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Algen sind aquatische photosynthetische Organismen, die eine Vielzahl von Lipiden produzieren, von denen neutrale Lipide für die Biodieselproduktion unerlässlich sind.
Um neutrale Lipide nachzuweisen und zu quantifizieren, mischen Sie ein optimales Volumen aus Algensuspension und Ethanol in einer Vertiefung der schwarzen Mikrotiterplatte. Die Algenzellwand und -membran, die das Eindringen der meisten Flecken verhindern, werden durchlässig, wenn sie Ethanol ausgesetzt werden. Kombinieren Sie anschließend das Ethanol mit einem fettlöslichen Fluoreszenzfarbstoff - Nilrot. Geben Sie diese Mischung in die algenhaltige Wanne.
Legen Sie die Mikrotiterplatte in ein Spektralphotometer. Stellen Sie ein Programm ein, das die Inkubation mit intermittierendem Schütteln gewährleistet, um die Interaktion zwischen dem Farbstoff und den Algen zu erleichtern.
Da Nilrot hydrophob ist, kann es das Zytoplasma nicht leicht passieren. Lösungsmittel wie Ethanol mobilisieren in Verbindung mit Nilrot den Farbstoff und helfen ihm, die im Zytoplasma dispergierten Lipidkörper zu erreichen. Nilrot dringt dann in die Lipidkörper ein und löst sich dort auf, wodurch die Lipide gefärbt werden.
Zellen mit Lipidmangel erscheinen als fluoreszierende Ringe mit dunklen Körpern, während lipidreiche Zellen an der Stelle, an der sich die Lipidkörper angesammelt haben, ein helles orange-rotes Leuchten zeigen.
Nachdem Sie die Zellen gefärbt haben, setzen Sie sie einer Wellenlänge aus, die die neutralen Lipide maximal anregt. Zeichnen Sie die resultierende Fluoreszenz auf und korrelieren Sie sie mit einer Kalibrierkurve, um die neutralen Lipide in den Testproben zu quantifizieren.
Für die fluorometrische Quantifizierung sind alle Algenproben mit der gleichen Biomassekonzentration und auf die gleiche Weise wie die bei der Messung verwendeten Standards vorzubereiten. Tun Sie dies, indem Sie vorgetrocknete Proben in der entsprechenden Menge Phosphatpuffer suspendieren. Falls erforderlich, verwenden Sie einen Homogenisator, um die Resuspension von getrockneten Algenzellen zu erleichtern.
Mischen Sie für jede Probe 80 Mikroliter einer vorbereiteten 30%igen Ethanollösung, 10 Mikroliter einer vorbereiteten Nilrotlösung und 10 Mikroliter Algensuspension in einer einzigen Vertiefung einer 96-Well-Platte. Um die Variabilität der Fluoreszenzmessung richtig zu berücksichtigen, führen Sie fünf Wiederholungen jeder Probe durch. Führen Sie als Nächstes eine Zwei-Punkt-Kalibrierkurve mit zuvor vorbereiteten Standards durch, um die täglichen Schwankungen des Geräts und der Vorbereitung zu berücksichtigen.
Um die Fluoreszenzmessungen in einem Multi-Well-Plattenleser-Spektrophotometer durchzuführen, stellen Sie die Parameter so ein, dass sie bei 1.200 U/min schütteln und 30 Sekunden lang 3 Millimeter umkreisen, gefolgt von einer 10-minütigen Inkubation bei 40 Grad Celsius. Ein weiteres Schütteln bei 1.200 U/min und eine Umlaufbahn von 3 Millimetern für 30 Sekunden und zur Aufzeichnung der Fluoreszenz mit Anregung bei 530 Nanometern und Emission bei 604 Nanometern. Starten Sie dann den Lauf. Als letzten Schritt wird die Fluoreszenzmessung anhand der Ergebnisse aus den internen Standards auf den Ölgehalt umgerechnet.