Name: Diagnose von Ekto-und Endoparasiten in Laborratten und Labormäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Lernen Sie die Diagnose von Ekto- und Endoparasiten bei Labormäusen und -raten durch Fell-, Kot- und Darmuntersuchungen. Diese Methoden sichern die Gesundheit von Tierkolonien und Forschungsergebnissen.

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1. Endoparasit Untersuchung (Tabelle 1) 1. Perianale Tape-Test (siehe auch Abschnitt 5; diese sind in der Regel zur gleichen Zeit durchgeführt) <ol><li> Entfernen einer Länge von klaren, nicht mattiert, Klebeband aus einem Spender. Band sollte lang genug sein zu handhaben mit einem Ende ohne Berührung der Mitte (ca. 5 cm). Es kann einfacher sein, mehrere Längen auf einmal zu verzichten, die Befestigung an den Rand einer sauberen Arbeitsfläche und mit je nach Bedarf. </li><li> Heben Sie eine Maus aus dem Käfig und auf den Käfig Deckel, wobei sie an der Rute. Führen Sie diese Aktion in einer laminaren Strömung Schrank oder Biosicherheitswerkbank, wenn der Gesundheitszustand des Tieres dies erfordert. </li><li> Restrain die Maus am Schwanz, hob den Hinterbeinen aus dem Käfig. Fassen Sie das Ende des Bandes zwischen Daumen und Zeigefinger, dann die Mitte des Bandes fest mit der Maus Perineum, einschließlich der perianalen Bereich mehrmals. Die Haare sollten zu sehen sein Anhänger der Band für den Test als erfolgreich sein werden. </li><li> Platzieren Sie die Maus zurück in den Käfig. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Mineralöl auf ein markiertes sauberen Glasobjektträger, gelten die Band auf die Folie, dann eine andere Tropfen Mineralöl. Abdeckung mit einem Deckglas. </li><li> Lesen Sie die Objektträger mit den 10x und 40x-Objektive auf einem Lichtmikroskop. Die perianale Tape-Test am besten bei der Erkennung Syphacia Eier, aber auch andere Parasiten Eier manchmal zu finden sind. </li></ol> 2. Kot-Flotation <ol><li> Montieren Flotation Lösung, ein flaches Gefäß (Pille Fläschchen oder Kot-Flotation Gerät wie Ovatector), Petrischale, Deckglas, Objektträger und Applikator / Rührstäbchen. Floating-Lösung, wie Fecasol, sollte eine spezifische Dichte von 1,20 bis 1,30 und können aus verschiedenen Natrium-Salze, Zucker, Zinksulfat oder im Handel erworben werden. (Tabelle 2) </li><li> Sammeln Sie 2-5 fäkalen Pellets aus dem Käfig oder frisch aus dem Tier (en) in die Flotation Kammer. Wenn Kot extrem trocken, entweder aufgrund von Alter oder Art der Herstellung der Fäkalien sind, Befeuchtung der Kot mit 500 ul 0,9% iger Kochsalzlösung kann vorteilhaft sein. </li><li> Legen Sie die Flasche in der Petrischale auf die Arbeitsfläche von Überlauf des gelösten Kot zu schützen. Fügen Sie eine kleine Menge Auftrieb mittel-und Maische und gut durchrühren. Keine große Teile des Materials bleiben sollte. Weiter zum Börsengang mittelfristig, bis ein Meniskus bildet sich über dem Rand der Durchstechflasche hinzuzufügen. </li><li> Legen Sie das Deckglas auf den Meniskus und Inkubieren bei Raumtemperatur für 15 Minuten. Parasite Eier und einige Protozoen Oozysten wird nach oben steigen und sich an das Deckglas. </li><li> Nach der Inkubation heben und drehen das Deckglas. Legen Sie das Deckglas auf einem Objektträger. </li><li> Untersuchen Sie die Folie mit dem 10x und 40x-Objektive unter einem Lichtmikroskop. </li><li> Obwohl low-tech und einfach durchzuführen, in der Regel ist diese Technik nicht für Mäuse oder Ratten zu empfehlen. In der Regel ist es besser geeignet für Tiere, die ein größeres Volumen an Kot produzieren. </li></ol> 3. Fecal Konzentration und Zentrifugieren <ol><li> Montieren Flotation Lösung, Zentrifugenröhrchen, Deckglas, Objektträger und Applikator / Rührstäbchen und Röhrchenabdeckungen. Flotation Lösung sollte ein spezifisches Gewicht von 1,18 bis 1,30 und können aus verschiedenen Natrium-Salze, Zucker, Zinksulfat oder im Handel erworben werden. (Tabelle 