Name: Zeitraffer-Live-Imaging von klonal verbundenen neuronalen Vorläuferzellen in der Entwicklung von Zebrafisch Vorderhirnneuronen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 49 s
Description: Lernen Sie die Zeitraffer-Live-Imaging-Methode zur Analyse neuronaler Vorläuferzellen im sich entwickelnden Vorderhirn von Danio rerio. Diese Technik ermöglicht die in vivo-Beobachtung klonaler Zellentwicklung mit hoher Auflösung.

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Diese Arbeit wurde von theNIH grantNS042626 unterstützt. Wir danken Kurt Thorn und UCSF Nikon Imaging Center für die Unterstützung bei Bildgebung.

1. Vorbereitung des Zebrafisch-Embryos <ol><li> Zwei Tage vor der Elektroporation eingerichtet Paarung Käfigen von Wildtyp-Fisch mit Trennwänden zu trennen Männchen von Weibchen. </li><li> Einen Tag vor der Elektroporation, ziehen Sie den Teilern in Paarung Käfigen vom Vortag. </li><li> Sammeln Embryonen und inkubieren 50 befruchteten Embryonen in 30 ml embryonalen Medium mit 0,003% Phenylthioharnstoff (PTU) bei 28,5 ° C. </li><li> Am Tag der Elektroporation, dechorionate die Embryonen von Hand mit feinen Pinzetten (Inox 5, Dumont Electronic, Schweiz), wenn die Embryonen der Entwicklungsphase 22hpf erreichen. Übertragen Sie anschließend die Embryonen bis 10ml Elektroporation Ringer-3 (180 mM NaCl, 5 mM KCl, 1,8 mM CaCl2, 5 mM Hepes pH 7,2) mit 0,003% PTU. </li><li> Add 420 ul Tricaine Lager (4mg/ml), um die 10ml Elektroporation Ringer, die Embryonen zu betäuben. </li></ol> 2. Vorbereitung für die Elektroporation <ol><li> Glass Injektionsnadeln wurden von Kapillaren (1,2 mm OD, 0,9 mm ID, mit Filament) auf einem Flaming-Brown P897 Puller (Sutter Instruments, Novato, CA, USA) gezogen. Die Nadelspitze wurde mit einer Pinzette gebrochen, um ein scharfes Ende bekommen, wie in Abbildung 1D gezeigt. Der Durchmesser der Spitze sollte etwa 10 um und der Kegelwinkel sollte etwa 30 Grad. </li><li> Bereiten Sie 0,8% und 1% niedriger Schmelzpunkt Agarose (Shelton Scientific, Inc. Katalog # IB70050) in Elektroporation Ringerlösung. Aliquot der Agarose-Lösung in 2 ml Reaktionsgefäße. Halten Sie die Aliquots in einem Heizblock bei ~ 37 ° C. </li><li> Die Gal4/UAS System wird verwendet, um die Genexpression in neuronalen Vorläuferzellen elektroporiert Embryonen zu fahren. Zwei Plasmide verwendet: Plasmid EF1α-GFF-PT2KXIG, in denen Gal4FF durch die allgegenwärtige Promoter EF1α angetrieben wird, und Plasmid-UAS-E1B-EGFP-PT2KXIG. </li><li> Bereiten EF1α-GFF-PT2KXIG und UAS-E1B-EGFP-PT2KXIG Plasmid-DNA mit GenEluteTM HP Plasmid Midiprep Kit (Sigma). </li><li> Die Plasmide werden dann von Natriumacetat / Ethanolfällung auf die Endkonzentration von 1-2 ug / ul in 10 mM Tris · Cl (pH 8,5) konzentriert. </li><li> Mischen Sie die beiden Plasmide und verdünnt mit Nuklease-freiem H2O auf eine Endkonzentration von 500 ng / ul für jedes Plasmid. Die Zugabe von Phenolrot (verwässert 1 / 10 Volumen), um die Lösung für die Visualisierung der Lieferung bevorzugt. Halten Sie die DNA-Lösung auf Eis. </li><li> Kurz vor der Elektroporation, tendieren, die Injektionsnadel mit 2 ul DNA-Lösung und stellen Sie das Injektionsvolumen zu 2 nl. </li></ol> 3. Elektroporation <ol><li> Ein stero Dissektionsmikroskop (Zeiss Stemi 2000 mit einer maximalen Vergrößerung von 50x), einem Luftdruck-Injektor (Narishige IM 300 Mikroinjektor), zwei Mikromanipulatoren (WPI M3301R, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA), und einer elektrischen Stimulator (SD9 Rechteckimpuls Stimulator, Grass Tlefactor, West Warwick, Rhode Island, USA) werden wie in Abbildung 1A dargestellt eingestellt. </li><li> Um die Embryonen, tauchen 2 Embryonen in 1% niedrig schmelzenden Agarose montieren. Dann ziehen Sie sofort den Embryonen aus der Agarose mit einer Glaspipette. </li><li> Legen Sie die Embryonen auf eine umgekehrte Kunststoff Petrischalendeckel in einzelne Tropfen aus Agarose. Richten Sie die Embryonen vorsichtig mit einem Faser-Sonde an eine dorsale-up-Position vor dem Agarose verfestigt, so dass das Vorderhirn zugänglich sowohl die Elektroden und die Mikroinjektionsnadel (Abbildung 1B) ist. Embryonen