Name: Manuelle Restraint und Common Compound Verabreichungswege bei Mäusen und Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 10 s
Description: Lernen Sie manuelle Fixierung und sichere Verabreichungswege bei Mäusen und Ratten. Diese Techniken umfassen intraperitoneale, subkutane und orale Gavage-Methoden für humane Tierforschung.

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Die Forschung hier vorgestellte wurde von Charles River unterstützt.

<ol><li>Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+routes+of+administration+and+factors+to+consider%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider.</a> JAALAS. 50, 600-613 (2011).</li>
<li>Diehl, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).</li>
<li>Hurst, J. L., West, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taming+anxiety+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Taming anxiety in laboratory mice.</a> Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).</li>
<li>Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+gentling+programme+on+the+behaviour+of+laboratory+rats+towards+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).</li>
<li>Cloutier, S., Newberry, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+conditioning+technique+to+reduce+stress+associated+with+repeated+intra-peritoneal+injections+in+laboratory+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).</li>
<li>Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methodology+of+fever+research%3A+why+are+polyphasic+fevers+often+thought+to+be+biphasic%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic.</a> Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).</li>
<li>Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+equipment+considerations%2C+vehicle+selection%2C+and+solute+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation.</a> JAALAS. 50, 614-627 (2011).</li>
<li>Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+route+of+absorption+of+intraperitoneally+administered+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">The route of absorption of intraperitoneally administered compounds.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+Mouse+Handbook%22">Laboratory Mouse Handbook</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LAT+Training+Manual%22">LAT Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LATg+Training+Manual%22">LATg Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>Barnett, S. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarnett%2C+SW+%22Manual+of+Animal+Technology%22">Manual of Animal Technology</a>. , Wiley-Blackwell. 440(2007).</li>
<li>Baumans, V., Pekow, C. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaumans%2C+V+%22Handbook+of+Laboratory+Animal+Science%22">Handbook of Laboratory Animal Science</a>. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).</li>
<li>Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBogdanske%2C+JJ+%22Laboratory+Mouse+Procedural+Techniques%22">Laboratory Mouse Procedural Techniques</a>. , CRC Press. (2011).</li>
<li>Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDanneman%2C+P+%22The+Laboratory+Mouse%22">The Laboratory Mouse</a>. , CRC Press. (2000).</li>
<li>Sharp, P. E., La Regina, M. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharp%2C+PE+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. , CRC Press. (1998).</li>
</ol>

Die Autoren sind Mitarbeiter von Charles River.