2) </li><li> Sammeln 2-10 fäkalen Pellets aus dem Käfig oder frisch aus dem Tier (en) in ein Sammelrohr. Wenn Kot extrem trocken, entweder aufgrund von Alter oder Art der Herstellung der Fäkalien sind, Befeuchtung der Kot mit 500 ul 0,9% iger Kochsalzlösung oder mit dem Börsengang Lösung, die Sie verwenden kann vorteilhaft sein. </li><li> Mischen Sie die Probe in einem geeigneten Flotation Lösung innerhalb eines Glas-Zentrifugenröhrchen. Mechanische Bewegung mit einem Vortexer verwendet werden, um Proben zu mischen. Wenn ein Vortexer verwendet wird, sollte Schnappdeckel auf den Gipfeln des Rohres platziert werden, um Verschütten und Kreuzkontaminationen zu vermeiden. Routinemäßig werden Proben in 1.18 spezifisches Gewicht Zinksulfat vorbereitet, aber auch andere Lösungen zusätzlich verwendet werden können (in einer separaten Präparate Rohr) oder in Substitution. </li><li> Fügen Sie zusätzliche Flotation Lösung in jedes Röhrchen eine leichte positive Meniskus auf jedes Rohr zu bilden. Tragen Sie einen Kunststoff-Deckglas in jedes Röhrchen, und sicherzustellen, dass vollem Kontakt mit Rohr Lippe gemacht wird. Das Röhrchen (s) in die Zentrifuge. </li><li> Zentrifugation bei ca. 616-760 RCF für 10 Minuten. Wenn Deckgläser verloren oder defekt sind während der Zentrifugation, kann ein neues Deckglas auf das Probenröhrchen gegeben werden und das Rohr vorsichtig gekippt werden, so dass der Meniskus der neuen Deckglas berührt. Keine zusätzlichen Zentrifugation notwendig ist. </li><li> Entfernen Deckglas aus Zentrifugenröhrchen und Platz auf einer markierten, saubere Objektträger. Wenn mehrere Zentrifugation Lösungen wurden verwendet, um eine Stuhlprobe zu bewerten, können zwei Deckgläser auf derselben Folie platziert werden. </li><li> Stain die Folie mit Jod. Dies ermöglicht eAsier Identifizierung von Zysten. </li><li> Untersuchen Sie die Folie mit dem 10x und 40x-Objektive auf einem Lichtmikroskop. </li></ol> 4. Direkte Untersuchung der Därme für Helminthen und Protozoen <ol><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Mit einer Pinzette, heben Sie die Bauchdecke in den Genitalbereich. Mit einer Schere vorsichtig incise der ventralen Bauchwand aus dem Genitalbereich auf die Basis des Brustkorbs Entfernen beider Haut und Muskeln und Freilegen der Darm. Entfernen Sie die Eingeweide, beginnend bei den Zwölffingerdarm (der Darmabschnitt Anfang an der Ausfahrt des Magens) und weiterhin die Colon descendens (das Segment des Darms, die am After endet und enthält in der Regel gebildet Kot). </li><li> Legen Darm in einem 100 ml Petrischale. Sammeln Sie einen Teil des Blinddarms und Zwölffingerdarm aus dem eingeschläfert Tier-und Platz auf dem Seziertisch Bord. Incise jeder Darm-Segment der Länge nach auf die Schleimhaut freizulegen. </li><li> Mit einer Schere, schneiden Sie die verbleibenden Eingeweide in kleine Abschnitte. Fügen Sie genug Wasser, um die Schüssel auf knapp tauchen die gesammelten Gewebe. </li><li> Inkubieren Sie die Probe Mischung bei 35-40 ° C in einem Trockenschrank oder Brutschrank für mindestens 10 Minuten. Dies wird zu befreien und setzen luminalen Helminthen. Während der Probe inkubiert, führen Sie die folgenden Schritte aus. </li><li> Legen Sie zwei Tropfen 0,9% iger Kochsalzlösung nebeneinander auf einem einzigen markierten Folie, um zur Vorbereitung von Proben aus zwei Darmabschnitten (Duodenum und Caecum) zu ermöglichen. </li><li> Hitze sterilisieren und kühl einer Impföse oder gleichwertig. </li><li> Kratzen Sie die Schleimhaut des Duodenums und Ort der scrapings auf der linken Seite des Schiebers (Seite, die dem Mattrand). </li><li> Kratzen Sie die Schleimhaut des Blinddarms und Ort der Proben aus auf der rechten Seite des Schlittens. </li><li> Top der scrapings mit einem Deckglas. Untersuchen vorbereitet Objektträger unter dem 40fach Objektiv unter einem Phasenkontrastmikroskop); die Vergrößerung zu erhöhen als