müssen in einzelnen Agarose Tropfen montiert werden. </li><li> Bearbeiten Sie die Elektroden mit der linken Mikromanipulator. Legen Sie die Elektroden in die Agarose, wie in Abbildung 1B gezeigt. Benutzerdefinierte Platin-Iridium parallel bipolaren Elektroden 125 um im Durchmesser und Abstand 500 pm voneinander entfernt sind für die Elektroporation (FHC, Katalog # PBSA0575) verwendet. </li><li> Legen Sie die Mikroinjektion Nadel in das Vorderhirn Herzkammer und spritzen 4NL DNA-Mix, fließt der rote Flüssigkeit und die Schwellung der Ventrikel beobachtet werden können. </li><li> Sofort wurde eine 28,5 V Puls Dauer von 1 Millisekunde manuell. Dann umpolen und gelten noch 28,5 V Puls Dauer von 1 Millisekunde. Dies wird in bilateralen Mosaik Kennzeichnung des Vorderhirns neuralen Vorläuferzellen führen. </li><li> Nach der Elektroporation von 10 Embryonen, fügen 5ml embryonalen Medium, um die Embryonen Abdeckung und ziehen Sie die Agarose mit einem mikrochirurgischen Messer, um die Embryonen freizugeben. </li><li> Übertragen Sie die Elektroporation Embryonen in ein frisches Gericht aus 30 ml embryonalen Medium mit 0,003% PTU und inkubieren bei 28,5 ° C. </li></ol> 4. Montage-und Zeitraffer-Live-Imaging <ol><li> Rund 4 Stunden nach der Elektroporation wird die EGFP-Signal zu beobachten, wenn sie unter einer epifluoreszenten Präpariermikroskop angesehen. </li><li> Fünf Stunden nach der Elektroporation, wählen Sie die Embryonen mit hoch Mosaik, aber starke EGFP-Expression im Vorderhirn Region. </li><li> Übertragen Sie die ausgewählten Embryonen embryonale 10ml Medium mit 0,003% PTU. </li><li> Add 420 ul Tricaine Lager (4mg/ml), um die 10ml embryonalen mittleren to betäuben die Embryonen. </li><li> Um die Embryonen mount, tauchen ein Embryo in 0,8% Agarose für niedrigen Schmelzpunkt. Dann ziehen Sie sofort den Embryo aus der Agarose mit einer Glaspipette und Ort der Embryo in der Mitte einer 35-mm Glasboden Kulturschale (MatTek Unternehmen, Part # P35GC-1,5-10-C, <a href="http://www.glass-bottom-dishes.com/">www.glass-bottom-dishes.com</a> ) . </li><li> Richten Sie die Embryonen vorsichtig mit einem Faser-Sonde an eine dorsale-up-Position vor dem Agarose erstarrt. </li><li> Die Schale richtig von der Temperatur gesteuert Phase des konfokalen Mikroskops, wie in Abbildung 1C (Wir verwenden eine Nikon C1 spektralen konfokalen Mikroskop mit bis rechts Ziele) dargestellt. Stellen Sie die Temperatur auf 28,5 ° C. </li><li> Add 3ml 28,5 ° C vorgeheizten embryonalen Medium mit 0,003% PTU um den Embryo zu decken. Der Embryo ist nun bereit für die Bildgebung. </li><li> Führen Sie Zeitraffer-Live-Bildgebung mit einem festgelegten Intervall mit einem Wasser-Tauchen Ziel. </li></ol> 5. Repräsentative Ergebnisse In Abbildung 2 sind Bilder eines Zeitraffer-konfokale Bildgebung leben des Embryos von EF1α-GFF + UAS-E1B-EGFP bei 22 hpf elektroporiert ausgewählt. <img src="/files/ftp_upload/2594/2594fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Apparatus Set-up. (A) Die Versammlung der Elektroporation Ausstattung: the Grass SD9 Rechteckimpuls Stimulator (i), der linke Mikromanipulator (ii) die Elektroden (iii), das Zeiss-Binokular (iv), der Injektionsnadel (v), das Recht Mikromanipulator (vi) und die Narishige IM 300 Mikroinjektor (vii). (B) Die relative Position der Elektroden (i), das Vorderhirn Ventrikels (ii) und der Injektionsnadel (iii). Beachten Sie die rot gefärbten DNA-Lösung in das Vorderhirn Herzkammer injiziert wurde. (C) Die Montage von Live-Aufnahmen auf Nikon C1 konfokalen Mikroskop: der Temperaturregler (i), das Wasser getaucht Ziel len (ii) und die Elektroporation Embryo in Agarose für niedrigen Schmelzpunkt in einem Glasboden Kulturschale (iii) (D embedded ) Bild von einem gezogen und geschnitten Nadel für die Mikroinjektion von DNA. <img src="/files/ftp_upload/2594/2594fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Ausgewählter Bilder eines 18-Stunden-Zeitraffer-konfokale Bildgebung leben des Embryos mit EF1α-GFF + UAS-E1B-EGFP bei 22 hpf elektroporiert. Ventrikel Oberfläche ist auf der Unterseite eines jeden Bildrahmen. Scale-Balken repräsentiert 10 pm.

