicht von Muskeln. </li><li> Wiegen Maus Körpermasse (gm) zu beurteilen. </li></ol> 4. Berechnungen <ol><li> Muscle: Körper-Masse-Verhältnis = Muskelmasse / Körpermasse </li><li> Twitch Spannung, P t (Mn) = maximale Spannung während zucken generiert </li><li> Spezifische zucken Spannung (N / cm 2) = twitch (mN) / Querschnittsfläche (um 2) x 10 5 N / mN • um 2 / cm 2 </li><li> Time to Peak Spannung (ms) = Zeit vom Beginn der Kontraktion um eine maximale Spannung </li><li> Half-Relaxationszeit (ms) = Zeit von der Spitze Spannung auf 50% der maximalen Spannung </li><li> Tetanische Spannung, P O (mn) = maximale Spannung während des Tetanus erzeugt </li><li> Spezifische tetanische Spannung (N / cm 2) = tetanische Spannung (mN) / Querschnittsfläche (um 2) x 10 5 N / mN • um 2 / cm 2 </li><li> Maximale Geschwindigkeit des Anstiegs des Tetanus (N / s) = Höchstsatz für die Erhöhung der Spannung während der die Spannung steigt in Tetanus, dh die maximale Steigung der tetanischen Spannung-Kurve (oder, dP O / dt) </li><li> Half-Entspannung tetanische Spannung (ms) = Zeit vom Aufhören der Stimulation auf 50% der Spannung am Ende der Stimulation </li><li> Twitch Spannung-zu-tetanische Spannungsverhältnis, P t / P O = maximale zucken Zug / maximale tetanische Spannung </li><li> Fatigue index = Verhältnis von Spannung nach zwei Minuten von niederfrequenten Müdigkeit bis zur maximalen isometrischen Spannung </li></ol> 5. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/2582/2582fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Dissection von EDL Muskeln. A, Exposure der Hinterlauf muscles.TA, tibialis anterior. B, Exposure von EDL (extensor digitorum longus) Muskeln. C, Befestigung der Nähte zu EDL Sehnen. D, Zugmessdose Bad (Ansicht von der Seite). E, montiert EDL in Bad (Ansicht von oben). Der Muskel in unvollständig in den Puffer zu illustrativen Zwecken eingetaucht, in der Praxis, der Muskel sollte vollständig eingetaucht werden, um ein Austrocknen zu verhindern. <img src="/files/ftp_upload/2582/2582fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Beispiel für Spannungsbögen. A, Beispiel zucken Spannung Kurve, maximal zucken Spannung (P t), Kontraktion der Zeit (CT) und Halb-Relaxationszeit (HRT). Bar, 1 sh. B, Beispiel tetanische Spannung Kurve maximale tetanische Spannung (P o) und Halb-Entspannung tetanische Spannung (HRTT). Bar, 1s. <img src="/files/ftp_upload/2582/2582fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. Beispiel für Kraft-Frequenz-Beziehung Analyse. A, die Spannungen durch inkrementelle Stimulation Frequenzen erzeugt. B, Beispiel Impulsfolge bei 30MHz. Bar, 80ms. C, Beispiel für Impulsfolge bei 140MHz. Bar, 80ms. D, Beispiel Kraft-Frequenz-Kurve von Daten in A gezeigt abgeleitet. Die Form der Kraft-Frequenz-Kurve ist charakteristisch für Muskelkraft, und kann zwischen den Muskeln von verschiedenen Tieren verglichen werden. <img src="/files/ftp_upload/2582/2582fig4.jpg" alt="Abbildung 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 4"> Abbildung 4. Beispiel für niedrige Frequenz Ermüdungsanalyse. A, Decremental Spannungen über einen Zeitraum von niederfrequenten stimulation.Examples von Impulsfolgen bei angegebenen Zeitpunkten (B, C, D) erzeugt werden unten gezeigt. E, Beispiel für niederfrequente Ermüdungskurve von Daten in A gezeigt abgeleitet. Die Form der niederfrequenten Ermüdungskurve ist charakteristisch für Muskelkraft, und kann zwischen den Muskeln von verschiedenen Tieren verglichen werden.