Dieses Protokoll sollte als Einführung in die Behandlung der Tiere und Substanz Verwaltung soll zu ergänzen Hands-on Training in der Forscher die Anlage zur Verfügung gestellt angesehen werden. Die Mittel der Zurückhaltung, die verwendet werden die Routen des Stoffes Verwaltung sollte im experimentellen Design berücksichtigt werden und wenn die Forschungseinrichtung Protokoll oder Ethikkommission Protokoll geschrieben wird. Training in Zusammenhang mit Tieren Verfahren ist entscheidend für den Erfolg der Forschung. Für die meisten Experimente durchzuführen, müssen die Tiere von wissenschaftlichen Mitarbeitern bearbeitet werden, und desto besser ist die Behandlung der Tiere, die weniger gestresst das Tier 3. Gewöhnen Tiere sanften menschlichen Kontakt kann Stress reduzieren und machen Tiere gefügiger Versuchspersonen 4,5. Umgang mit Stress wurde gezeigt, dass einige Arten von Forschung 6 beeinflussen, und es ist möglich, es können auch andere beeinflussen. Restraint von Nagetieren sollte mit Vorsicht durchgeführt werden, aber fest Handhabung (eine vorläufigeGriff ist wahrscheinlich zu Verletzungen Nager und Hundeführer führen) und sollte für die kürzest mögliche Dauer praktischen sein. Rückhaltesystem Methoden werden in der Regel auf Basis der Größe des Tieres gewählt oder der Zugriff gesucht. Zum Beispiel, Handhabung erwachsenen Ratten durch das Genick ist zwar möglich, wird oft mit starken Widerstand von der Ratte erfüllt, vor allem, wenn der Hundeführer unerfahren ist. Holding eine Maus oder Ratte von Hand den Zugang zu den Schwanzvenen schwierig und eine Rückhalteeinrichtung wird oft gewählt, um das Tier so still wie möglich zu halten. Wenn Forscher Tieren zu behandeln, sind sie oft versucht, eine Verbindung oder ein biologisches für weitere Untersuchungen zu verabreichen. Der Verabreichungsweg kann die Absorption von Substanzen, Bioverfügbarkeit und eine Eignung für einen bestimmten Experiment beeinflussen. Vertrautheit mit verschiedenen Routen sollten Forscher mit der Fähigkeit, ihre Substanz in der besten möglichen Weise für ihre Forschung zu verwalten bieten. Zum Beispiel kann eine Route, die eine schnelle Absorption eines Stoffes fördert, Wie intravenöse oder intraperitoneale, sollten nicht verwendet werden, wenn die Forscher möchte, um die Substanz in einer langsameren wirkender Weise zu verabreichen. Aktuelle Bewertungen einiger dieser Techniken und Überlegungen für die Lautstärke, Ausrüstung und gelöste Stoff kann in zwei Arbeiten von Turner et al. 1,7 Werden Stoffe zu Labornagern verabreicht werden, sollte überlegt werden, die richtige Größe der Geräte und Volumen des Stoffes (wie in Tabelle 1) gegeben werden. Falschen Größe oder große Mengen können zu Beschwerden, Verletzungen oder zum Tod des Tieres führen. Generell sind Substanzen parenteral verabreicht sterile, sofern die Forschungsziele würde dies unmöglich (dh bakterielle Studien). Verbindungen und biologischen Materialien sollten in einem gelösten Stoff oder das Fahrzeug, die die geringste Wirkung auf das Tier haben wird. Ein physiologischen pH-Wert (7,3 -7,4) allgemein gut akzeptiert, insbesondere zur subkutanen, intramuskulären und intraperitoneal Routen. Non-physiologischen pH-Werte in-Stoffe durch diese Strecken Applikation können Schmerzen oder Nekrose und Gewebeschäden führen. Wider des pH-Wertes mit intragastrischen und intravenöse Routen 7 vertragen. In kleinen Nagetieren, ist ein weiterer wichtiger Aspekt die Möglichkeit der Kühlung, wenn große Mengen von bei Raumtemperatur Flüssigkeiten gegeben werden. Wenn Fluide werden intravenös oder intraperitoneal, vor allem zur Unterstützung von einem kranken Tier verabreicht werden, sollten sie auf Körpertemperatur (37 ° C) erwärmt werden. Die Verabreichungswege in diesem Protokoll diskutiert sind diejenigen, häufig in vielen Forschungsprogrammen eingesetzt werden, sind einfach zu meistern, und in der Regel keine Narkose. Eine fast unendliche Vielfalt der Wege der Verabreichung sind jedoch möglich, einschließlich intrakranieller, intrathekale, epidurale, intratracheale intraossären und intraartikuläre, um nur einige zu nennen. Training in dieser spezialisierten Verabreichungswege sollten von Menschen wh gesucht werdeno verfügen über umfangreiche Erfahrung mit der Strecke und gute Ergebnisse. Bei Nagetieren ist die intranasale Route typischerweise verwendet, um Stoffe eingeführt, um die Lunge über ein &quot;natürlicher&quot; zu studieren; Methode als Intratrachealbiopersistenztest. Mäuse und Ratten sind obligate Nasen-Entlüfter, so induzieren sie auf sehr kleine Mengen Flüssigkeit eingeatmet ist nicht schwer, auch in der bewussten Tieren. Da der Nasenschleimhaut wird mit Blutgefäßen, intranasale Verabreichung von einigen Substanzen gut versorgt kann ähnlich intravenöse Verabreichung. Dieser Weg ist nicht bei Tieren mit Rhinitis