JoVE Encyclopedia of Experiments
Biologische Techniken
0 Ansichten • 4:43 Min. • July 8th, 2025
Entzündungsstellen enthalten verschiedene Immunzellen, darunter Monozyten, Makrophagen und Leukozyten.
Um eine heterogene Zellpopulation durch Einzelzell-Western-Blotting zu identifizieren, wird ein vorhydratisierter Blotting-Chip verwendet, der aus einem photoaktivierbaren Polyacrylamid-Gel besteht, das in Blöcken strukturiert ist. Jeder Block verfügt über zahlreiche Mikrovertiefungen. Bei der Strukturierung in mehrere Blöcke werden mehrere Zellen parallel erfasst.
Fügen Sie eine Suspension hinzu, die eine heterogene Zellpopulation enthält. Die Abmessungen der Vertiefung ermöglichen es, dass sich einzelne Zellen absetzen. Tauchen Sie den Chip in eine Elektrophoresekammer, die mit einem geeigneten Puffer gefüllt ist. Die Detergenzienmoleküle im Puffer stören die Zellmembran und setzen zelluläre Inhalte frei.
Legen Sie ein elektrisches Feld an. Die freigesetzten Proteine wandern durch das Gel und trennen sich in unterschiedlich große Banden. Waschen Sie den Chip mit einem Waschpuffer, um unspezifisch gebundene Moleküle zu entfernen, so dass nur zelluläre Proteine übrig bleiben, einschließlich der gewünschten Markerproteine.
Setzen Sie das Gel UV-Licht aus, wodurch seine Oberfläche aktiviert und die Proteine immobilisiert werden.
Fügen Sie einen Cocktail aus primären Antikörpern hinzu, die spezifisch an Markerproteine binden, die für jeden Zelltyp charakteristisch sind, und Protein-Primärantikörper-Komplexe bilden. Geben Sie eine Mischung aus fluoreszenzmarkierten Sekundärantikörpern ab, die an ihre jeweiligen Primärantikörper binden und das entsprechende zellspezifische Markerprotein markieren.
Platzieren Sie den Chip in einem Scanner. Messen Sie die Fluoreszenzintensität, die proportional zum Expressionsniveau des entsprechenden Proteinmarkers ist, der für eine einzelne Zelle der Probenzellsuspension spezifisch ist.
Für eine Einzelzell-Western-Blot-Analyse geben Sie 1 Milliliter verdünnte einzellige Suspension zu einem rehydrierten einzelligen Western-Blot-Chip am Boden einer 10 Zentimeter großen Petrischale. Nach fünf bis fünfzehn Minuten untersuchen Sie den Chip unter Hellfeldmikroskopie. Ungefähr 15 % bis 20 % der Mikrovertiefungen sollten von einer einzelnen Zelle belegt werden, und weniger als 2 % der Vertiefungen sollten zwei oder mehr Zellen enthalten.
Wenn der Chip richtig geladen wurde, kippen Sie die Schale um 45 Grad und waschen Sie den Chip dreimal mit Suspensionspuffer, um nicht eingefangene Zellen zu entfernen. Laden Sie den Chip nach dem letzten Waschen vorsichtig mit der Gelseite nach oben in die Elektrophoresezelle eines einzelligen Western-Instruments und bedecken Sie den gesamten einzelligen Western-Blot-Chip mit Lyse-/Laufpuffer. Starten Sie die Zelllyse und betreiben Sie das Gerät gemäß den entsprechenden Experimentparametern.
Spülen Sie den Chip am Ende des Laufs mit zwei 10-minütigen Wäschen mit frischem Waschpuffer pro Waschgang bei Raumtemperatur aus. Geben Sie nach dem zweiten Waschen 80 Mikroliter der primären Antikörperlösung von Interesse in die Antikörper-Sondierungskammer und senken Sie das Chipgel mit der Gelseite nach unten, so dass die Antikörperlösung über den Chip geleitet wird.
Nach zwei Stunden bei Raumtemperatur den Chip dreimal in Waschpuffer und einmal in Wasser auf einem Shaker waschen. Inkubieren Sie den Chip mit einem geeigneten Sekundärantikörper eine Stunde lang bei Raumtemperatur und vor Licht geschützt. Waschen Sie den Chip am Ende der Inkubation dreimal mit Waschpuffer und drehen Sie den Chip auf einem Gleitschleuder, um den verbleibenden Waschpuffer zu entfernen.
Um den einzelligen Western-Blot-Chip zu entfernen, legen Sie ein 50-Milliliter-Röhrchengestell in ein bei 60 Grad Celsius heißes Wasserbad, wobei das Wasser nur 1 Zentimeter über dem Gestell steht. Geben Sie in einem Abzug 40 Milliliter Stripping-Puffer und 320 Mikroliter Beta-Mercaptoethanol in einen Kanister. Legen Sie den Chip in eine 10 Zentimeter große Petrischale in den Kanister und verschließen Sie den Kanister mit Parafilm.
Stellen Sie dann den Kanister in das Röhrchengestell in das Wasserbad. Füllen Sie den Chip nach 90 Minuten vorsichtig in eine neue Petrischale und waschen Sie den Chip einmal kurz mit Waschpuffer, bevor Sie 15 Milliliter frischen Waschpuffer in die Petrischale geben, um ihn 15 Minuten lang auf dem Shaker zu waschen.
In diesem Artikel wird eine Methode zur Identifizierung heterogener Zellpopulationen mittels Einzelzell-Western-Blot beschrieben. Das Verfahren beinhaltet die Verwendung eines photoaktivierbaren Polyacrylamidgels, das in Blöcken mit Mikrotröpfchen strukturiert ist, um einzelne Zellen zur Analyse einzufangen.
Mittels Einzelzell-Western-Blotting können Biopharma-F&E-Teams die Heterogenität der Proteinausprägung innerhalb von Immunzellpopulationen aufklären, ein entscheidender Faktor zur Risikominimierung bei der Zielstrukturvalidierung für immunmodulatorische Therapien. Durch die Quantifizierung der Markerexpression auf Einzelzellebene unterstützt dieses Verfahren die Vorhersagegenauigkeit bei der Leitstrukturidentifizierung und verringert mechanistische Unschärfen in präklinischen Entzündungsmodellen. Diese Fähigkeit verbessert die translationale Kontinuität von der Entdeckungsphase bis zu den präklinischen Stadien, indem es reproduzierbare, quantitative Daten für Go/No-Go-Entscheidungen bereitstellt.
Die Methode fügt sich in die Entdeckungskette von der frühen Entdeckung bis zur Leitstrukturfeststellung und präklinischen Arbeit ein und unterstützt Hypothesentests, Assay-Bereitschaft und quantitative Analysen, wie in der Quelle beschrieben.
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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026