<ol><li>Harcourt, L. J., Schertzer, J. D., Ryall, J. G., Lynch, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+dose+formoterol+administration+improves+muscle+function+in+dystrophic+mdx+mice+without+increasing+fatigue%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromuscul+Disord%22%5BJournal%5D)">Low dose formoterol administration improves muscle function in dystrophic mdx mice without increasing fatigue.</a> Neuromuscul Disord. 17, 47-55 (2007).</li>
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<li>Danieli-Betto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sphingosine+1-phosphate+protects+mouse+extensor+digitorum+longus+skeletal+muscle+during+fatigue%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Sphingosine 1-phosphate protects mouse extensor digitorum longus skeletal muscle during fatigue.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 288, C1367-C1373 (2005).</li>
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</ol>

Wir beschreiben eine detaillierte Vorgehensweise bei der Bewertung myo-mechanischen Eigenschaften in explantierten Hinterlauf Muskel von der Maus. Die EDL, während schwieriger, wegen seiner hinteren Position hinter dem M. tibialis anterior zu sezieren, ist leichter zu beurteilen als die tibialis anterior wegen seiner prominenten Sehnenansätze bis zum Knöchel-und Kniegelenke. Diese Sehnen erleichtern in den Muskel Streifen Myographions Montage. Im Gegensatz dazu hat die leichter zugänglich tibialis anterior eine breite, fast atendinous Befestigung am Kniegelenk, so dass es außerordentlich schwierig, beide ohne die Muskeln zu zerlegen und montieren sicher in der Myographions. Wir weisen auch darauf hin, dass schnell die Montage der Muskel in ein mit Sauerstoff angereichertes Bad in einem physiologischen Puffer und Temperatur ist von wesentlicher Bedeutung für die Erhaltung der Muskulatur der mechanischen Eigenschaften. Wir haben festgestellt, dass wir diese Analyse für bis zu 30 Minuten wiederholen, ohne signifikante Veränderungen im Muskel Reaktion unter diesen Bedingungen. Schließlich ist es wichtig, dass die Muskelfasern nicht während der Präparation und Befestigung Verfahren berührt werden, da dies negative Auswirkungen auf die Muskelfunktion haben kann, und das Ergebnis in Unterschätzung der myo-mechanische Kraft. Durch die folgenden Verfahren, bietet diese Analyse ein robustes quantitative Ansatz zur Bewertung der Auswirkungen der genetischen Veränderung auf die Muskelfunktion 6,7,8,9, sowie Vergleich zwischen therapeutischen Interventionen in Mausmodellen von Muskelerkrankungen 1,2,3,5 .

Lösungen und Medien Ringer-Laktat-Lösung <ul><li> 100 mM NaCl </li><li> 30 mM CH3CH (OH) COONa (Natriumlactat) </li><li> 4 mM KCl </li><li> 1 mM CaCl 2 · 2H 2 O (Calciumchlorid Dihydrat) <ul><li> pH-Wert einstellen auf 6,75 </li></ul></li></ul> Krebs Henseleit-Lösung <ul><li> 118 mm NaCl </li><li> 4,7 mM KCl </li><li> 1,25 mM CaCl 2 </li><li> 1,2 mM MgCl 2 </li><li> 1,2 mM KH 2 PO 4 </li><li> 25 mM NaHCO 3 </li><li> 11 mM Glukose <ul><li> pH-Wert auf 7,2-7,4 durch Äquilibrieren mit O 2 / CO 2 (95% / 5%) Gas </li></ul></li></ul> Pentobarbital <ul><li> 5 mg / mL funktionierende Lösung in sterilem Wasser </li></ul>

myo-mechanischen analyse von isolierten skelettmuskel

Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

Zur Beurteilung der in vivo-Effekte von therapeutischen Interventionen für die Behandlung von Muskelerkrankungen 1,2,3, sind quantitative Methoden notwendig diese Maßnahme Krafterzeugung und Ermüdbarkeit bei behandelten Muskeln. Wir beschreiben eine detaillierte Vorgehensweise bei der Bewertung myo-mechanischen Eigenschaften in frisch explantierten Hinterlauf Muskel von der Maus. Wir beschreiben die atraumatische Ernte der Maus extensor digitorum longus, der Montage der Muskel in einem Muskel Streifen Myographions (Model 820MS; Danish Myo Technology) und die Messung der maximalen zucken und tetanischen Spannung, Kontraktion der Zeit, und Halb-Relaxationszeit, mit einem Rechteckimpuls Stimulator (Modell S48; Grass Technologies). Mit diesen Messungen zeigen wir die Berechnung der spezifischen zucken und tetanischen Spannung normiert auf Muskel-Querschnittsfläche, die twitch-to-tetanische Spannungsverhältnis, 4 die Kraft-Frequenz-Beziehung-Kurve und der niedrigen Frequenz Ermüdungskurve. Diese Analyse stellt eine Methode zur quantitativen Vergleich zwischen therapeutischen Interventionen in Mausmodellen von Muskelerkrankungen 1,2,3,5, sowie Vergleich der Auswirkungen der genetischen Veränderung auf die Muskelfunktion 6,7,8,9.