für die Identifikation benötigt. Wenn Parasiten festgestellt werden, basierend auf der Morphologie zu erkennen. </li><li> Das Gericht Inhalte bereit sein wird für die Prüfung durch diesen Punkt. Untersuchen Sie die Schüssel Inhalte unter einem Binokular. Verwenden Sie eine Sonde oder Applikator-Stick als notwendig, um Inhalte innerhalb der Schale zu bewegen, um eine gründliche Prüfung abzuschließen. Wenn pinworms anwesend sind, werden sie als kleine, weiße, Haar-ähnliche Würmer erscheinen. Wenn Bandwürmer vorhanden sind, werden sie als segmentiert, flache Würmer (größer als die fadenförmigen pinworms) erscheinen. </li><li> Wenn Helminthen nachgewiesen oder vermutet werden, sammeln die Probe mit einer kleinen Zange. </li><li> Montieren Sie die Probe auf einen gekennzeichneten, sauberen Glasobjektträger in einen Tropfen Paraffin-oder Mineralöl und setzen Sie ein Deckglas auf der Probe. Untersuchen Sie die Folie mit dem 10x und 40x-Objektive auf einem Lichtmikroskop. </li></ol> 2. Ektoparasit Untersuchung (Tabelle 3) 5. Fur zupfen Prüfung für Ektoparasiten (Tape-Test) <ol><li> Entfernen einer Länge von klaren, nicht mattiert, Klebeband aus einem Spender. Band sollte lang genug sein zu handhaben mit einem Ende ohne Berührung der Mitte (ca. 5 cm). Es kann einfacher sein, mehrere Längen auf einmal zu verzichten, die Befestigung an den Rand einer sauberen Arbeitsfläche und mit je nach Bedarf. </li><li> Heben Sie eine Maus oder Ratte aus dem Käfig und auf den Käfig Deckel, wobei sie an der Rute. Führen Sie diese Aktion in einer laminaren Strömung Schrank oder Biosicherheitswerkbank, wenn der Gesundheitszustand des Tieres dies erfordert. </li><li> Restrain der Maus oder Ratte. Fassen Sie das Fell mit Hämostatika und zupfen Sie sanft das Fell auf dem Maus Skapulier Bereich ventralen zervikalen Bereich, Achselbereich, Leistengegend und dorsalen Rumpf. Legen Sie das Fell auf dem Band. Die Haare sollten zu sehen sein Anhänger der Band für den Test als erfolgreich sein werden. Legen Sie die Maus oder Ratte zurück in seinen Käfig. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Mineralöl auf ein markiertes sauberen Glasobjektträger, gelten die Band, dann noch einen Tropfen Mineralöl. Abdeckung mit einem Deckglas. </li><li> Lesen Sie die Objektträger mit den 10x und 40x-Objektive unter einem Lichtmikroskop. </li><li> Diese Prüfung ist am besten zum Nachweis von Pelz Milben wie Radfordia, Myobia und Myocoptes. </li></ol> 6. Haut abkratzen <ol><li> Montieren Sie die folgenden Materialien: Tier getestet werden, Mineralöl, Objektträger, Deckglas, Skalpell und Schere. Ist dieser Test auf lebende Tiere durchgeführt werden, sollten sie vor Beginn der Narkose. </li><li> Probieren Sie die Handrücken in der Nähe der Basis des Schwanzes und der zeitlichen Bereich des Kopfes. Alternativ können Hautveränderungen und / oder anderen Websites abgekratzt werden. </li><li> Tief kratzen die Haut mit dem Skalpell in die entgegengesetzte Richtung des Haarwuchses, um die Epidermis zu erodieren. Das Trimmen des Haarkleides vor Schaben können Screening-Empfindlichkeit durch die Reduzierung Sichtbehinderung (vermehrte Behaarung) an der Verbesserunggleiten. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Öl auf die Folie. Übernehmen Sie die Probe auf die Öltropfen durch Abwischen der Klinge (mit Probe angebracht) auf der Oberfläche der Folie. Fügen Sie zusätzliche Öl auf die Folie, wenn nötig, und oben mit einem Deckglas. </li><li> Lesen Sie die Objektträger mit den 10x und 40x-Objektive unter einem Lichtmikroskop. </li><li> Die Haut kratzen ist in der Regel verwendet, um Demodex (und Dermatophyten Pilze) zu erkennen. </li></ol> 7. Direkte Untersuchung der pelage <ol><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte auf der Bühne einem Binokular. </li><li> Untersuchen Sie die Haare auf dem Fell auf ca. 10x mit einem Applikator-Stick oder ähnliches Instrument, an