jedoch empfohlen, da dies die Absorption beeinträchtigen können. Versuche, große Mengen von der intranasale Weg zu verabreichen kann Atemnot oder Ertrinken des Tieres führen. Intramuskuläre Injektionen bieten eine schnelle Absorption von Substanzen. Intramuskuläre Injektionen können bei Ratten und Mäusen aufgrund ihrer geringen Größe und entsprechend kleinen Muskeln Herausforderung sein. Sie werden in der Hinterlauf durchgeführts. Aufgrund der möglichen Schäden der Ischiasnerv ist der quadriceps femoris der Muskel der Wahl. Obwohl sowohl die subkutane und intradermale Wege der Haut beinhalten, gibt es Unterschiede zwischen der Bioverfügbarkeit von Substanzen in die Haut vs der Subkutis platziert. Die subkutane Verabreichung wird oft als eine &quot;Deposition&quot; Strecke mit langsamer Absorption als andere Routen, wie intravenöse oder intraperitoneale. Intradermalen Verabreichung ist für sehr kleine Mengen von Substanzen, in der Regel immunstimulierende Substanzen wie Adjuvans-Antigen-Mischungen verwendet. In beiden Fällen sollte die Substanzen verabreicht des physiologischen pH-Wertes und nicht reizend sein. Intradermale oder subkutane Injektionen sollte nicht in das Genick durchgeführt werden, da es sich um eine allgemein verwendete Site zum Zurückhalten des Nagers. Intravenöse und intraperitoneale Verabreichung werden häufig als gleichwertig Nagetiere. Intravenöse Verabreichung der Dosierung bieten mehr rapid Aufnahme von Verbindungen ist jedoch, während intraperitoneale Verabreichung sollte in Betracht gezogen entspricht in etwa orale Verabreichung 8 werden. Es sollte mit Verbindungen intraperitoneal genommen werden, da sie Schmerzen verursachen, wenn sie unsachgemäß gepuffert. Der gemeinsame Weg der intravenöse Bolus-Gabe bei Nagetieren ist über die Schwanzvene. Wenn chronische intravenöse Verabreichung einer Substanz gewünscht wird, sollte die Implantation von venösen oder arteriellen Kanülen in Betracht gezogen werden. Stoffe intravenös verabreicht aseptisch geliefert werden und sollte sich als sicher erwiesen intravenös zu verabreichen. Beispielsweise sind Substanzen, die Hämolyse, Thrombose oder Vaskulitis induzieren, kann nicht geeignet für die intravenöse Verabreichung. Die intragastrischen oder orale Gabe Route wird oft verwendet, um eine gemeinsame Dosierung beim Menschen Strecke imitieren. Es ermöglicht auch eine genaue Dosierung von Substanzen, wenn auf orale Verabreichung durch die Nahrung und Wasser verglichen. Bioverfügbarkeit von Verbindungenverabreicht über Schlundsonde werden auf der gespeisten / nüchternen Zustand des Tieres sowie der gelöste Stoff oder das Fahrzeug der Verbindung oder des biologischen variieren. Magensonde oder Fütterung Nadeln sollten der entsprechenden Größe für das Tier verwendet, und sollte zwischen Tieren gereinigt werden, wenn Einweg-Sonde Nadeln nicht praktikabel sind. Verletzungen durch eine Magensonde verursacht wurden, sind nicht ungewöhnlich und gehören Abscheidung der Substanz in der Lunge oder Ruptur des Magens oder der Speiseröhre. Die Ausbildung sollte von einem erfahrenen Partei überwacht und durchgeführt am eingeschläfert Tiere zuerst, dann narkotisierten Tieren (das wird eingeschläfert werden), bevor Magensonde am wachen Tier versucht wird. Erste Versuche Schlundsonde am wachen Tier sollte beinhalten mittelgroßen Tieren und kleine Volumina einer Substanz, wie zB Salzlösung, die nicht zu Verletzungen führen, wenn die Prozedur geht schief wird. Tiere sollten engmaschig auf Anzeichen von Leiden, wie Keuchen beurteilt werden, Blaufärbung, Blutungen oder vermehrter Speichelfluss, nachdem eine Magensonde und eingeschläfert, wenn nötig. Wenn euthAnasia erforderlich ist, das Tier seziert sollte, um festzustellen, warum die Sonde fehlgeschlagen werden.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Needles </td><td> Verschiedene </td><td> Verschiedene </td><td> Nadeln sind sowohl Manometer und Länge verkauft. Überprüfen Sie sowohl vor der Bestellung. </td></tr><tr><td> Spritzen </td><td> Verschiedene </td><td> Verschiedene </td><td> Wählen immer eine geeignete Größe für das Volumen zu verabreichen ist. </td></tr><tr><td> DecapiCones </td><td> Braintree Scientific </td><td> DC-200, DCL-120, MDC-200 </td><td> Erhältlich in Maus und Ratte Größen. </td></tr><tr><td> Rodent restrainer </td><td> Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, andere </td><td></td><td> Erhältlich in klarem Plexiglas, verstellbare Kunststoff und Größe für Mäuse und Ratten. </td></tr><tr><td> 50 ml konischen Röhrchen </td><td> Verschiedene </td><td> &amp; Nbsp; </td><td></td></tr><tr><td> Feeding Nadeln </td><td> VWR, Popper and Sons </td><td> Verschiedene </td><td> Den Nadelabstand und Länge zu den Tieren wie oben beschrieben. Beide Einweg-und Mehrweg-Fütterung Nadeln zur Verfügung. </td></tr></tbody></table>