<ol><li>Temple, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+neural+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The development of neural stem cells.</a> Nature. 414, 112-117 (2001).</li>
<li>G#246;tz, M., Huttner, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cell+biology+of+neurogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The cell biology of neurogenesis.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 6, 777-788 (2005).</li>
<li>Cerda, G. A., Thomas, J. E., Allende, M. L., Karlstrom, R. O., Palma, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroporation+of+DNA%2C+RNA%2C+and+morpholinos+into+zebrafish+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Electroporation of DNA, RNA, and morpholinos into zebrafish embryos.</a> Methods. 39, 207-211 (2006).</li>
<li>Hendricks, M., Jesuthasan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroporation-based+methods+for+in+vivo%2C+whole+mount+and+primary+culture+analysis+of+zebrafish+brain+development%5BTitle%5D)+AND+%22Neural.+Dev%22%5BJournal%5D)">Electroporation-based methods for in vivo, whole mount and primary culture analysis of zebrafish brain development.</a> Neural. Dev. 2, 6-6 (2007).</li>
<li>Tawk, M., Bianco, I. H., Clarke, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focal+electroporation+in+zebrafish+embryos+and+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Focal electroporation in zebrafish embryos and larvae.</a> Methods Mol. Biol. 546, 145-151 (2009).</li>
<li>Tawk, M., Tuil, D., Torrente, Y., Vriz, S., Paulin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-efficiency+gene+transfer+into+adult+fish%3A+a+new+tool+to+study+fin+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">High-efficiency gene transfer into adult fish: a new tool to study fin regeneration.</a> Genesis. 32, 27-31 (2002).</li>
</ol>

