0 Aufrufe • 3:57 Min. • July 8th, 2025
Beginnen Sie für die Kultivierung der vorderen Augenpartie mit einer geeigneten Kulturschale. Die Kulturschale hat eine erhöhte Bühne in der Mitte, die mit zwei Flüssigkeitsanschlüssen für den Zu- und Abfluss verbunden ist.
Legen Sie zunächst ein frisches vorderes Schweineaugensegment mit Hornhaut über die Bühne. Legen Sie anschließend einen Klemmring über das Augensegment und befestigen Sie diesen. Als nächstes bereiten Sie ein Perfusionssetup vor, das eine Spritze umfasst, die mit einem geeigneten Nährmedium gefüllt ist. Verbinden Sie die Spritze mit einem Ventil, einem Filter und einem Schlauch mit einer gebogenen Nadelnabe am anderen Ende.
Bereiten Sie ein ähnlich zusammengesetztes Reservoir mit einer leeren Spritze vor. Verbinden Sie nun die Nadelnaben der Perfusion und des Reservoir-Setups mit den Zu- bzw. Abflussanschlüssen. Perfundierten Sie das Medium vorsichtig und lassen Sie den vorderen Augenabschnitt aufblasen.
Setzen Sie die Perfusion fort und lassen Sie die Blasen und das überschüssige Medium in das Reservoir fließen. Inkubieren Sie die Kulturschale anschließend in der gewünschten Höhe und unter physiologischen Standardbedingungen. Das Ergebnis ist ein dreidimensionales Modell, das die komplexe Architektur des Auges unter physiologischen Bedingungen simuliert.
Schließen Sie einen Druckmessumformer an das Vorratsventil an, um den Augendruck ständig zu überwachen. Der vordere Augenabschnitt ist nun bereit, für weitere Experimente verwendet zu werden.
Nachdem Sie den vorderen Abschnitt in die Petrischale gelegt haben, befeuchten Sie ein Wattestäbchen mit dem Medium und tupfen Sie vorsichtig in die Mitte der Hornhaut, um jegliches Pigment zu entfernen. Halten Sie die Augen mit einer Pinzette fest und entfernen Sie das überschüssige Pigment um die Sklera herum, indem Sie es abwischen. Platzieren Sie das umgekehrte vordere Segment über dem erhöhten Bereich der unteren Schale, wobei Sie darauf achten, dass die Hornhaut in der Mitte des erhöhten Bereichs bleibt.
Positionieren Sie den Klemmring auf dem neu platzierten vorderen Segment und ziehen Sie die Schrauben vorsichtig mit dem Winkelschlüssel fest. Befestigen Sie die beiden Fluidikanschlüsse mit O-Ringen an den Gewindeanschlüssen an der Unterseite der Schale. Befestigen Sie an der ersten Fluidikverbindung eine 18-Gauge-Nadelnabe mit 90-Grad-Biegung, ein Schlauchstück, eine 18-Gauge-Nadelnabe, einen Nylon-Spritzenvorsatzfilter, ein Dreiwegeventil und eine mit Medien gefüllte 20-Millimeter-Spritze.
Befestigen Sie an der zweiten Fluidikverbindung eine 18-Gauge-Nadelnabe mit einem 90-Grad-Winkel, ein Schlauchstück, eine 18-Gauge-Nadelnabe und ein Dreiwegeventil, wie für den ersten Fluidanschluss gezeigt, und befestigen Sie dann den Zylinderteil einer sterilen 10-Milliliter-Spritze, die als Reservoir zum Auffangen der Flüssigkeit und der Blasen dient.
Halten Sie die Dreiwegeventile entsprechend den Spritzen offen und schieben Sie das Medium vorsichtig über den Anschlussanschluss der ersten Fluidik durch das System. Um das vordere Segment aufzublasen, füllen Sie den Schlauch mit Medien und füllen Sie schließlich das Reservoir. Entfernen Sie die Blasen, indem Sie das Medium vorsichtig in die Schale drücken, und drehen Sie die Schale um, um die Blasen herauszudrücken.
Stellen Sie die Organkulturschale des vorderen Segmentabschnitts in den Zellkultur-Inkubator. Führen Sie die Schlauchleitungen durch den Boden der Inkubatortür, um Beeinträchtigungen beim Öffnen und Schließen der Tür zu vermeiden. Positionieren Sie die Schlauchleitungen mit dem Behälter am Druckmessumformer. Verbinden Sie das seitliche Dreiwegeventil mit dem Druckmessumformer, während PBS durch die Leitung fließt, um zu verhindern, dass Luftblasen in die Schlauchleitungen gelangen.