manuelle restraint und common compound verabreichungswege bei mäusen und ratten

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Die Möglichkeit, sicher und effektiv zurückhalten Mäusen und Ratten ist ein wichtiger Teil der Durchführung von Forschung. Arbeiten sicher und menschenwürdig mit Mäusen und Ratten erfordert eine grundlegende Kompetenz in der Handhabung und Zurückhaltung Methoden. Dieser Artikel wird die grundlegenden Prinzipien erforderlich, um sicher zu handhaben Tiere. One-handed, two-handed und Zurückhaltung speziell Zurückhaltung Objekte dargestellt werden. Oft ist ein weiterer Teil der Forschung oder die Prüfung Verwendung von Tieren der effektive Verabreichung von Verbindungen an Mäuse und Ratten. Obwohl es eine große Anzahl von möglichen Applikationswege (begrenzt nur durch die Größe und Organe des Tieres) sind, sind die meisten nicht regelmäßig in der Forschung eingesetzt. Das Video wird veranschaulichen mehrere der häufigeren Routen, einschließlich intravenöse, intramuskuläre, subkutane und orale Gabe. Das Ziel dieses Artikels ist es, einen Viewer vertraut mit diesen Techniken, um grundlegende Zurückhaltung und Substanz Verabreichungswege aussetzen. Dieses Videoersetzt nicht erforderliche praktische Ausbildung in Ihrem Betrieb, sondern soll zu erweitern und zu ergänzen, dass die Ausbildung.

Sicheres Arbeiten und menschlich mit Forschung Nager erfordert eine Kernkompetenz in der Handhabung und Zurückhaltung Methoden. Dieser Artikel wird die grundlegenden Prinzipien erforderlich, um sicher zu handhaben und effektiv zu verwalten Verbindungen an Mäusen und Ratten.

Manuelle Restraint und Common Compound Verabreichungswege bei Mäusen und Ratten

Die Fähigkeit, Mäuse und Ratten sicher und effektiv zu fixieren, ist ein wichtiger Bestandteil der Durchführung wissenschaftlicher Forschung. Ein sicherer und humaner Umgang mit Mäusen und ...