den Haaren und beobachten die Basis des Haares. </li><li> Untersuchen Sie den Oberkopf, zwischen den Augen und der Ohrmuschel, zwischen den Ohrmuscheln, zwischen den Schulterblättern, unterhalb des Kiefers und der Leistengegend und axillären Bereichen. Alternativ kann der gesamte Korpus untersucht werden. </li><li> Sammeln Sie alle Ektoparasiten oder verdächtiges Material zu sehen mit einer kleinen Zange. Ektoparasiten oft wie Schuppen oder einem gelben wachsartigen Ablagerungen auf der Basis eines Haares oder direkt auf der Haut zu achten. </li><li> Montieren Sie die Probe auf einen sauberen Glasobjektträger in einen Tropfen Paraffin-oder Mineralöl und setzen Sie ein Deckglas auf der Probe. Untersuchen Sie die Folie mit dem 10x und 40x-Objektive unter einem Lichtmikroskop. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: Siehe beigefügte Dateien identifizieren folgende Parasiten: (Hinweis: diese Verfahren werden alle Ei, Würmern oder Zyste im Kot oder auf der Haut und Fell zu erkennen, nur ein paar von ihnen sind unten aufgeführt) Endoparasiten: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia muris (Ei, Wurm) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (Ei, Wurm) </td><td> Hexamastix muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (Ei, Wurm) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (Ei, Wurm) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas muris </td><td> Spironucleus muris </td></tr><tr><td> Entamoeba muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ektoparasiten: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida Ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Tape-Test </td><td> Kot-Flotation </td><td> FCC </td><td> Direkte Prüfung 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Protozoen </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 2 </td></tr><tr><td> Metazoa </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pinworm </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Tapeworm 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Andere Rundwürmer 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Diese Methode erfordert Euthanasie des Tieres. 2. Es gibt keine PCR-Nachweis derzeit verfügbaren Methoden für jeden Protozoen. 3. Diese Methode ist am besten geeignet, um Syphacia spp erkennen. 4. Diese Methode wird eher Aspiculuris erkennen, und weniger wahrscheinlich zu Syphacia erkennen. 5. Bandwürmer und Spulwürmer andere als pinworms sind sehr selten in modernen Labor-Mäuse und Ratten. Tabelle 1. Class of Endoparasit und geeignete Nachweismethode. Einige Methoden erfordern Euthanasie des Tieres. NA zeigt Methode ist derzeit nicht verfügbar für diese Parasiten + zeigt Eignung der Methode für den Nachweis des Parasiten in Frage, und -. Zeigt an, dass die Methode nicht für die Parasiten empfohlen. <table border="1"><tbody><tr><td> Lösung </td><td> Spezifisches Gewicht </td><td> Zutaten pro 1L H 2 O </td></tr><tr><td> Kochsalz </td><td> 1,20 </td><td> 311 g Natriumchlorid </td></tr><tr><td> Natriumnitrat </td><td> 1,20 </td><td> 338 g Natriumnitrat </td></tr><tr><td> Natriumnitrat </td><td> 1,30 </td><td> 616 g Natriumnitrat </td></tr><tr><td> Zucker </td><td> 1,20 </td><td> 1170 g Saccharose 1 </td></tr><tr><td> Sheather Zucker- </td><td> 1,27-1,30 </td><td> 1563 g Saccharose 1 </td></tr><tr><td> Zinksulfat </td><td> 1,18 </td><td> 493 g Zinksulfat </td></tr></tbody></table> 1. Diese Lösungen erfordern Kühlung oder die Zugabe von 9 ml Phenol als Konservierungsmittel. Tabelle 2. Fecal Flotation Lösungen (von Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Fur zupfen (Tape-Test) </td><td> Haut abkratzen 1 </td><td> Direkte Prüfung 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Läuse </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Milben </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> Flöhe 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ticks 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Diese Methode erfordert Anästhesie, wenn sie auf ein lebendes Tier durchgeführt werden soll. 2. Diese Methode erfordert Euthanasie des Tieres. 