Eine Peptid-MHC-I-Tetramer-Färbetechnik zur Analyse von SIV-spezifischen CD8+-Gedächtnis-T-Zellen

0 Ansichten4:25 Min. • July 8th, 2025

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Nehmen Sie mononukleäre Zellen (PBMCs) aus dem peripheren Blut von Nicht-menschlichen Primaten ein, die CD8+-Gedächtnis-T-Zellen gegen das Immundefizienzvirus (SIV) enthalten.

Fügen Sie einen Proteinkinase-Inhibitor hinzu, um die Internalisierung des T-Zell-Rezeptors oder TCR bei nachfolgender Stimulation zu verhindern.

Einführung des Peptid-Haupthistokompatibilitätskomplexes Klasse I oder pMHC-I-Tetramere, fluorophor-konjugierte Komplexe, die aus vier MHC-I-Molekülen bestehen, die an SIV-spezifische Peptide gebunden sind. Diese Peptide binden an TCRs auf der Oberfläche von T-Zellen.

Fügen Sie eine Mischung hinzu, die Fluorophor-konjugierte Antikörper enthält, die an CD8, CD28 und CCR7 binden – Marker, die Gedächtnis-T-Zell-Untergruppen beschreiben – und Antikörper, die Nicht-CD8+-Zellen markieren.

Ein fluoreszierender Viabilitätsfarbstoff markiert tote Zellen.

Fixieren Sie die Zellen. Permeabilisieren Sie sie, um Zugang zu intrazellulären Zielen zu erhalten.

Fügen Sie Fluorophor-konjugierte Antikörper hinzu, die CD3, einen T-Zell-Marker, und intrazelluläres Granzym B, einen aktivierten CD8+ T-Zell-Marker, binden.

Schließen Sie mit Hilfe der Durchflusszytometrie Nicht-CD8+ T-Zellen und tote Zellen aus.

Gate pMHC-I-Tetramer-positive CD8+ T-Zellen zur Charakterisierung verschiedener CD8+ T-Zell-Untergruppen des Gedächtnisses basierend auf den Granzym B-, CD28- und CCR7-Spiegeln.

Beginnen Sie mit der Resuspendierung der Rhesus-PBMCs in R-10-Medium in einer Konzentration von 1,6 mal 10 bis zur siebten Zelle pro Milliliter. Aliquotieren Sie 50 Mikroliter Zellen auf die entsprechende Anzahl von Durchflusszytometrie-Röhrchen und fügen Sie 50 Mikroliter Proteinkinase-Inhibitor zu jedem Röhrchen hinzu. Wirbeln Sie jedes Röhrchen vor und inkubieren Sie die Proben 30 Minuten lang bei 37 Grad Celsius.

Die richtige Menge des titrierten Peptids MHC-Tetramer muss so verdünnt werden, dass alle Versuchsröhrchen gefärbt werden. Daher ist es wichtig, einen Überschuss von 15 % des Mastermixes vorzubereiten, um Pipettierfehler zu vermeiden.

Während die Zellen inkubieren, pelletieren Sie die Proteinaggregate und die Tetramerlösung durch Zentrifugation, um die Hintergrundfärbung zu minimieren. Als nächstes verdünnen Sie die Tetramere in ausreichend Färbepuffer, so dass 25 Mikroliter des Tetramer-Mastermixes in jedes Durchflusszytometrieröhrchen gegeben werden können. Werfen Sie dann die Probenröhrchen vor und inkubieren Sie die PBMC-Tetramerlösungen 45 Minuten lang im Dunkeln bei Raumtemperatur. Am Ende der Inkubation geben Sie 50 Mikroliter Färbe-Mastermix in die entsprechenden Probenröhrchen und mischen Sie die Röhrchen durch Vortexen.

Nach 25 Minuten im Dunkeln bei Raumtemperatur die Zellen mit Waschpuffer waschen, die Zellen durch Zentrifugation pelletieren und den Überstand vorsichtig dekantieren, ohne die Pellets zu stören. Wirbeln Sie die Zellen in den übrig gebliebenen Puffer in jedem Röhrchen und fixieren Sie die Proben mit 250 Mikrolitern 2 % Paraformaldehyd pro Röhrchen. Sofort die Röhren im Dunkeln bei 4 Grad Celsius vortexen und inkubieren. Waschen Sie die Zellen nach 20 Minuten in frischem Waschpuffer, pelletieren Sie die Zellen durch Zentrifugation und dekantieren Sie den Überstand, ohne das Pellet zu stören.

Resuspendieren Sie die Zellen in 500 Mikrolitern Permeabilisierungspuffer, wirbeln Sie sie vor und inkubieren Sie sie 10 Minuten lang bei Raumtemperatur im Dunkeln. Waschen und pelletieren Sie dann die Zellen. Dekantieren Sie dann die Überstände, wie zuvor beschrieben. Fahren Sie mit der Zugabe von 50 Mikrolitern intrazellulärer Flecken-Mastermischung in die entsprechenden Röhrchen fort. Jede Probe vortexen und bei Raumtemperatur im Dunkeln 30 Minuten lang inkubieren. Nachdem die Inkubation abgeschlossen ist, waschen und pelletieren Sie die Zellen. Die Proben sind nun bereit, in einem Durchflusszytometer entnommen zu werden.

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Zuletzt aktualisiert: 22 August 2026