Das allgemeine Ziel des folgenden Videos besteht darin, den Betrachter mit verschiedenen Techniken zur manuellen Fixierung sowie zur Applikation von Substanzen bei Mäusen und Ratten vertraut zu machen. Mäuse und Ratten können mittels verschiedener ein- oder zweihändiger Techniken oder unter Verwendung von Kunststoff-Fixiervorrichtungen fixiert werden. Die Techniken zur Substanzapplikation umfassen die intraperitoneale, subkutane, intravasale und intradermale Verabreichung. Im Video werden zudem Injektionsmethoden sowie die orale Gavage und die intranasale Applikation demonstriert.Das Erlernen eines sicheren, schonenden und selbstsicheren Umgangs mit Tieren ist ein wichtiger Bestandteil der In-vivo-Forschung. Tiere sollten stets so behandelt werden, dass dies sowohl für das Tier als auch für den Forscher sicher ist. Personen, die neu in diesen Methoden sind, haben in der Regel Schwierigkeiten, da es Zeit braucht, um sich im Umgang mit Nagetieren sicher zu fühlen.Nager können auch Personen einschüchtern oder ängstigen, die neu im Umgang mit ihnen sind. Die visuelle Demonstration von Dosisverabreichungs- und Fixierungstechniken ist entscheidend sowohl für eine erfolgreiche Verabreichung der Substanz als auch zur Vermeidung von Belastung oder Verletzungen des Tieres und des Fixierenden. Mäuse können manuell entweder mit einer einhändigen oder einer zweihändigen Technik fixiert werden.Der erste Schritt bei beiden Methoden besteht darin, die Maus sanft am Schwanzansatz auf den Gitterdeckel des Käfigs oder eine ähnliche raue Oberfläche zu heben. Bei der einhändigen Technik wird der Schwanzansatz zwischen den dritten und vierten Finger geschoben, während leicht am Schwanz nach hinten gezogen wird. Dadurch ergreift die Maus die Oberfläche und zieht sich nach vorne.Als Nächstes greifen Sie die Maus fest am Nackenfell mit derselben Hand, mit der Sie auch den Schwanz halten. Greifen Sie mit Zeigefinger und Daumen nahe der Kopfbasis und verlängern Sie den Griff entlang des Rückens, indem Sie Mittel- und Ringfinger einbeziehen.Achten Sie darauf, gerade genug Druck auf die Haut im Nackenbereich auszuüben, um zu verhindern, dass die Maus den Kopf dreht oder sich windet, jedoch nicht so viel, dass das Tier nicht mehr atmen kann. Bei der zweihändigen Technik zieht eine Hand sanft den Schwanz nach hinten, während die andere Hand schnell und fest die Haut am Nacken greift, wobei sich der Schwanz in der einen Hand und die Nackenhaut in der anderen befindet. Heben Sie die Maus an und legen Sie die Schwanzwurzel zwischen die Handfläche und den dritten oder vierten Finger der Hand, die den Nacken hält.Wie zuvor sicherstellen, dass der Griff fest sitzt, aber das Tier dennoch atmen kann. Das Nackengriff bei Ratten wird im Allgemeinen mit beiden Händen durchgeführt. Zunächst die Ratte aus ihrem Käfig nehmen und auf eine raue Oberfläche setzen.Als Nächstes greifen Sie mit der nicht-dominanten Hand den Schwanz der Ratte und ziehen leicht nach hinten. Halten Sie den Schwanz fest in einer Hand und nähern Sie sich mit der anderen von hinten der Nackenfalte der Ratte. Üben Sie sanften Druck auf den Rücken der Ratte aus, während Sie sich bis zu den Schulterblättern vorarbeiten.Und schließlich wird der Nackenfellgriff zwischen den Fingern und der Handfläche ausgeführt. Ratten können dabei Laute von sich geben. Bei Verwendung eines über-die-Schulter-Griffs wird die Ratte mit der dominanten Hand am Schwanz gepackt und sanft nach hinten gezogen.Als Nächstes platzieren Sie die nicht-dominante Hand von hinten über den Rücken der Ratte. Fassen Sie die Ratte mit dem Ringfinger, dem kleinen Finger und dem Daumen um den Thorax. Der Kopf der Ratte sollte sich zwischen Zeigefinger und Mittelfinger befinden.Eine weitere Fixierungsmethode ist der Griff unter den Schultern. Greifen Sie mit der dominanten Hand wie zuvor gezeigt an den Schwanz und legen Sie die nicht-dominante Hand von hinten über den Rücken der Ratte. Fassen Sie anschließend die Ratte direkt unter den Schulterblättern um den Thorax herum.Die Vorderbeine der Ratte sollten vorsichtig mit Daumen und Zeigefinger nach oben geschoben werden. Die Vorderbeine sollten sich unter dem Kinn der Ratte kreuzen, wodurch ein Beißen verhindert wird. Die Ratte kann auf diese Weise mit einer Hand gehalten werden, sofern der Körper an der Hand des Halters stabilisiert ist.Ein flexibles, kegelförmiges Stück