3. Es gibt keine PCR-Nachweis derzeit verfügbaren Methoden für jede Art von Milben. 4. Flöhe und Zecken sind äußerst selten in modernen Labors Tierhaltung. Tabelle 3. Class of Ektoparasit und geeignete Nachweismethode. Einige Methoden erfordern Euthanasie der Tiere und andere Methoden erfordert Anästhesie, um sie in lebenden Tieren durchzuführen. NA zeigt Methode ist derzeit nicht verfügbar für diese Parasiten. NA zeigt Methode ist derzeit nicht verfügbar für diese Parasiten + zeigt Eignung der Methode für den Nachweis des Parasiten in Frage, und -. Zeigt an, dass die Methode nicht für die Parasiten empfohlen.

<ol><li>Baker, D. G. Chapter 23. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Baker, D. G. Chapter 11. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 303-398 (2007).</li>
<li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOwen%2C+DG+%22Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Parasites of Laboratory Animals</a>. 12, Royal Society of Medicine. (1992).</li>
<li>Pritchett, K. R. Chapter 22. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPritchett%2C+KR+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M. Chapter 1. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSmith%2C+PH+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 1-13 (2007).</li>
<li>Wasson, K. Chapter 21. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWasson%2C+K+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Vol. 2, Academic Press. 517-550 (2007).</li>
</ol>

Die Autoren sind alle Mitarbeiter von Charles River, einem Anbieter von diagnostischen Tests und Reagenzien, einschließlich der oben beschriebenen Prüfungen.

Bei der Arbeit in einem Labor, sollte Sicherheit immer ein Anliegen sein. Denken Sie daran, angemessene Schutzkleidung zu tragen, wenn die Arbeit mit Tieren und Ihren Arbeitsplatz mit Desinfektionsmittel sauber vor und nach. Diese Methoden sind in erster Linie entwickelt, um Parasiten von Labornagern in den Orten finden geprüft, dh, sie können erkennen, exotische oder sehr selten Parasiten sowie die häufiger pinworms und Fell Milben. Obwohl sie gleichermaßen für andere Arten sind, können wilden Nagetieren zusätzliche Parasiten in Orten wie Leber, Unterhaut und Gehirn haben, nicht durch die oben genannten Methoden ausgewertet.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reagent Name </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Schneidbrett </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Kleine Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> 23mm Klingen, 3,5 &quot;Länge, gerade </td></tr><tr><td> Medium Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Pinzetten-Curved </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4,5 &quot;, gezahnt, leichten Kurve </td></tr><tr><td> Pinzetten-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson-(Ewald) </td></tr><tr><td> Pinzetten-Tissue Zange </td><td> Roboz </td><td> RS-8160 </td><td> Rat Zahn </td></tr><tr><td> Metall-Sonde </td><td> VWR </td><td> Cat # 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostats </td><td> Vorteil </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Applikator-Sticks </td><td> Puritaner </td><td> 6in Applikatoren, Ref. Nr. 807 </td><td></td></tr><tr><td> Präpariermikroskop </td><td> Olymp </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Petrischale </td><td> VWR </td><td> 100mm, Cat # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Deckgläser </td><td> VWR </td><td> Micro Deckglas, Kat. Nr. 