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Nehmen Sie eine Mikroskopschale mit Puffer, die transfizierte, mit Superantigenen behandelte menschliche Endothelzellen enthält, wobei die Superantigene mit MHC-Molekülen der Klasse II komplexiert sind.
Diese künstlichen Antigen-präsentierenden Zellen exprimieren verschiedene fluoreszierende Proteine auf ihren Membranen und im Zytoplasma.
Als nächstes führen Sie T-Lymphozyten ein, die über T-Zell-Rezeptoren mit den Superantigenen auf den Endothelzellen interagieren und eine stabile Zell-Zell-Verbindung, eine immunologische Synapse, bilden.
Dies löst eine Umlagerung des T-Lymphozyten-Zytoskeletts aus, wodurch die Zellausbreitung und die Aktinausdehnung eingeleitet werden, was zur Bildung von Invadosomen-ähnlichen Protrusionen (ILPs) führt, die mit Aktin-, Adhäsions- und Signalmolekülen angereichert sind.
Adhäsionsmoleküle binden spezifische Rezeptoren auf den Endothelzellen und verstärken so die Interaktion.
Die Synapsenbildung aktiviert die T-Lymphozyten-Signalwege, erhöht den intrazellulären Kalziumspiegel und stabilisiert ILPs.
ILPs induzieren eine lokalisierte Membranbiegung in Endothelzellen und bilden transiente Oberflächenringe.
Analysieren Sie unter einem Fluoreszenzmikroskop die Synapsentopologie, die dunkle kreisförmige Zonen fluoreszierender Zytoplasma-Verschiebung in der Endothelzelle umfasst, die mit unterschiedlich fluoreszierenden Membranringen um ILPs kolokalisiert sind, was die immunologische Synapsenbildung bestätigt.
Um ein Live-Image der Zellen zu erstellen, schalten Sie das Mikroskopsystem ein und öffnen Sie die entsprechende Bildaufnahmesoftware. Stellen Sie die entsprechenden Parameter für die automatisierte Mehrkanal-Zeitrafferbildgebung sowie das Intervall für die Aufnahme auf 10 bis 30 Sekunden und eine Gesamtdauer von ca. 20 bis 60 Minuten ein.
Fügen Sie als nächstes frisches Öl zum Ziel hinzu. Montieren Sie eine Mikroskopschüssel mit 0,5 Millilitern Puffer A auf den Heiztischadapter und schalten Sie den zuvor auf 37 Grad Celsius eingestellten Adapter sofort ein. Nach zwei bis drei Minuten Äquilibrierung geben Sie mit einer 20-Mikroliter-Pipette die ruhenden Fura-2-geladenen Lymphozyten in die montierte Mikroskopschalenkammer und schalten die Hellfeldbildgebung ein.
Wählen Sie den Strahlengang zu den Okularen und bringen Sie das Objektiv mit dem groben Fokusknopf in Kontakt mit dem Boden der Mikroskopschale. Verwenden Sie dann das Okular und den Feinfokusknopf, um die T-Zellen am unteren Rand der Schüssel zu lokalisieren, und wählen Sie mit den Reglern für den XY-Tisch ein Feld mit mindestens 10 Zellen aus.
Wenn die entsprechenden Küvetten lokalisiert sind, wechseln Sie vom Hellfeld zur Fluoreszenzlichtquelle und von der Okularabbildung zur CCD-Kamera. Optimieren Sie die Aufnahmeparameter und erfassen Sie dann ruhende Fura2-340- und Fura2-380-Bilder.
Einer der wichtigsten Schritte zur Erzielung erfolgreicher Ergebnisse ist die sorgfältige Optimierung der Fluoreszenzerfassungsparameter, um sicherzustellen, dass ein ausreichendes Signal erfasst wird und im Fall von Fura-2 das Basislinienverhältnis von 340/380 nahe 1 liegt.
Wenn die Fura-2-Belichtungszeiten eingestellt sind, ersetzen Sie die Schale der T-Zellen durch die Mikroskopschale der Endothelzellen. Entfernen Sie das Medium mit einer Einweg-Transferpipette schnell und spülen Sie die Zellen einmal mit 1 Milliliter vorgewärmtem Puffer A, dann ersetzen Sie die Wäsche durch 0,5 Milliliter frischen Puffer A.
Identifizieren Sie mit dem Objektiv Felder, in denen die hell fluoreszierenden Endothelzellen gesund erscheinen, und passen Sie dann die Erfassungsparameter für Membran-YFP und DsRed an, wie gerade für Fura-2 gezeigt, wobei Sie darauf achten, dass die mittlere Fluoreszenzsignalintensität in jedem Kanal zwischen 25 % und 75 % des Dynamikbereichs des Detektors liegt.
Bevor Sie das Experiment zur Bildgebung lebender Zellen durchführen, nehmen Sie mehrere Intervalle von Bildern allein der Endothelzellen auf, um mit der automatisierten Software eine Ausgangsbasis zu erstellen. Führen Sie dann die Spitze einer Pipette mit kleinem Volumen in das Medium nahe der Mitte des Objektivs ein und geben Sie langsam 5 Mikroliter konzentrierter Fura-2-beladener Lymphozyten in die Mitte des Bildgebungsfeldes der Mikroskopschüssel ab.
Wenn sich die Lymphozyten absetzen, nehmen Sie feine Anpassungen am Fokus vor, um sicherzustellen, dass die Grenzflächen zwischen T-Zelle und Endothelzellen in der Brennebene bleiben. Bei den 40x- und 63x-Objektiven sind 10 bis 20 Zellen pro Feld optimal.