In diesem Video zeigen wir eine Methode zur Zeitraffer-Live-Darstellung von neuralen Vorläuferzellen in einem klonalen Ebene in den Entwicklungsländern Zebrafisch Vorderhirn. Wir testeten und modifiziert das bestehende Elektroporation Protokolle 4-6, um genetisch und Fluoreszenz-Label einzelnen neuronalen Vorläuferzellen. Eine Linie Baum klonal verbundenen Nachkommen Zellen zusammengesetzt ist etabliert, da nur wenige Zellen waren spärlich mit einer relativ geringen Spannung von Elektroporation gekennzeichnet...

zeitraffer-live-imaging von klonal verbundenen neuronalen vorläuferzellen in der entwicklung von zebrafisch vorderhirnneuronen

Time-lapse Live Imaging of Clonally Related Neural Progenitor Cells in the Developing Zebrafish Forebrain

Präzise Muster der Teilung, Migration und Differenzierung neuronaler Vorläuferzellen sind entscheidend für die richtige Entwicklung des Gehirns und die Funktion 1,2. Um zu verstehen, das Verhalten des neuronalen Vorläuferzellen in der komplexen in vivo-Umgebung ist Zeitraffer-Live-Darstellung von neuralen Vorläuferzellen in einem intakten Gehirn kritisch erforderlich. In diesem Video, nutzen wir die einzigartigen Eigenschaften von Zebrafisch-Embryonen zur Entwicklung des Vorderhirns neuralen Vorläuferzellen in vivo sichtbar zu machen. Wir verwenden Elektroporation, genetisch und dünn Label einzelnen neuronalen Vorläuferzellen. Kurz gesagt, Konstrukte kodierenden DNA Fluoreszenzmarker wurden in das Vorderhirn Ventrikel von 22 Stunden nach der Befruchtung (HPF) Zebrafischembryonen und elektrische Impulse wurden sofort injiziert. Sechs Stunden später wurden die Elektroporation Zebrafischembryonen mit niedrigem Schmelzpunkt Agarose in Glasboden Kulturschalen montiert. Fluoreszenzmarkierten neuralen Vorläuferzellen wurden dann für 36 Stunden mit festen Abständen unter einem konfokalen Mikroskop mit Wasser getaucht Objektiv abgebildet. Das vorliegende Verfahren bietet eine Möglichkeit, Einblicke in die in vivo Entwicklung von Vorderhirn neuralen Vorläuferzellen zu gewinnen und kann auch auf andere Teile des zentralen Nervensystems des Zebrafisch-Embryos angewendet werden.

Die vorliegende Video zeigt eine Methode, die nutzt die Kombination von Elektroporation und konfokale Mikroskopie, um Live-Aufnahmen zu den einzelnen neuronalen Vorläuferzellen im sich entwickelnden Zebrafisch Vorderhirn führen.<em&gt; In-vivo-</em&gt; Analyse der Entwicklung des Vorderhirns neuralen Vorläuferzellen in einem klonalen Ebene kann auf diese Weise erreicht werden.

Zeitraffer-Live-Imaging von klonal verbundenen neuronalen Vorläuferzellen in der Entwicklung von Zebrafisch Vorderhirnneuronen

Präzise Muster der Teilung, Migration und Differenzierung neuraler Vorläuferzellen sind entscheidend für eine ordnungsgemäße Entwicklung und Funktion des Gehirns1,2. Um ...