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Slides </td><td> VWR </td><td> VistaVision Objektträger Cat # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Impföse </td><td> VWR </td><td> Cat # 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Lichtmikroskop </td><td> Olymp </td><td> Model # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Laborofen </td><td> Quincy Lab Inc. </td><td> Model 10 Lab Oven </td><td></td></tr><tr><td> Zentrifuge </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vortexer </td><td> VWR </td><td> Mini-Vortexer </td><td></td></tr><tr><td> Röhrchen </td><td> Kimble Chase- </td><td> 15 ml Einweg-Zentrifugenröhrchen, Kat. Nr. 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Deckgläser </td><td> VWR </td><td> Plastic Mikroskop-Deckgläser, 22mm, Kat. Nr. 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> Weiße Kappen </td><td> VWR </td><td> Cat # 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> Jod </td><td> Rowley biochemischen Instituts </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> Zinksulfat </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Sucrose </td><td> Mallinckrodt Chemicals </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Phenol </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Zellophanband </td><td> Staples </td><td> Invisible Band, Cat # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> Mineralöl </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

diagnose von ekto-und endoparasiten in laborratten und labormäusen

Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Interne und externe Parasiten bleiben ein wesentliches Anliegen in Labor Nagetier Einrichtungen, und viele Forschungseinrichtungen Hafen einige parasitierten Tiere. Bevor auf einer Untersuchung der Tiere auf Parasiten, sollten zwei Dinge berücksichtigt werden. One: welchen Gebrauch die gesammelten Informationen getroffen werden, und zwei: die Prüfung ist die am besten geeignete. Wissend, dass Tiere parasitiert sind vielleicht etwas, dass die Anlage akzeptiert werden, aber es ist oft ein Bedürfnis, Tiere zu behandeln und dann auf die Wirksamkeit der Behandlung zu bestimmen. Parasiten können Tiere durch verschiedene Techniken, einschließlich Proben von lebenden oder eingeschläfert Tieren entnommen erkannt werden. Historisch gesehen, werden die Tests mit dem größten diagnostische Sensitivität Euthanasie der Tiere, obwohl PCR hat eine hohe Empfindlichkeit Tests für verschiedene Arten von Parasiten erlaubt. Dieser Artikel zeigt, Verfahren für den Nachweis von Endo-und Ektoparasiten bei Mäusen und Ratten. Das gleiche Verfahren sind bei anderen Nagetieren, obwohl die Arten von Parasiten gefunden werden, abweichen.

Dieser Artikel beschreibt verschiedene Verfahren für das Screening von Ratten und Mäusen zu Endo-oder ectoparasitism erkennen. Mehrere diagnostische Assays gezeigt werden, sowohl die für den Einsatz von lebenden Tieren und denen, die nach Euthanasie der Tiere verwendet. Fotos zur Identitätsfeststellung von Ratte und Maus Parasiten Hilfe einbezogen werden.

Diagnose von Ekto-und Endoparasiten in Laborratten und Labormäusen

Interne und externe Parasiten stellen in Labornagetierstationen weiterhin ein erhebliches Problem dar, und viele Forschungseinrichtungen beherbergen einige parasitierte ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, festzustellen, ob Parasiten in Laborratten oder -mäusen vorhanden sind. Dies kann auf verschiedene Weisen erreicht werden, einschließlich der Untersuchung des Fells und der Haut, der Untersuchung des Kots sowie der Untersuchung des Darminhalts. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die durch routinemäßige Untersuchung dieser Proben wichtige Informationen über die Gesundheit der Kolonie liefern.Die visuelle Demonstration dieser Methoden ist entscheidend, da andernfalls eine parasitäre Infektion übersehen werden könnte, wenn sie nicht gründlich und sorgfältig durchgeführt werden. Im Allgemeinen haben Personen, die neu in diesen Methoden sind, Schwierigkeiten, denn selbst wenn die Techniken korrekt angewendet werden, kann es vorkommen, dass Parasiten falsch identifiziert werden.Die hier gezeigten Methoden können helfen, wichtige Fragen zum Gesundheitszustand der für Ihre Forschung verwendeten Ratten und Mäuse zu beantworten, bevor Fell- und perianale Proben entnommen werden. Bereiten Sie pro Tier mindestens zwei Objektträger mit Tropfen Mineralöl vor. Heben Sie die betreffende Maus aus ihrem Käfig und legen Sie sie auf die Innenseite des umgedrehten Käfigdeckels.Halten Sie die Maus am Schwanz. Legen Sie ein fünf Zentimeter langes Klebeband fest auf das Perineum und den perianalen Bereich der Maus. Bei Erfolg sollten Haare am Klebeband haften.Halten Sie das Tier weiter fest und greifen Sie mit einer Pinzette in sein Fell. Ziehen Sie vorsichtig Fellproben aus dem Schulterblattbereich, dem ventralen Halsbereich, dem Achselbereich, dem Leistenbereich und dem dorsalen Rumpfbereich. Legen Sie diese Proben auf ein fünf Zentimeter langes Stück Zellophanband.Während jede Probe entnommen wird, kleben Sie das Klebeband mit der klebrigen Seite nach unten auf einen Objektträger. Sobald alle Proben genommen sind, geben Sie einen weiteren Tropfen Mineralöl auf jede Probe und legen Sie Deckgläser auf. Bei der Untersuchung der perianalen Objektträger ist es unwahrscheinlich, dass Eier eines anderen Parasiten als si facia gefunden werden.Sammlen Sie für die Kotuntersuchung zwei bis fünf Pellets von jedem Tier oder aus dem Käfig. Wenn die Proben extrem trocken sind, befeuchten Sie sie mit 500 Mikrolitern 0,9 %iger Salzlösung. Geben Sie die Proben in ein 10-Milliliter-Pillendöschen oder ein Gerät für die Kotflotation.Stellen Sie das Sammelröhrchen in die Petrischale und füllen Sie es zu einem Viertel mit dichtem Schwimmmedium auf. Zerkleinern und rühren Sie dann den Stuhl in der Lösung im Röhrchen, bis keine größeren Stücke mehr vorhanden sind. Fügen Sie weiteres Schwimmmedium hinzu, bis ein Meniskus über dem Rand des Röhrchens entsteht.Danach wird der Deckgläser auf dem Meniskus platziert und das Gefäß 15 Minuten bei Raumtemperatur inkubiert. Während der Inkubation steigen der Parasit, die Eier sowie Proteasom und Oase auf und haften am Deckgläser, der anschließend auf einem Objektträger befestigt wird, um eine weitere Untersuchung durchzuführen. Dieser Test kann in etwas so Einfachem wie einem Pillengefäß durchgeführt werden.Falls Kotproben nicht verfügbar sind, sammeln Sie zunächst zwei bis zehn Kotpellets pro Tier und, falls sie ausgetrocknet sind, rehydrieren Sie sie in 500 Mikrolitern 0,9%iger Kochsalzlösung. Füllen Sie ein 15-Milliliter-Glaskölbchen zu einem Viertel mit einer dichten Schwimmlösung und mischen Sie die Probe darin. Verschließen Sie das Glasröhrchen mit einer Kunststoff-Schnappkappe und wirbeln Sie die Mischung 15 bis 30 Sekunden lang im Vortex, bis sie homogen erscheint.Fügen Sie nun zusätzliche Schwimmlösung zu jedem Probenröhrchen hinzu, um einen leicht positiven Meniskus zu bilden. Legen Sie ein Kunststoff-Deckglas auf jedes Röhrchen und stellen Sie sicher, dass es vollständigen Kontakt mit dem Röhrchenrand hat.Um die beste Abdichtung zu erzielen, reinigen Sie die Röhre mit einem Tupfer. Zentrifugieren Sie anschließend die Röhrchen und Deckgläser 10 Minuten lang. Falls Deckgläser verloren gehen oder zerbrechen, ersetzen Sie diese und kippen Sie die Röhrchen vorsichtig, sodass der Meniskus das neue Deckglas berührt.Entfernen Sie dann alle Deckgläser und legen Sie sie auf eine beschriftete, saubere Objektträgerplatte. Eine Jodfärbung erleichtert die Identifizierung von Zysten an einem anesthetisierten oder euthanasierten Tier. Schneiden Sie das dorsale Fell nahe der Schwanzwurzel und im Schläfenbereich des Kopfes oder um jede Hautläsion bzw. andere zu untersuchende Stelle herum ab, und kratzen Sie die Haut mit der Skalpellklinge entgegen der Haarwuchsrichtung gründlich ab.Dadurch wird die Epidermis angegriffen. Wischen