Zur Beurteilung der<em&gt; In vivo</em&gt; Effekte von therapeutischen Interventionen für Muskelerkrankungen, sind Methoden notwendig, um Krafterzeugung und Ermüdbarkeit bei behandelten Muskeln zu quantifizieren. Wir Detail einen Ansatz zur Bewertung von myo-mechanischen Eigenschaften in explantierten Maus Hinterlauf Muskel. Diese Analyse liefert ein robustes Konzept für die Quantifizierung der Auswirkungen der genetischen Veränderung auf die Muskelfunktion, sowie Vergleich der Therapien in Mausmodellen der Muskelerkrankung.

Myo-mechanischen Analyse von isolierten Skelettmuskel

Um die In-vivo-Effekte therapeutischer Interventionen zur Behandlung von Muskelerkrankungen 1,2,3 zu beurteilen, sind quantitative Methoden erforderlich, die die Kraft messen ...

Das Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die erzeugte Kraft und die Ermüdbarkeit isolierter Skelettmuskulatur zu bestimmen, um die Wirkungen genetischer Modifikationen oder Therapien zu quantifizieren. Zunächst wird der Musculus extensor digitorum longus aus der Hinterextremität der Maus präpariert. Anschließend wird der Muskel in einem Muskelstreifen-Myographen montiert.Der nächste Schritt besteht darin, die Stimulations­spannung und Vorspannung des Muskels zu ermitteln, bei der die maximale Zuckungs­spannung erreicht wird. Der letzte Schritt ist die Bestimmung der Kraft-Frequenz-Beziehung des Muskels sowie des Einsetzens und Ausmaßes der Ermüdung bei niederfrequent bis tetanischer Stimulation. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die messbare Veränderungen in den mechanischen Eigenschaften des Muskels mittels Myographie zeigen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie Belastungstests besteht darin, dass die Myographie eine quantitative Beurteilung der Muskelkraft und -funktion ermöglicht. Wir haben diese Methode erstmals angewandt, als wir erkannten, dass quantitative Messgrößen zur Beurteilung der Muskel­funktion erforderlich sind, wenn neue zelluläre und bioingenieurtechnische Therapien für Muskelerkrankungen in präklinischen Tiermodellen getestet werden. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen in der Muskelbiologie und der Forschung zu Muskeldystrophien zu beantworten, beispielsweise, ob bestimmte Therapien oder genetische Modifikationen die Muskel­funktion verändern.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da die Schritte zur sachgemäßen Handhabung des Muskels schwer zu beherrschen sind. In der Regel haben Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten, da eine schnelle, schonende Dissektion der M. hindin Übung und erlernte Geschicklichkeit erfordert. Die Demonstration des Verfahrens erfolgt durch einen leitenden Wissenschaftler und SAB als Doktorandin in unseren Laboren.Nach der Tötung einer Maus legen Sie den Kadaver mit der Bauchseite nach oben auf ein Präparationsbrett und befestigen Sie das Bein mit Nadeln am Brett unter einem Präparationsmikroskop. Schneiden Sie die Haut auf und öffnen Sie vorsichtig die Faszie. Heben Sie danach den Musculus tibialis anterior vom Knöchel nach oben ab, um den Musculus extensor digitorum longus oder EDL-Muskel freizulegen.Verwenden Sie Tropfen von Ringer-Laktatlösung, um den Muskel während der Gewinnung feucht zu halten. Dann dissezieren Sie den EDL unter möglichst vollständiger Erhaltung der Sehnen an beiden Enden aus, wobei darauf geachtet werden sollte, die EDL-Muskel fasern selbst nicht zu berühren. Legen Sie den EDL-Muskel in eine Petrischale, die Ringer-Laktatlösung enthält.Binden Sie nun Nähte an jedes Muskelsehnenende. Diese Studien verwenden ein Gewebeküvettenbad, um den Muskel zu halten, und einen Kraftaufnehmer, um die Muskelspannung zu messen. Zusätzlich werden ein Rechteckimpuls-Gerät zur elektrischen Stimulation sowie eine Plattform zur Datenerfassung verwendet, um mechanische Muskelreaktionen hervorzurufen, aufzuzeichnen und zu analysieren.Der nächste Schritt besteht darin, das Myo-Graft-Bad mit 6,5 Milliliter Krebs-Lösung, also der Satellitenlösung, zu füllen. Erwärmen Sie das Bad auf 25 Grad Celsius und sprudeln Sie die Krebs-Lösung 15 Minuten lang mit 95 % Sauerstoff und 5 % Kohlendioxid durch. Verwenden Sie Nähte an den Sehnen, um den EDL-Muskel in das Bad zu überführen.Fixieren Sie die Sehnen zwischen den Klemmen des Myo-Transplantats. Achten Sie darauf, das Muskelgewebe selbst nicht