Diagnose von Ekto-und Endoparasiten in Laborratten und Labormäusen

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, festzustellen, ob Parasiten in Laborratten oder -mäusen vorhanden sind. Dies kann auf verschiedene Weisen erreicht werden, einschließlich der Untersuchung des Fells und der Haut, der Untersuchung des Kot sowie der Untersuchung des Darminhalts. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die durch routinemäßige Untersuchung dieser Proben wichtige Informationen über die Gesundheit der Kolonie liefern.

Die visuelle Demonstration dieser Methoden ist entscheidend, da andernfalls eine parasitäre Infektion übersehen werden könnte, wenn sie nicht gründlich und sorgfältig durchgeführt werden. Im Allgemeinen haben Personen, die neu in diesen Methoden sind, Schwierigkeiten, da Parasiten möglicherweise falsch identifiziert werden, selbst wenn die Techniken korrekt angewendet werden.

Die Methoden, die wir demonstrieren werden, können helfen, wichtige Fragen zum Gesundheitszustand der für Ihre Forschung verwendeten Ratten und Mäuse zu beantworten, bevor Fell- und perianale Proben entnommen werden. Bereiten Sie pro Tier mindestens zwei Objektträger mit Tropfen Mineralöl vor. Heben Sie die betreffende Maus aus ihrem Käfig und legen Sie sie auf die Innenseite des umgedrehten Käfigdeckels.

Halten Sie die Maus am Schwanz. Legen Sie ein fünf Zentimeter langes Klebeband fest auf das Perineum und den perianalen Bereich der Maus. Bei Erfolg sollten Haare auf dem Klebeband haften bleiben.

Halten Sie das Tier weiter fest und greifen Sie mit einer Pinzette in sein Fell. Ziehen Sie vorsichtig Fellproben aus dem Schulterblattbereich, dem ventralen Halsbereich, dem Achselbereich, dem Leistenbereich und dem dorsalen Kreuzbereich. Legen Sie diese Proben auf ein fünf Zentimeter langes Stück Zellophanband.

Während jede Probe entnommen wird, kleben Sie das Klebeband mit der klebrigen Seite nach unten auf einen Objektträger. Sobald alle Proben genommen sind, geben Sie einen weiteren Tropfen Mineralöl auf jede Probe und legen Sie Deckgläser auf. Bei der Untersuchung der perianalen Objektträger ist es unwahrscheinlich, dass Eier eines anderen Parasiten als si facia gefunden werden.

Sammlen Sie für die Kotuntersuchung zwei bis fünf Pellets von jedem Tier oder aus dem Käfig. Wenn die Proben extrem trocken sind, befeuchten Sie sie mit 500 Mikrolitern 0,9%iger Kochsalzlösung. Geben Sie die Proben in ein 10-Milliliter-Pillenröhrchen oder ein Gerät für die Kotflotation.

Stellen Sie das Sammelröhrchen in die Petrischale und füllen Sie es zu einem Viertel mit dichtem Schwimmmedium auf. Zerkleinern und rühren Sie dann den Stuhl in der Lösung im Röhrchen, bis keine größeren Stücke mehr vorhanden sind. Fügen Sie weiterhin Schwimmmedium hinzu, bis ein Meniskus über dem Rand des Röhrchens entsteht.

Danach wird der Deckgläser auf dem Meniskus platziert und das Gefäß 15 Minuten bei Raumtemperatur inkubiert. Während der Inkubation steigen der Parasit, die Eier sowie Proteasom und Oase auf und haften am Deckgläser, der anschließend auf einem Objektträger befestigt wird, um eine weitere Untersuchung durchzuführen. Dieser Test kann in etwas so Einfachem wie einem Pillengefäß durchgeführt werden.

Falls Kotproben nicht verfügbar sind, sammeln Sie zunächst zwei bis zehn Kotpellets pro Tier und, falls sie ausgetrocknet sind, rehydrieren Sie diese in 500 Mikrolitern 0,9%iger Kochsalzlösung. Füllen Sie ein 15-Milliliter-Glaskölbchen zu einem Viertel mit einer dichten Schwimmlösung und mischen Sie die Probe hinein. Verschließen Sie das Glasröhrchen mit einer Kunststoff-Schnappkappe und wirbeln Sie die Mischung 15 bis 30 Sekunden lang im Vortex, bis sie homogen erscheint.

Fügen Sie nun zusätzliche Schwimmlösung zu jedem Probenröhrchen hinzu, um einen leicht positiven Meniskus zu bilden. Legen Sie ein Kunststoff-Deckglas auf jedes Röhrchen und stellen Sie sicher, dass es vollständigen Kontakt mit dem Röhrchenrand hat.

Um die beste Abdichtung zu erzielen, reinigen Sie die Röhre mit einem Tupfer. Zentrifugieren Sie anschließend die Röhrchen und Deckgläser 10 Minuten lang. Falls Deckgläser verloren gehen oder zerbrechen, ersetzen Sie diese und kippen Sie die Röhrchen vorsichtig, sodass der Meniskus das neue Deckglas berührt.

