Name: Die Verschont Nerve Injury (SNI) Modell induzierte mechanische Allodynie in Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-08-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 44 s
Description: Lernen Sie das Spared Nerve Injury Modell zur Induktion mechanischer Allodynie in Mäusen. Diese Methode ermöglicht die quantifizierbare Untersuchung neuropathischer Schmerzmechanismen und die Testung neuer Therapien.

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Diese Arbeit wurde von der Lundbeck-Stiftung, die Carlsberg-Stiftung und Dagmar Marshall-Stiftung unterstützt.

1. von Frey Baseline-Messungen vor der Operation Für von Frey Testverfahren finden Sie in Abschnitt 5. 2. Anästhesie / der Zubereitung <ol><li> Anesthetize der Tiere (intraperitoneale Injektion einer Mischung von 100mg/kg Ketamin und 15 mg / kg Xylazin). </li><li> Legen Sie das Tier an einem ruhigen Ort, bis sie vollständig narkotisiert (zB mit einem Papiertuch abgedeckt). </li><li> Überprüfen Reflexe durch Kneifen der Spitze des Schwanzes und der Pfoten mit einer Pinzette. Achten Sie darauf, dass die Tiere nicht mehr reagiert, bevor Sie fortfahren werden. </li><li> Subkutan zu injizieren (zurück Schulterbereich) 0,5 ml isotonischer Kochsalzlösung mit Antibiotika, zB Ampicillin (um Dehydration zu vermeiden und eine Infektion zu verhindern, obwohl dies einem kleinen operativen Eingriff). </li><li> Mit einem elektrischen Rasierer rasieren das Operationsfeld von leicht unterhalb des Knies Bereich der Hüft-Bereich (für Rechtshänder die linke Hinterbein wird empfohlen). </li><li> Bewerben Augensalbe in die Augen mit einem Wattestäbchen. </li><li> Legen Sie das Tier auf seiner rechten Seite und legen Sie den linken Hinterlauf auf einer kleinen Plattform zu halten, erhöht. Sichern Sie das Bein mit Klebeband. </li><li> Desinfizieren Sie das Operationsfeld mit wechselnden scrubs von Ethanol und betadine von OP-Gebiet aus. </li></ol> 3. Chirurgie <ol><li> Suchen Sie die Knie mit dem Daumen der linken Hand und mit einem Skalpell eine App zu machen. 1 cm Schnitt in Längsrichtung proximal des Knies. </li><li> Öffnen Sie die Haut durch stumpfe Präparation mit der Spitze ein Paar sterile Schere. </li><li> Trennen Sie die Muskelschicht durch stumpfe Präparation direkt neben dem deutlich sichtbaren Blutgefäße, die Oberschenkelknochen (Femur) schließen. Wenn es richtig gemacht, wird die Muskelschichten leicht ohne Blutung getrennt und enthüllt die Ischiasnerv rechts unterhalb der Muskeln. Kommt es zu Blutungen zB durch Beschädigung eines Blutgefäßes in der Nähe des Knies, verwenden Sie sterile Watte Knospen oder Stücke Blick auf das Blut aufzufangen. Drücken, bis die Blutung aufhört. </li><li> Platzieren Sie die Maus unter einem Stereomikroskop und vorsichtig die Muskeln mit einem Paar sterile Pinzette (nr. 2), um den Ischiasnerv zu visualisieren. Retraktoren kann auch angewendet werden. </li><li> Identifizieren Sie die Fläche, wo der N. suralis Zweige von den Ischiasnerv. Der N. suralis ist die kleinste der drei Zweige, Verzweigung nach rechts in das linke Bein. </li><li> Bewerben Naht (6-0 Faden) um die beiden anderen Zweige, die noch ausgeführt werden parallel (die Tibia und gemeinsame peroneus), wobei sehr vorsichtig, nicht auf die suralis Zweig berühren. Dies ist ein kritischer Schritt, da der Nervus suralis ist nach links vollkommen intakt sein. </li><li> Machen Sie einen engen chirurgischen Knoten. Wenn der erste Knoten ist eng, wird Kontraktionen des Körpers beobachtet werden. </li><li> Besorgen Sie sich die Nerven unterhalb der Naht mit einer Pinzette (nr. 5) geschnitten werden und schneiden Sie die Nerven ober-und unterhalb einer Pinzette mit einer kleinen Schere. Mit ersten Schnitt oberhalb der Pinzette, zieht der Nerven vermieden wird. </li><li> Cut off Fadenenden mit einem Paar von Mikro-Schere und sanft in der Nähe der Muskelschicht. Geben Sie einen Tropfen von Lidocain auf die Wunde und Naht mit chirurgischen Knoten. </li></ol> 4. Nach der Operation <ol><li> Prüfen Sie, ob Augensalbe noch ausreicht. </li><li> Platzieren Sie die Maus in einem sauberen Käfig unter einem Papiertuch in einer bequemen Haltung. Wenn der Raum kalt ist, legen Sie ein Heizkissen unter einem Teil des Käfigs (nur unter Teil des Käfigs als das Tier sollte in der Lage zu einem kälteren Bereich, wenn sie bevorzugt zu entkommen). </li><li> Stellen Sie sicher, leicht zugänglich Wasser und Futter. </li></ol> 5. von Frey-Tests (baseline, und ab dem Tag nach der Operation) <ol><li> Legen Sie die Maus in roten Kunststoff-Zylinder auf einem Drahtnetz Tabelle 2 Tage und 1 Tag vor der Operation gestellt. Gewöhnen für 15 min in Zylinder vor dem Test. Die rote Farbe der Zylinder hilft den Mäusen zu schnell entspannen, da sie nicht sehen können, sich gegenseitig und sind in einem dunkleren Bereich. </li><li> Stellen Sie sicher, dass die Mäuse ruhig sind und gelten von Frey Filamente an den seitlichen Teil der Pfote: Beginnend mit dem 0,02 g Filament, erste Kraft auf der linken Pfote fünfmal über einen Zeitraum von insgesamt 30 Sekunden (ca. 2 Sekunden pro Reiz) und gauge der Maus die Reaktion nach jeder Anwendung. Wiederholen Sie mit dem gleichen Faden und die linke Pfote eines anderen Mäuse, und dann wieder von vorne anfangen mit der rechten Pfote der ersten Maus, bevor sie zu den nächsten Faden, z. B.: <ul><li> Maus 1: linke Pfote 5 mal mit Filament 0,02 g </li><li> Maus 2: linke Pfote 5 mal mit Filament 0,02 g etc. </li><li> Maus 1: rechte Pfote 5 mal mit Filament 0,02 g </li><li> Maus 2: rechte Pfote 5 mal mit Filament 0,02 g etc. </li><li> Maus 1: linke Pfote 5 mal mit Filament 0,04 g </li><li> Maus 2: linke Pfote 5 mal mit Filament 0,04 g etc. </li></ul></li><li> Response in drei von fünf Reize wird als positive Reaktion angesehen. Filaments oben threshold angewendet, um den Schwellenwert zu überprüfen. Response = plötzliche Pfote Rückzug, plötzlicher Wimper zu zucken, plötzliche Pfote leckt. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/3092/3092fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Von Frey Tests auf C57BL / 6 Mäusen Alter 8-10 Wochen alt wurde durchgeführt, 1 Tag vor der Operation und immer wieder nach der Operation. 4-8 Tiere wurden in jeder Gruppe enthalten. Von Frey Tests auf der operierten Seite ist durch ipsilateral vertreten und die nicht operierte Kontrolle Seite ist durch kontralaterale vertreten. Der Tag nach der Operation die Tiere entwickeln signifikanter Überempfindlichkeit auf der operierten Pfote, während die nicht betrieben wird nur geringfügig beeinträchtigt gegenüber scheinoperierten Mäusen. (* &lt;0,05, ** &lt;0,01, *** &lt;0,001, ipsilateral gegenüber kontralateral).