Sie die Klinge ab in Mineralsöl, das auf einen beschrifteten Objektträger aufgetragen wurde. Fügen Sie gegebenenfalls einen weiteren Tropfen Öl hinzu.Bevor Sie die Probe mit einem Deckglas abdecken, legen Sie ein euthanasiertes Tier auf ein sauberes Präparationsbrett und heben mithilfe einer Pinzette die Bauchdecke im Genitalbereich an. Schneiden Sie dann vorsichtig mit einer Schere die ventrale Bauchdecke vom Genitalbereich bis zur Basis des Rippenbogens ein und entfernen Sie Haut und Muskulatur, um den Darm freizulegen. Sammeln Sie anschließend einen Teil des Caecums und des Duodenums in den Deckel einer Petrischale.Schneiden Sie jedes Darmsegment der Länge nach ein. Um die Mukosa freizulegen, geben Sie zwei Tropfen 0,9%iger Salzlösung auf einen einzigen beschrifteten Objektträger. Anschließend kratzen Sie mit einer sterilisierten Inokulationsnadel die Mukosa und das Duodenum ab und geben die Abstriche in einen Tropfen Salzlösung. Wiederholen Sie den Vorgang, indem Sie eine Probe aus dem Z盲kum auf den anderen Tropfen &uuml;bertragen. Entfernen Sie den restlichen Darm. Beginnen Sie beim Duodenum und fahren Sie bis zum Colon descendens fort.Überführen Sie die Därme auf den Boden einer 100-Milliliter-Petrischale in der Petrischale. Schneiden Sie die Därme mit einer Schere in kleinere Abschnitte. Geben Sie so viel Leitungswasser hinzu, dass das gesammelte Gewebe gerade bedeckt ist.Inkubieren Sie die Probenmischung bei 35 bis 40 Grad Celsius für mindestens 10 Minuten. Dadurch werden luminale Helme freigesetzt und exponiert, während die zerkleinerte Darmprobe inkubiert wird. Untersuchen Sie die Duodenal- und SQL-Proben mithilfe der Kontrastmikroskopie auf Parasiten.Nach Beendigung der Inkubation der gesamten Darmprobe untersuchen Sie den Inhalt der Schale unter einem Stereomikroskop. Führen Sie mithilfe einer Sonde eine gründliche Untersuchung durch. Madenwürmer erscheinen als kleine, weiße, haarähnliche Würmer.Bandwürmer erscheinen als segmentierte Plattwürmer. Sammeln Sie alle Würmer oder verdächtigen Materialien mit einer kleinen Pinzette ein und präparieren Sie sie auf einem Objektträger. Für eine weitere Untersuchung unter dem Lichtmikroskop stellen Sie die euthanasierte Maus oder Ratte direkt auf den Objekttisch eines Stereomikroskops unter das 10×-Objektiv, teilen Sie mit einem Applikatorstab das Fell und betrachten Sie die Haarwurzeln.Ektoparasiten können wie Schuppen oder ein gelblicher wachsartiger Belag an der Basis eines Haarschafts oder direkt auf der Haut aussehen. Suchen Sie mindestens im kranialen Bereich sowie in den inguinalen und axillären Regionen nach Ektoparasiten.Überprüfen Sie sorgfältig den Bereich zwischen den Augen und der Münze, zwischen den Schulterblättern und unterhalb des Unterkiefers. Verwenden Sie dazu eine kleine Pinzette. Überführen Sie mögliche Ektoparasiten und andere auffällige Materialien auf einen Objektträger.Montieren Sie sie zur Identifizierung in Leitungsöl. Mit diesen Verfahren lassen sich viele häufige Parasiten nachweisen. Hier sind einige Beispiele.Dies sind SE-Facia-Eier, die in Proben von perinealen Bändern gefunden wurden. Ein Furunkelstopfen erwies sich als Träger der Milbe myopia musculi aus einer fäkalen Zentrifugationspräparation. Dies sind Picis-Tetter-Eier.Bei dieser direkten Untersuchung der Darmschleimhaut können Trichinen beobachtet werden; die Untersuchung von aufgeweichten Därmen ergab das Vorhandensein dieser adulten Madenwürmer. Sobald diese vollständige Parasitenuntersuchung beherrscht ist, kann sie unter einer Stunde durchgeführt werden. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man verschiedene Untersuchungen auf Parasiten bei Ratten und Mäusen durchführt. Vergessen Sie nicht, dass einige dieser Parasiten auf den Menschen übertragen werden können.Befolgen Sie stets die grundlegenden Sicherheitsregeln im Labor.

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