Einzelmolekül-Bildgebung zur Visualisierung der Ansammlung von Fusionsprotein-Kondensaten auf DNA-Vorhängen

0 Ansichten4:06 Min. • July 8th, 2025

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Ein chimäres onkogenes Fusionsprotein enthält die N-terminale Domäne mit geringer Komplexität, LCD, eines RNA-bindenden Proteins, das mit der DNA-Bindungsdomäne DBD eines Transkriptionsfaktorproteins fusioniert ist. Diese Proteine bilden ein Proteinkondensat, das die RNA-Polymerase-II rekrutiert und die Onkogenese antreibt.

Um die Assemblierung von Proteinkondensaten durch Einzelmolekül-Bildgebung zu visualisieren, beginnen Sie mit einer DNA-Durchflusszelle – einem Objektträger aus Quarzglas, der mit Einlass- und Auslassinjektionsöffnungen ausgestattet ist. Die Oberfläche der Durchflusszelle ist zum Schutz der Oberfläche mit einer biotinylierten Lipiddoppelschicht beschichtet und mit einer Zickzack-Barriere versehen.

Verbinden Sie es mit einem mikrofluidischen System. Führen Sie eine Lösung von Streptavidin ein, die an seinen hochbindenden Liganden Biotin auf der Lipidschicht bindet. Injizieren Sie mit Biotin markierte doppelsträngige Lambda-DNA, die mehrere Wiederholungen von Fusionsprotein-Bindungssequenzen enthält. Das Streptavidin der Lipiddoppelschicht bindet an das Biotin der DNA und bindet die Lambda-DNA an die Doppelschicht.

Mit einem geeigneten Puffer spülen. Die hydrodynamische Kraft seiner Strömung richtet die verankerten DNA-Moleküle auf, so dass sie als DNA-Vorhänge über den Barrieren hängen.

Stellen Sie die Durchflusszelle unter ein Fluoreszenzmikroskop. Injizieren Sie eine Lösung aus DNA-bindenden grünen Fluorophoren. Als nächstes injizieren Sie eine Lösung des Fusionsproteins, das über seine LCD-Domäne an proteinbindendes magentafarbenes Fluorophor gebunden ist, und inkubieren.

Die markierten Fusionsproteine binden an die Zielsequenz auf der Lambda-DNA und bilden Kondensate entlang der DNA-Länge. Bei Anregung fluoreszieren die DNA-gebundenen und proteingebundenen Fluorophore.

Die Kondensate des Fusionsproteins erscheinen als magentafarbene Punkte auf der grün fluoreszenzmarkierten doppelsträngigen DNA.

Um die EWS-FLI1-Kondensationsformation auf DNA-Vorhängen abzubilden, öffnen Sie die Bildgebungssoftware und suchen und markieren Sie die Positionen der neun Zick-Zack-Muster unter Hellfeld. Schalten Sie dann den Durchfluss bei 0,2 Millilitern pro Minute ein, um die DNA 10 Minuten lang mit doppelsträngigem DNA-Farbstoff zu färben.

Als nächstes verdünnen Sie das mCherry-EWS-FLI1-Protein mit dem Imaging-Puffer in einer Konzentration von 100 Nanomol und 100 Mikrolitern. Laden Sie dann die Proteinprobe mit einer 100-Mikroliter-Glasspritze durch das Ventil und ändern Sie die Durchflussrate auf 0,4 Milliliter pro Minute.

Nachdem Sie den 488-Nanometer-Laser eingeschaltet haben, scannen Sie jede Region vorab, um den DNA-Verteilungszustand zu überprüfen, und wählen Sie die Region aus, in der sich die DNA-Moleküle gleichmäßig verteilen. Stellen Sie dann die Laserleistung für den 488-Nanometer-Laser auf 10 % und für den 561-Nanometer-Laser auf 20 % ein und messen Sie mit dem Leistungsmesser die tatsächliche Laserleistung in der Nähe des Prismas.

Beginnen Sie mit der gleichzeitigen Aufnahme von Bildern im Zwei-Sekunden-Intervall mit 488- und 561-Nanometer-Lasern. Wechseln Sie dann das Ventil vom manuellen Modus in den Injektionsmodus, damit der Bildgebungspuffer die Proteinprobe nach 60 Sekunden in die Durchflusszelle spülen kann.

Um das freie EWS-FLI1 zu entfernen, waschen Sie die Durchflusszelle fünf Minuten lang mit dem Bildgebungspuffer, wobei nur der 561-Nanometer-Laser eingeschaltet ist. Stoppen Sie dann den Fluss und inkubieren Sie 10 Minuten lang bei 37 Grad Celsius.

Schalten Sie nach 10 Minuten den Durchfluss bei 0,4 Millilitern pro Minute ein, damit sich die DNA ausdehnen kann, und nehmen Sie Bilder in Zwei-Sekunden-Intervallen zwischen verschiedenen Bildern auf, um Hochdurchsatzdaten der EWS-FLI1-Kondensatbildung zu erhalten.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026