<ol><li>Costigan, M., Scholz, J., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropathic+pain%3A+a+maladaptive+response+of+the+nervous+system+to+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage.</a> Annu. Rev. Neurosci. 32, 1-32 (2009).</li>
<li>Decosterd, I., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spared+nerve+injury%3A+an+animal+model+of+persistent+peripheral+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain.</a> Pain. 87, 149-158 (2000).</li>
<li>Bourquin, A. -F., Süveges, M., Pertin, M., Gilliar, N., Sardy, S., Davidson, A. C., Spahn, D. R., Decosterd, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+and+analysis+of+mechanical+allodynia-like+behavior+induced+by+spared+nerve+injury+%28SNI%29+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Assessment and analysis of mechanical allodynia-like behavior induced by spared nerve injury (SNI) in the mouse.</a> Pain. 122, 14.e1-14.e14 (2006).</li>
<li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J. Neurosci. Methods. 53, 55-63 (1994).</li>
<li>Bennett, G. J., Xie, Y. -K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+peripheral+mononeuropathy+in+rat+that+produces+disorders+of+pain+sensation+like+those+seen+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man.</a> Pain. 33, 87-107 (1988).</li>
<li>Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+behavioral+model+of+neuropathic+pain+disorders+produced+in+rats+by+partial+sciatic+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury.</a> Pain. 43, 205-218 (1990).</li>
<li>Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+and+sensitive+method+for+measuring+thermal+nociception+in+cutanous+hyperalgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutanous hyperalgesia.</a> Pain. 32, 77-88 (1988).</li>
<li>Erichsen, H. K., Blackburn-Munro, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+characterization+of+the+spared+nerve+injury+model+of+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Pharmacological characterization of the spared nerve injury model of neuropathic pain.</a> Pain. 98, 151-161 (2002).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Kritische Schritte Schäden an der Nervus suralis sollte vermieden werden, um pathologische Veränderungen in den intakten N. suralis nach Verletzungen der Tibia und gemeinsame peroneus zu studieren. Kollateralschäden an der N. suralis kann zu Lähmungen führen und damit sichtbar gemacht werden wie das Ziehen des operierten Hinterbein. Nur der lateralen Seite der Pfote wird durch die verschont suralis innerviert und damit entwickelt sich nur dieser Bereich Neuropathie. Testen anderen Bereichen, durch die durchtrennten Nerven innerviert, kann stark spannen die Auswertung der veränderten mechanischen Schwelle. Mögliche Änderungen Andere Arten von Ligationen können Zusatzprogramme werden in Bezug auf das Studium pathologischer Schmerzzustände folgenden peripheren Nervenverletzung, wie chronische Verengung Verletzungen [5] oder teilweise Nerven Ligation [6]. Jede experimentelle Vorgehen führt zu deutlichen phänotypische Veränderungen, die vor dem postoperativen Tests in Betracht gezogen werden sollte. Darüber hinaus können auch andere sensorische Tests wie thermische Hyperalgesie [7] angewendet werden, obwohl dieser Phänotyp ist weniger robust folgenden SNI. Zukünftige Anwendungen Diese Technik kann für die Prüfung von Medikamenten verändern die Entwicklung oder Wartung von mechanischer Allodynie eingesetzt werden [8]. Die Analyse der Ischiasnerv, damit die Spinalganglien (DRG) und / oder der Lendenwirbelsäule Rückenmark Erforschung der molekularen Mechanismen, die für die induzierte Phänotyp. Tierversuche wurde nach guter Laborpraxis in voller Übereinstimmung mit dem dänischen und europäischen Vorschriften durchgeführt. Alle Experimente wurden von der dänischen Tierversuche Inspectorate unter dem Ministry of Justice (Erlaubnis Nummer 2006/561-1206) zugelassen.

