Analyse von Immunsynapsen zwischen humanen T-Zellen und SEB-beladenen Raji-Zellen mittels bildgebender Durchflusszytometrie

0 Ansichten4:28 Min. • July 8th, 2025

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Nehmen Sie Durchflusszytometrie-Röhrchen mit ungeladenen Raji-Zellen und Staphylococcus aureus-Enterotoxin-B- oder SEB-beladenen Raji-Zellen.

Diese SEB-beladenen Raji-Zellen fungieren als Surrogatantigen-präsentierende B-Zellen, die das Superantigen SEB enthalten, das an MHC-Moleküle der Klasse II komplexiert ist.

Inkubieren Sie mit Pan-Leukozyten.

Die T-Zell-Rezeptoren, TCRs auf T-Zellen, binden an die SEBs auf Raji-Zellen, die zusammen mit co-stimulatorischen Signalen eine stabile Zell-Zell-Verbindung, eine Immunsynapse, etablieren, die zur T-Zell-Aktivierung führt.

Dies löst intrazelluläre Signalwege aus, die eine Umlagerung des Aktin-Zytoskeletts verursachen, wobei sich Signalmoleküle und Oberflächenrezeptoren innerhalb der Synapse ansammeln.

Fixieren Sie die Zellen nach der Inkubation, um ihre Zellstrukturen zu erhalten. Permeabilisieren Sie die Zellen, um intrazelluläre Ziele zu erreichen.

Fügen Sie fluorophormarkierte Anti-CD3-Antikörper, Phalloidin und DAPI hinzu, die an CD3 im TCR-Komplex, an Aktinfilamente bzw. DNA binden.

Visualisieren Sie mit einem bildgebenden Durchflusszytometer Fluoreszenzsignale von CD3 und Aktin, um deren Anreicherung an der Synapse in Gegenwart von SEB zu bestimmen.

Mischen Sie zunächst einen Milliliter frisch entnommenes peripheres Blut des Menschen mit 30 Millilitern ACK-Lysepuffer in einem konischen 50-Milliliter-Röhrchen. Füllen Sie das Röhrchen nach acht Minuten bei Raumtemperatur mit PBS für eine Zentrifugationswäsche und resuspendieren Sie das Pellet in zwei Millilitern Kulturmedium für eine 60-minütige Inkubation bei 37 Grad Celsius.

Am Ende der Inkubation werden 5 x 105 Staphylococcus aureus Enterotoxin B oder SEB beladene oder ungeladene Raji-Zellen in 500 Mikrolitern Kulturmedium in einzelne FACS-Röhrchen gegeben, gefolgt von 650 Mikrolitern Pan-Leukozyten. Schleudern Sie die Co-Kulturen herunter und resuspendieren Sie die Pellets in 150 Mikrolitern frischem Nährmedium für eine 45-minütige Inkubation bei 37 Grad Celsius.

Wirbeln Sie die Zellen dann 10 Sekunden lang bei 100 U/min vorsichtig und fügen Sie 1,5 Milliliter 1,5 % Paraformaldehyd hinzu. Nach 10 Minuten bei Raumtemperatur stoppen Sie die Fixierung mit einem Milliliter PBS, der mit 1 % BSA ergänzt ist, und sammeln Sie die Zellen durch Zentrifugation. Resuspendieren Sie die Pellets in 100 Mikrolitern PBS plus BSA und 0,1 % Saponin und geben Sie die Zellproben in zwei einzelne Vertiefungen einer 96-Well-U-Bodenplatte.

Nach 15 Minuten bei Raumtemperatur zentrifugieren Sie die Platte und resuspendieren Sie die Pellets in 50 Mikrolitern PBS plus BSA und Saponin, die die Fluorophor-konjugierten Antikörper oder Verbindungen von Interesse enthalten, für eine 30-minütige Inkubation im Dunkeln bei Raumtemperatur. Am Ende der Inkubation waschen Sie die Zellen dreimal in 150 Mikrolitern PBS plus BSA und Saponin und resuspendieren Sie die Pellets in 60 Mikrolitern PBS.

Um die Zellen durchflusszytometrisch abzubilden, öffnen Sie die Analysesoftware, überprüfen Sie den Flüssigkeitsstand und klicken Sie im Gerätemenü auf Start. Klicken Sie anschließend auf Laden, und laden Sie die Beispiele in den Port, wenn Sie dazu aufgefordert werden.

Ändern Sie auf der Registerkarte Beleuchtung die Leistung des Anregungslasers auf die entsprechenden Nanometerlängen. Stellen Sie dann die Gates für die Kanäle 4 und 11 und den Bereich für Kanal 1 ein.

Um die Gating- und Laserleistungseinstellungen auszuwerten, schalten Sie im Menü Ansicht auf das entsprechende Gate und passen Sie die Gates und Laserleistungen an, bis die Zellen und Zellpaare sichtbar sind. Definieren Sie dann auf der Registerkarte "Dateierfassung" den Namen der Probe, die Anzahl der aufzunehmenden Bilder sowie das entsprechende Gate für die CD3-Färbung und klicken Sie auf "Erfassen", um die Erfassung zu starten.

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Zuletzt aktualisiert: 22 August 2026