Das Ziel des folgenden Experiments besteht darin, die in-vivo-Entwicklung einzelner neuraler Vorläuferzellen des Vorderhirns mittels zeitraffenden Live-Imagings von Zebrafischembryonen zu beobachten. Dies wird durch die Elektroporation von DNA-Konstrukten erreicht, die für fluoreszierende Marker codieren und vereinzelt positionierte neuronale Vorläuferzellen im Gehirn markieren. Elektroporierte Embryonen werden anästhesiert, in niedrig schmelzendem Agarose eingebettet und mittels zeitraffender konfokaler Mikroskopie abgebildet.Die Ergebnisse zeigen die in-vivo-Entwicklung eines bestimmten neuralen Vorläuferzells des Vorderhirns. Diese Methode kann Einblicke in die In-vivo-Entwicklung von forebrain-neuralen Vorläuferzellen geben. Sie kann außerdem auf andere Bereiche des zentralen Nervensystems wie Membran, Hein und das Rückenmark angewendet werden.Der Hauptvorteil dieser Methode gegenüber etablierten Methoden, wie der DNA- oder RNA-Injektion im Einzelzellstadium, liegt darin, dass sie gezielt auf das eigene Selbstinteresse zu einem beliebigen Entwicklungszeitpunkt abzielt. Dieses Protokoll beginnt am Tag vor der geplanten Elektroporation. Sammeln Sie morgens 50 befruchtete Embryonen von begatteten Zebrafischen, baden Sie die Embryonen in einem embryonalen Medium, das Phenylthiourea oder PTU enthält, und inkubieren Sie die untergetauchten Embryonen am folgenden Tag 22 Stunden lang bei 28,5 Grad Celsius.22 Stunden nach der Befruchtung sind die Embryonen bereit, elektroporiert zu werden. Beginnen Sie damit, die Embryonen manuell mit feinen Pinzetten zu beschichten. Überführen Sie die beschichteten Embryonen in 10 Milliliter Elektroporations-Ringer-Lösung, die PTU enthält, um die Embryonen anschließend zu anästhesieren.Geben Sie 420 Mikroliter Trica-Grundlösung mit einer Konzentration von vier Milligramm pro Milliliter zur Lösung hinzu. Die Embryonen sind nun bereit für die Elektroporation, um die für die Elektroporation erforderlichen Injektionsnadeln vorzubereiten. Glas-Kapillaren werden gezogen und ihre Spitzen mit einer Pinzette abgebrochen, um eine scharfe 0,2-Nadel mit niedrigem Schmelzpunkt herzustellen.Es werden auch Agro-Lösungen benötigt, die eine 1%-ige Suspension in Elektroporations-Ringer-Lösung und eine 0,8%-ige Lösung in embryonalem Medium zur Montage umfassen. Portionieren Sie die beiden unterschiedlichen Agro-Lösungen in 2-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen und stellen Sie sie in einem Heizblock bei etwa 37 Grad Celsius bereit. Dieses Protokoll verwendet das GAL4-UAS-System, um die Genexpression in neuronalen Vorläuferzellen anzutreiben.Es werden zwei Plasmide verwendet, von denen eines ubiquitär GAL vier ff und das andere in Reaktion auf GAL vier ff GFP exprimiert. Beide Plasmide werden mit Kits vorbereitet, anschließend mittels Natriumacetat-Ethanol-Fällung in einer Lösung aus 10 Millimolar Tri cl konzentriert und auf eine Konzentration zwischen ein und zwei Mikrogramm pro Mikroliter eingestellt. Nach der Bestimmung der Plasmidkonzentration werden beide Plasmide in einer Einzellösung mit nukleasefreiem Wasser auf 500 Nanogramm pro Mikroliter verdünnt.Bei dieser Konzentration werden sie gemeinsam bewertet, um die Applikation der Lösung zu visualisieren, und mit Phenolrot bei 10 % des Gesamtlösungsvolumens angefärbt. Die Lösung ist nun bereit für die Elektroporation und sollte auf Eis gestellt werden. Die Elektroporationsvorrichtung besteht aus einem stereoskopischen Auflichtmikroskop mit einer maximalen Vergrößerung von 50 ×.Die Apparatur ist mit einem Luftdruckinjektor, zwei Mikromanipulatoren und einem elektrischen Stimulator ausgestattet. Die Elektrode am linken Mikromanipulator verfügt über kundenspezifische Platinsilber-Iridium-Parallel-Bipolarelektroden. Unmittelbar vor der Elektroporation laden Sie die Injektionsnadel mit zwei µL DNA-Lösung auf und stellen das Injektionsvolumen auf vier nL ein. Ab diesem Punkt erfordert die Anleitung Übung, um das Montieren, Eintauchen und sofortige Entfernen von zwei Embryonen aus einer 1 %igen Agarose-Lösung mit niedrigem Schmelzpunkt zu perfektionieren.