<table border="1"><tbody><tr><td> Anästhesie: Ketamin und Xylazin </td><td> Skalpell </td></tr><tr><td> Augensalbe </td><td> Pinzette nr. 2 </td></tr><tr><td> Trockenrasierer </td><td> Pinzette nr. 5 </td></tr><tr><td> Handschuhe </td><td> Schere für stumpfe </td></tr><tr><td> 70% (v / v) Ethanol </td><td> Micro Schere </td></tr><tr><td> Cotton-Wool-Knospen / Blick </td><td> 6,0 Prolene nicht-resorbierbares Nahtmaterial </td></tr><tr><td> Stereo-Mikroskop </td><td> 2 x Nadelhalter </td></tr><tr><td> Klebeband </td><td> Heizkissen </td></tr><tr><td colspan="2"> von Frey Filamente (0,02 bis 2,0 g für Mäuse) (Stölting) </td></tr></tbody></table>

die verschont nerve injury (sni) modell induzierte mechanische allodynie in mäusen

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

Periphere neuropathische Schmerzen ist eine schwere chronische Schmerzen Bedingung, die von einem Trauma zu sensiblen Nerven in den peripheren Nervensystems führen kann. Das erspart Nervenverletzung (SNI) Modell induziert Symptome der neuropathischen Schmerzen wie mechanische Allodynie, dh Schmerzen durch taktile Reize, die normalerweise nicht provozieren eine schmerzhafte Reaktion [1]. Die SNI Mausmodell handelt Ligation von zwei der drei Zweige der Ischiasnerv (Nervus tibialis und der N. peronaeus), während der N. suralis ist intakt [2]. Die Läsion Ergebnisse in deutlichem Überempfindlichkeit im seitlichen Bereich der Pfote, die durch die verschont suralis innerviert ist. Die nicht operierten Seite der Maus können als Kontrolle verwendet werden. Die Vorteile des SNI-Modell sind die Robustheit der Reaktion, und dass es nicht erforderlich Experte mikrochirurgische Fähigkeiten. Die Schwelle für mechanische Schmerzreaktion wird durch Tests mit von Frey Filamente der zunehmenden Biegekraft, die wiederholt gegen die seitlichen Bereich der Pfote gedrückt werden bestimmt [3], [4]. Eine positive Schmerzreaktion als plötzlich Pfote Rückzug definiert, der Wimper zu zucken und / oder Pfote leckt induziert durch das Filament. Eine positive Reaktion in drei von fünf repetitive Reize als Schmerzgrenze definiert. Wie im Video-Protokoll zeigte, Erfahrung C57BL / 6 Mäusen tiefe Allodynie so früh wie am ersten Tag nach der Operation und Pflege dieser für mehrere Wochen.