aus dünnem Kunststoff, das als Decapic-Kegel bezeichnet wird, kann ebenfalls zur Fixierung verwendet werden. Schieben Sie das Tier nach vorne, bis seine Nase aus dem Loch am Ende des Decapic-Kegels hervorragt, und halten Sie die Tasche entweder um den Schwanz geschlossen oder verwenden Sie ein Gummiband oder eine Kabelbinder-Schlaufe, um das Tier an Ort und Stelle zu sichern. Sobald das Tier fixiert ist, können Injektionen durch das Kunststoffmaterial hindurch verabreicht werden. Ein starrer Kunststoffbehälter ist nützlich, wenn der Zugang zum Schwanz erforderlich ist.Setzen Sie die Ratte gemäß der Anleitung des Geräteherstellers ein. Bei dieser Art von Fixiervorrichtung wird die Ratte sanft am Schwanz nach hinten in die Vorrichtung gezogen. Bringen Sie die Abdeckung an der Vorderseite des Geräts an und stellen Sie sie so ein, dass die Bewegungen des Tieres eingeschränkt werden.Wenn Tiere unruhig erscheinen, kann eine Handtuchfixierung verwendet werden. Die durch das über das Tier gelegte Tuch entstehende Dunkelheit und sanfte Fixierung kann eine unruhige Ratte beruhigen. Legen Sie das Handtuch vorsichtig über die Ratte und greifen Sie die Ratte dann behutsam am Körper fest. Wickeln Sie die Ratte in das Handtuch ein, wobei darauf zu achten ist, dass die Nase der Ratte nicht bedeckt wird.Bewegen Sie das Handtuch so, dass der Körperteil für die Injektion freigelegt ist. Bevor eine der folgenden Verabreichungstechniken durchgeführt wird, ist es hilfreich, das Handling der Spritze zu üben. Idealweise bedient eine Hand die Spritze, während die andere das Tier fixiert. Die Nadeln sollten besonders bei intravenösen Injektionen mit der Schräge nach oben in das Tier eingeführt werden.Dünne Nadeln können beim Einstechen in Flaschenverschlüsse leicht beschädigt werden. Verwenden Sie eine größere Nadel, um Substanzen abzuziehen, und wechseln Sie anschließend zu einer dünneren Nadel für die Injektion. Die intranasale Applikation wird bei bestimmten Infektionserregern in der Allergie- und Asthmaforschung sowie in einigen Studien mit Lungenbezug eingesetzt.Die intranasale Applikation erfordert keine Anästhesie und Chirurgie wie die intratracheale Instillation. Beim intranasalen Verabreichen das Tier wie zuvor beschrieben fixieren und mit einer Spritze oder Pipette eine kleine Menge des zu inhalierenden Materials an die Nasenöffnungen des Tieres bringen. Beobachten, ob das Material in die Nasenöffnungen eindringt, und gegebenenfalls den Vorgang wiederholen.Verbindungen werden intramuskulär verabreicht, wenn eine schnelle Aufnahme erforderlich ist und sie in sehr geringen Volumina appliziert werden können. Für intramuskuläre Injektionen können zwei Personen zur Fixierung erforderlich sein, da ein Hinterbein für die Injektion frei und stabilisiert werden muss. Führen Sie die Nadel senkrecht zur Haut über dem Quadrizeps- oder seitlichen Oberschenkelmuskel des Tieres ein.Achten Sie darauf, nicht in die hintere Muskulatur zu injizieren, da der Ischiasnerv beschädigt werden könnte. Die intraperitoneale Verabreichung wird gewählt, wenn eine große Menge der Substanz verabreicht werden muss und eine für die Absorptionsrate akzeptable Aufnahme ausreicht, um der oralen Verabreichung nahezukommen.Um eine intraperitoneale Injektion durchzuführen, fixieren Sie das Tier und richten Sie die Nasenspitze zum Boden. Um den Bauch freizulegen, lokalisieren Sie die Körpermitte des Tieres und teilen Sie den Bauch gedanklich in vier Quadranten ein.Wählen Sie eine Injektionsstelle in den unteren Quadranten, insbesondere im rechten unteren Quadranten des Tieres. Verwenden Sie eine geeignet dimensionierte Spritze und Nadel, um die Substanz in das Tier zu injizieren. Die subkutane Verabreichung einer Substanz wird angewendet, wenn eine langsame Resorption erwünscht ist.Mäuse und Ratten verfügen über große Mengen an lockerer Haut, sodass im Vergleich zu Menschen relativ größere Volumina subkutan verabreicht werden können. Zur Durchführung subkutaner Injektionen fixieren Sie das Tier wie zuvor gezeigt locker. Greifen Sie die Haut und ziehen Sie sie vorsichtig nach oben.Um ein Zelt mit einer geeigneten Spritze und Nadel zu bilden, die Nadel in einem Winkel von 30 bis 45 Grad in die angehobene Haut einführen und das Material injizieren. Eine leichte Schwellung unter der Haut ist ein Zeichen für eine erfolgreiche Injektion. Wenn Tiere nach einer