zu klemmen. Halten Sie die Temperatur des Myo-Transplantat-Bades bei 25 Grad Celsius.Um die Spannungsanalyse zu beginnen, stellen Sie die anfängliche Muskelänge so ein, dass sie der inci-Muskelänge entspricht. Verwenden Sie eine Reizdauer von 0,5 Millisekunden. Erhöhen Sie schrittweise die Spannung, um den Reiz zu bestimmen, der erforderlich ist, um die maximale Zuckungsspannung zu erreichen.Danach den Reiz um 20 % erhöhen, um einen übermaximalen Reiz zu erreichen, der gewöhnlich etwa 40 Volt beträgt. Im nächsten Schritt wird der Muskel schrittweise gedehnt, bis keine weitere Zunahme der Zuckungsspannung mehr auftritt. Diese Länge gilt als optimale Muskelänge.Lassen Sie den Muskel drei Minuten lang equilibrieren, dann halten Sie den Muskel auf seiner optimalen Länge. Geben Sie einen übermaximalen Rechteckreiz ab und nehmen Sie die Ausgangsaufzeichnung der Zuckungsspannungskurve auf. In dieser Abbildung.Die maximale Zuckungsspannung wird mit pt bezeichnet. Die Kontraktionszeit wird mit ct bezeichnet. Die halbe Relaxationszeit wird mit HRT bezeichnet.Die Markierung entspricht einer Sekunde nach einer dreiminütigen Ruhephase. Messen Sie die tetanische Spannung, indem Sie eine Dehnung mit supramaximalen Reizen für 300 Millisekunden bei 150 Hertz bei optimaler Länge anlegen. Dieses Verfahren erzeugt eine Tetanus-Spannungskurve.Die maximale Titanicspannung ist mit po gekennzeichnet. Die halbe Entspannungsspannung der Titania ist mit HRTT gekennzeichnet. Der Balken stellt eine Sekunde nach einer dreiminütigen Ruhephase dar.Beginnen Sie die Kraft-Frequenz-Analyse mit der Applikation von 300 Millisekunden dauernden Reiztrains mit supramaximalen Reizen bei 30, 60, 100, 140 und 160 Hertz. Lassen Sie zwischen jedem Reiztrain eine Ruhepause von drei Minuten nach einer dreiminütigen Ruhephase. Beginnen Sie die Ermüdungsanalyse mit der Applikation von kurzen Reiztrains bei 60 Hertz über 300 Millisekunden alle drei Sekunden für 10 Minuten.Die Titan-Kraft sollte auf ein Plateau von etwa 15 % des Anfangswerts abfallen. Nach Beendigung der Kraftaufzeichnungen mit dem Muskel in optimaler Länge messen Sie den Muskel durchmesser mit dem Okular am Mikroskop. Danach entfernen Sie die Nähte und wiegen den Muskel, um die Muskelmasse zu bestimmen.Der letzte Schritt besteht darin, die Maus zu wiegen, um die Körpermasse zu bestimmen. Diese Messungen werden für die im begleitenden Artikel aufgeführten Berechnungen verwendet. Diese Abbildung zeigt die Zunahme der Spannung in Abhängigkeit von steigenden Reizfrequenzen. Hier ist die Muskelreaktion auf eine Impulsfolge mit 30 Hertz. Diese Abbildung zeigt die stärkere Kraft, die bei einer Impulsfolge von 140 Hertz hervorgerufen wird. Diese Grafik zeigt die Kraft-Frequenz-Beziehung, dargestellt als prozentuale maximale Kraft im Vergleich zur Stimulationsfrequenz.Die Form der Kraft-Frequenz-Kurve ist charakteristisch für die Muskelkraft und kann verwendet werden, um Vergleiche zwischen Muskeln verschiedener Tiere anzustellen. Diese Abbildung zeigt die Muskelermüdung über einen Zeitraum von 10 Minuten niederfrequenter Stimulation. Diese Abbildungen zeigen die Reaktion des Muskels auf die Reizreihe zu den angegebenen Zeitpunkten.Diese Darstellung zeigt die niederfrequente Muskelermüdung als prozentuale maximale Kraft über der Zeit. Der Verlauf der Kurve der niederfrequenten Ermüdung ist charakteristisch für die Muskelkraft und kann zur Durchführung von Vergleichen zwischen Muskeln verschiedener Tiere verwendet werden. Sobald diese Technik beherrscht ist, kann sie innerhalb von 30 Minuten nach dieser Anleitung durchgeführt werden.Andere Methoden wie die Immunhistochemie, die Westernblot-Analyse und die quantitative PCR können durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, beispielsweise, ob und wo spezifische myogene Proteine und Stammzellmarker im behandelten Muskel exprimiert werden, während dieses Verfahrens. Es ist wichtig, daran zu denken, dass sämtliche Geräte vorbereitet sein müssen, um die Zeit zwischen der Muskelentnahme und der Analyse zu minimieren. Nachdem Sie dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man den hinteren Extremitätenmuskel präpariert, den Muskel in einem Muskelstreifen-Myographen, wie dem von uns gezeigten Gerät von Danish Myo Technology, befestigt und Veränderungen in den mechanischen Eigenschaften des Muskels misst.