Überführen Sie jedes Exemplar mit einer Glaspipette in einen eigenen Tropfen Agar auf der Plattform oder Schale. Richten Sie die Embryonen mit einer Faserprobe vorsichtig in dorsaler Lage aus, bevor der Agar erstarrt. Dadurch werden die Vorderhirne sowohl für die Elektroden als auch für die Mikroinjektionsnadel zugänglich. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis alle 10 Tropfen mit den vorbereiteten Embryonen beladen sind. Führen Sie die Elektroden in das Aeros ein und setzen Sie die Mikroinjektionsnadel in das Vorderhirnventrikel ein. Injizieren Sie nun vier Nanoliter der DNA-Mischung.Beobachten Sie den Fluss und achten Sie auf die Schwellung des Ventrikels. Sobald die Schwellung festgestellt wird, geben Sie zwei der vier 27 0,5-Volt-Impulse ab, die jeweils eine Millisekunde dauern. Diese vier Impulse müssen mit entgegengesetzter Polarität abgegeben werden.Das Ergebnis ist eine bilaterale Mosaikmarkierung der vier neuralen Vorläuferzellen im Gehirn. Entfernen Sie nun die Injektionsnadel aus dem Vorderhirn und bewegen Sie den Objekttisch zum nächsten Embryo. Wiederholen Sie den Injektions- und Elektroporationsprozess bei jedem verbleibenden Embryo.Nachdem alle 10 Embryonen elektroporiert wurden, gießen Sie fünf Milliliter embryonales Medium über die Embryonen, um diese zu überführen. Entfernen Sie die Aros mit einem mikrochirurgischen Messer und überführen Sie sie in eine frische Schale, die 30 Milliliter embryonales Medium enthält. Inkubieren Sie die Embryonen vor der Bildgebung vier Stunden lang bei 28,5 Grad Celsius, vier Stunden nach der Elektroporation.Das EGFP-Signal ist sichtbar. Wenn die Präparate eine Stunde oder fünf Stunden nach der Elektroporation unter einem epifluoreszenzmikroskopischen Stereomikroskop betrachtet werden, wählen Sie die Embryonen mit stark mosaikartiger, aber intensiver EGFP-Expression im vier Gehirnregionen umfassenden Bereich aus. Überführen Sie die ausgewählten Embryonen in 10 Milliliter Medium und betäuben Sie sie durch Zugabe von 420 Mikrolitern Trica-Standardlösung mit einer Konzentration von vier Milligramm pro Milliliter. Die Bildgebung erfolgt auf der temperaturgesteuerten Probebühne eines konfokalen Mikroskops, das mit aufrechten Objektiven ausgestattet ist. Bereiten Sie das Mikroskop vor, indem Sie die Temperatur der Probebühne auf 28,5 Grad Celsius einstellen. Heizen Sie außerdem das embryonale Medium auf 28,5 Grad Celsius vor. Um ein Embryo zu präparieren, tauchen Sie diesen mit einer Glaspipette kurz in Agarose ein und platzieren Sie ihn in der Mitte einer 35-Millimeter-Kulturschale mit Glasboden. Richten Sie die Embryonen mit einer Glasfasersonde vorsichtig in dorsaler Aufwärtsposition aus, bevor die Agarose erstarrt, und bedecken Sie sie mit drei Milliliter vorgewärmtem Medium. Der Embryo ist nun bereit für die zeitraffende Live-Bildgebung in festen Zeitabständen mittels eines Wassereintauchobjektivs. Hier dargestellt sind zeitraffende konfokale Aufnahmen einer neuralen Vorläuferzelle.Mithilfe dieser Methode können wir beobachten, wie sich diese Zelle zwischen 28,5 und 41,5 Stunden nach der Befruchtung bewegt und zweimal teilt. Durch die Minimierung der Laserleistung und das Erneuern des Embryos können Bilder über einen Zeitraum von bis zu 60 Stunden nach der Befruchtung weiterhin aufgenommen werden. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine Elektroporation an genetisch markierten und mittels Video verfolgten neurogenen Vorläuferzellen durchführt, und wie man mit den Elektroden-Embryonen umgeht.Für die konfokale Zeitrafferaufnahme der Ebene gilt: Wenn man einmal geübt ist, kann diese Elektroporation in weniger als einer Stunde durchgeführt werden, sofern sie ordnungsgemäß durchgeführt wird.

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