subkutanen Injektion routinemäßig angefasst werden sollen, sollte der Nackenbereich nicht verwendet werden.Verwenden Sie stattdessen die Haut am dorsalen Rücken. Wenn Tiere mehrere subkutane Injektionen erhalten sollen, wechseln Sie die Injektionsstellen ab. Die Fixierung der Tiere während der intradermalen Applikation kann schwierig sein und die Verwendung einer chemischen Sedierung erfordern. Falls ein Anästhetikum verwendet wird, stellen Sie sicher, dass es die Forschungsziele nicht beeinträchtigt.Bei einer intradermalen Injektion entfernen Sie zunächst die Haare von der Injektionsstelle, sodass die Haut an der Injektionsstelle deutlich sichtbar ist. Führen Sie eine Nadel passender Größe in einem Winkel von 15 bis 30 Grad in die Haut ein. Führen Sie die Nadel nicht sehr tief ein.Wenn die Injektion korrekt durchgeführt wurde, sollte ein Widerstand spürbar sein. Ein kleiner Bläschen, der blasser als die umgebende Haut ist, wird sichtbar, falls die Injektion erfolgreich war. Sanften Druck ausüben, um einen Rückfluss des Materials zu verhindern.Die intravasale Verabreichung wird für eine Vielzahl von Verbindungen verwendet und ist der beste Verabreichungsweg, wenn die Verbindung angemessen formuliert werden kann und eine sehr schnelle Wirkung erwünscht ist. Für eine intravasale Injektion in die seitliche Schwanzvene fixieren Sie das Tier in einem Enthauptungskonus oder einem Kunststoff-Halterungsgerät für Nagetiere. Wie zuvor gezeigt, halten Sie den Schwanz des Tieres mit der nicht-dominanten Hand an der Spitze fest, um ihn zu strecken und zu drehen. Drehen Sie ihn um eine Viertelumdrehung, um die Schwanzvenen dorsal zu positionieren.Identifizieren Sie eine der beiden seitlichen Schwanzvenen zur Injektion, wobei die ventrale Schwanzarterie vermieden werden sollte. Nähern Sie sich dem distalen Schwanzabschnitt mit der Nadel in einem Winkel von 15 bis 20 Grad und injizieren Sie das Material. Bei einer erfolgreichen Injektion tritt das Material ohne Widerstand in die Vene ein, und die Schwanzvene wird während der gesamten Injektion blass.Wenn die Injektion weiter distal vorgenommen wird, bleibt ein unbeschädigter Abschnitt der Vene erhalten, der genutzt werden kann, falls der erste Versuch nicht erfolgreich ist. Die intragastrische Verabreichung oder orale Gavage wird nur bei fixierten, wachen Tieren durchgeführt, da Anästhesie oder Sedierung das Aspirationsrisiko erhöht. Wirkstoffe, die auf ihre Sicherheit bei oraler Verabreichung am Menschen getestet werden, werden häufig auf diese Weise verabreicht. Beginnen Sie damit, eine geeignet dimensionierte orale Fütterungskanüle auszuwählen.Die Länge wird bestimmt, indem man das fixierte Tier hochhält und von der Mundwinkel aus misst. Die Kugelspitze der Fütterungsnadel sollte bis zum letzten Rippenbogen des Tieres reichen. Fixieren Sie das Tier so, dass Kopf und Körper in einer geraden vertikalen Linie liegen.Dadurch wird die Speiseröhre gestreckt, wodurch die Fütterungskanüle leichter eingeführt werden kann. Führen Sie die Kugelspitze der Kanüle über die Zunge in den Mund des Tieres ein. Sobald die Kanüle richtig sitzt, heben Sie Kanüle und Spritze leicht an, wobei Sie sanft gegen den Gaumen drücken, sodass die Nase des Tieres zur Decke zeigt.Die Nadel muss möglicherweise leicht umgelenkt werden, während sie den Rachenhintergrund passiert. Jede Spannung an der Nadel zeigt an, dass die Position angepasst werden muss; setzen Sie das Vorschieben der Nadel fort, bis die vorbestimmte Distanz erreicht ist. Die Nadel sollte sich leicht einführen lassen, und das Tier sollte nicht keuchen oder würgen, während die Substanz verabreicht wird.Wenn ein Widerstand spürbar ist oder das Tier sofort keucht, würgt oder blau anläuft, muss der Vorgang sofort gestoppt und die Nadel entfernt werden. Wenn diese Techniken beherrscht sind, ermöglichen sie die sichere Verabreichung von Dosen sowohl bei Ratten als auch bei Mäusen und eine effektive Fixierung der Tiere. Bei der Durchführung dieser Verfahren ist es wichtig zu bedenken, dass ein korrekt fixiertes Tier das Verfahren sowohl für das Tier als auch für den Versuchspersonal sicher macht.Vergessen Sie nicht, dass das Arbeiten mit Tieren in der Wissenschaft ein Privileg und eine Verantwortung ist. Die Wahl der richtigen Fixierungsmethode und geeigneter Applikationswege ist sowohl guter Wissenschaft als auch gutem Tierwohl dienlich.