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Forschung

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Dieser technische Bericht beschreibt eine Variation der modifizierten Bergström-Technik für die Biopsie des Musculus tibialis anterior, die Faserschäden begrenzt.

Sammlung von Skelettmuskelbiopsien aus dem Superior-Fach des menschlichen Musculus Tibialis Anterior für mechanische Bewertung

Die Funktion der Skelettmuskulatur kann durch die Quantifizierung der Kontraktilität isolierter Muskelfasern beurteilt werden, wobei traditionell mühsame Ansätze mit niedrigem Durchsatz verwendet werden. Hier beschreiben wir eine optikbasierte Hochdurchsatzmethode zur Quantifizierung der Kontraktilität von Hydrogel-eingebetteten Muskelfasern. Dieser Ansatz hat Anwendungen für das Wirkstoffscreening und die therapeutische Entwicklung.

Hochdurchsatz-Kontraktionsmessungen von Hydrogel-eingebetteten intakten Muskelfasern der Maus mit einem optikbasierten System

Wir beschreiben ein Protokoll zur Gewinnung enzymatisch dissoziierter Fasern unterschiedlicher Länge und Art aus sechs Muskeln erwachsener Mäuse: drei davon bereits beschrieben (Flexor digitorum brevis, Extensor digitorum longus, soleus) und drei von ihnen erstmals erfolgreich dissoziiert (Extensor hallucis longus, Peroneus longus, Peroneus digiti quarti).

Intakte kurze, mittlere und lange Skelettmuskelfasern, die durch enzymatische Dissoziation von sechs Hintergliedmaßenmuskeln von Mäusen gewonnen wurden: Jenseits des Flexor Digitorum brevis

Dieses Protokoll beschreibt die Isolierung intakter einzelner Muskelfasern aus dem oxidativen Soleus und die Einrichtung hochgereinigter Myoblastkulturen, die aus diesen Fasern gewonnen wurden. Das optimierte Verfahren liefert zuverlässig etwa 300–500 intakte Myofasern pro Maus, was nachgelagerte molekulare und zelluläre Analysen ermöglicht.

Einzelfaser-Isolationstest zur Beurteilung des oxidativen Myofaserverhaltens

Erfahren Sie die Myographie zur quantitativen Analyse von Kraft und Ermüdung isolierter Skelettmuskulatur bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht präzise Bewertungen therapeutischer Interventionen.

Myo-mechanischen Analyse von isolierten Skelettmuskel

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