Entfernen Sie dann alle Deckgläser und legen Sie sie auf eine beschriftete, saubere Objektträgerplatte. Eine Jodfärbung erleichtert die Identifizierung von Zysten an einem anesthetisierten oder euthanasierten Tier. Schneiden Sie das dorsale Fell in der Nähe der Schwanzwurzel und im Schläfenbereich des Kopfes oder um jede Hautläsion bzw. andere zu untersuchende Stelle herum ab, und kratzen Sie die Haut mit der Skalpellklinge entgegen der Haarwuchsrichtung gründlich ab.

Dadurch wird die Epidermis angegriffen. Wischen Sie die Klinge ab, indem Sie sie in Mineralöl auf einem beschrifteten Objektträger abwischen. Fügen Sie gegebenenfalls einen weiteren Tropfen Öl hinzu.

Bevor Sie die Probe mit einem Deckglas abdecken, legen Sie ein euthanasiertes Tier auf ein sauberes Präparationsbrett und heben Sie mit einer Pinzette die Bauchdecke im Genitalbereich an. Schneiden Sie dann vorsichtig mit einer Schere die ventrale Bauchdecke vom Genitalbereich bis zur Basis des Rippenbogens ein und entfernen Sie Haut und Muskulatur, um den Darm freizulegen. Sammeln Sie anschließend einen Teil des Caecums und des Duodenums in den Deckel einer Petrischale.

Schneiden Sie jedes Darmsegment der Länge nach ein. Um die Mukosa freizulegen, geben Sie zwei Tropfen 0,9%iger Salzlösung auf einen einzigen beschrifteten Objektträger. Anschließend kratzen Sie mit einer sterilisierten Inokulationsnadel die Mukosa und den Duodenum ab und geben die Abstriche in einen Tropfen Salzlösung.

Wiederholen Sie den Vorgang, indem Sie eine Probe aus dem Z盲kum auf den anderen Tropfen übertragen. Entfernen Sie den restlichen Darm. Beginnen Sie beim Duodenum und fahren Sie bis zum Colon descendens fort.

Überführen Sie die Därme auf den Boden einer 100-Milliliter-Petrischale in der Petrischale. Schneiden Sie die Därme mit einer Schere in kleinere Abschnitte. Geben Sie so viel Leitungswasser hinzu, dass das gesammelte Gewebe gerade bedeckt ist.

Inkubieren Sie die Probenmischung bei 35 bis 40 Grad Celsius für mindestens 10 Minuten. Dadurch werden luminale Helme freigesetzt und exponiert, während die makerierte Darmprobe inkubiert wird. Verwenden Sie die Kontrastmikroskopie mit Dunkelfeldbeleuchtung, um die Duodenal- und SQL-Proben auf Parasiten zu untersuchen.

Nach Abschluss der Inkubation der gesamten Darmprobe untersuchen Sie den Inhalt der Schale unter einem Stereomikroskop. Führen Sie mithilfe einer Sonde eine gründliche Untersuchung durch. Madenwürmer erscheinen als kleine, weiße, haarähnliche Würmer.

Bandwürmer erscheinen als segmentierte Plattwürmer. Sammeln Sie alle Würmer oder verdächtigen Materialien mit einer kleinen Pinzette ein und präparieren Sie sie auf einem Objektträger. Für eine weitere Untersuchung unter dem Lichtmikroskop stellen Sie die euthanasierte Maus oder Ratte direkt auf den Objekttisch eines Stereomikroskops unter das 10×-Objektiv, teilen Sie mit einem Applikatorstab das Fell und betrachten Sie die Haarwurzeln.

Ektoparasiten können wie Schuppen oder ein gelblicher wachsartiger Belag an der Basis eines Haarschafts oder direkt auf der Haut aussehen. Suchen Sie mindestens im kranialen Bereich sowie im inguinalen und axillären Bereich nach Ektoparasiten.

Überprüfen Sie sorgfältig den Bereich zwischen den Augen und der Münze, zwischen den Schulterblättern und unterhalb des Unterkiefers. Verwenden Sie dazu eine kleine Pinzette. Überführen Sie mögliche Ektoparasiten und andere auffällige Materialien auf einen Objektträger.

Montieren Sie sie in Leitungsöl zur Identifizierung. Diese Verfahren ermöglichen den Nachweis vieler verbreiteter Parasiten. Hier sind einige Beispiele.

Dies sind SE-Facia-Eier, die in Proben von perinealen Bändern gefunden wurden. Ein Furunkelstopfen erwies sich als Träger der Milbe Myobia musculi aus einer fäkalen Zentrifugationspräparation. Dies sind Picis-Tetter-Eier.

Bei dieser direkten Untersuchung der Darmschleimhaut kann ein Trichinella beobachtet werden; die Untersuchung von makierierten Därmen ergab, dass diese adulten Madenwürmer vorhanden sind. Sobald die Methode beherrscht ist, kann diese vollständige Parasitenuntersuchung weniger als eine Stunde dauern. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie verschiedene Parasitenuntersuchungen an Ratten und Mäusen durchgeführt werden. Vergessen Sie nicht, dass einige dieser Parasiten auf den Menschen übertragen werden können.

Befolgen Sie stets die grundlegenden Sicherheitsregeln im Labor.