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Research

Forschung

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Biologie

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Im Jahr 2001 beschrieben Forscher an der UCLA die Isolierung einer Population von adulten Stammzellen, sogenannte Fettgewebe gewonnene Stammzellen oder ASC, aus dem Fettgewebe. Dieser Artikel beschreibt die Isolierung des ASC aus lipoaspirates mit einem manuellen, enzymatische Verdauung mit Kollagenase-Protokoll.

Manuelle Isolierung von Fettgewebe gewonnene Stammzellen aus menschlichen Lipoaspirates

H7 gezielt eine einzigartige genetische Marker, Z3276: Ein qPCR-Assay wurde für den Nachweis von Escherichia coli O157 entwickelt. Die qPCR wurde mit Propidium Monoazid (PMA)-Behandlung für Lebendzellerkennung kombiniert. Dieses Protokoll wurde modifiziert und auf eine 96-Well-Plattenformat für die einfache und einheitliche Behandlung einer Vielzahl von Proben geeignet ist...

Erkennung von Live-<em&gt; Escherichia coli</em&gt; O157: H7-Zellen durch PMA-qPCR

Eine Zebrafischanlage, die für die Zucht und In-vivo-Forschung geeignet ist, wird auf einfache und erschwingliche Weise gebaut. Der Wartungsaufwand ist minimal. Diese Einrichtung ist ideal für studentisches Engagement und unabhängige Forschung.

Bau eines erschwinglichen und einfach zu bauen Zebrafisch Einrichtung

Promoter-Expressionsanalysen sind entscheidend für besseres Verständnis der Genregulation und der raumzeitlichen Ausdruck der Zielgene. Hier präsentieren wir ein Protokoll, um zu identifizieren, zu isolieren und zu klonen einen Pflanzen-Promotor. Darüber hinaus beschreiben wir die Charakterisierung des Knötchen-spezifischen Promotors in den gemeinsamen Bohne behaarte Wurzeln.

Pflanzenanalysen Promoter: Identifizierung und Charakterisierung der Root Knoten bestimmten Promoter in die Gartenbohne

Dieser Artikel beschreibt die Grundsätze der eine schnelle, minimal-invasive Injektion von fluoreszierenden Mikropartikel in der Circulatory system von kleinen Fischen und in Vivo Visualisierung von Mikropartikeln Fisch im Blut.

Einfache und effektive Verwaltung und Visualisierung von Mikropartikeln im Herz-Kreislauf-System von kleinen Fischen mit Niere Injektion

Lernen Sie manuelle Fixierung und sichere Verabreichungswege bei Mäusen und Ratten. Diese Techniken umfassen intraperitoneale, subkutane und orale Gavage-Methoden für humane Tierforschung.

Manuelle Restraint und Common Compound Verabreichungswege bei Mäusen und Ratten

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