Die Verschont Nerve Injury Tiermodell wird hier als ein Maus-Modell von peripheren neuropathischen Schmerzen nach einer partiellen Denervation der Ischiasnerv durch Läsion der Tibia-und N. peronaeus Filialen beschrieben, so dass die verbleibenden Nervus suralis intakt. Verhaltensmodifikation durch mechanische Allodynie wird durch von Frey Filamente quantifiziert.

Die Verschont Nerve Injury (SNI) Modell induzierte mechanische Allodynie in Mäusen

Peripherer neuropathischer Schmerz ist ein schwerwiegender chronischer Schmerzzustand, der aus einer Traumatisierung der sensorischen Nerven im peripheren Nervensystem resultieren kann. Die verschonten ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, ein Mausmodell für neuropathische Schmerzen nach peripherer Nervenverletzung zu etablieren. Dazu wird zunächst die Maus anästhesiert, das Hinterbein in die geeignete Position gebracht und der Nervus ischiadicus freigelegt. Anschließend wird eine definierte Nervenverletzung erzeugt, indem zwei Äste des Nervus ischiadicus vernäht werden, während der dritte Ast intakt bleibt.In diesem Video werden der tibiale und der gemeinsame perineale Nerv genäht und durchtrennt, während der sorel-Nerv geschont wird. Es können jedoch andere Kombinationen nach einer Nervenverletzung angewendet werden. Die Misa wird in einen Zylinderbehälter auf einem Drahtgittertisch platziert und erhält Zeit zur Gewöhnung, bevor die Misa mit dem Von-Fray-Test untersucht wird, der eine quantitative Messung der induzierten mechanischen Allodynie ermöglicht.Die kalibrierten Von-Frey-Filamente werden in aufsteigender Reihenfolge auf den seitlichen Bereich des operierten Pfotes angewendet. Um die mechanische Schwelle am operierten im Vergleich zum nicht operierten Hinterpfote zu erfassen, wird eine schmerzhafte Reaktion definiert als schnelles Zurückziehen des Pfotes, Zucken und/oder Lecken des Pfotes nach Stimulation durch das Filament. Letztendlich kann die Entwicklung einer mechanischen Allodynie im operierten Bein im Vergleich zur nicht operierten Seite veranschaulicht werden, indem die mechanische Schwelle über die Zeit aufgetragen wird, was die Untersuchung verschiedener molekularer Signalwege oder pharmakologischer Behandlungen nach peripherer Nervenverletzung ermöglicht.Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen auf dem Gebiet der peripheren Nervenverletzungen zu beantworten, beispielsweise welche molekularen Signalwege an der Entstehung neuropathischer Schmerzen beteiligt sind. Außerdem können Arzneimittel getestet werden, die darauf abzielen, die Entwicklung von Schmerzen zu verhindern oder Schmerzsymptome zu lindern. Zwei Tage vor der Operation werden die Mäuse in rote Kunststoffzylinder gelegt, die auf einem Drahtgittertisch in einem ruhigen Raum positioniert sind. Die Mäuse werden vor dem Test 15 Minuten lang an die Zylinder gewöhnt. Nach diesen 15 Minuten wird überprüft, ob die Mäuse ruhig sind, und anschließend werden von-Frey-Filamente in aufsteigender Reihenfolge angewandt, beginnend mit dem 0,02-Gramm-Filament. Zunächst wird fünfmal innerhalb von insgesamt 30 Sekunden Kraft auf den seitlichen Bereich des linken Pfotes ausgeübt, und nach jeder Applikation wird die Reaktion der Maus beurteilt. Der Vorgang wird mit demselben Filament und dem linken Fuß der anderen Maus wiederholt. Danach wird erneut begonnen, diesmal mit dem rechten Fuß, bevor mit dem nächsten Filament fortgefahren wird.Eine positive Schmerzreaktion wird definiert als plötzliches Zurückziehen der Pfote, Spreizen der Zehen und/oder übermäßiges Lecken der Pfote, hervorgerufen durch das Filament. Eine positive Reaktion auf drei von fünf wiederholten Reizen wird als Schmerzschwelle definiert. Betäuben Sie die Tiere durch intraperitoneale Injektion eines Gemisches aus Ketamin und Xylazin und stellen Sie die Tiere an einen ruhigen Ort, bis sie vollständig anästhesiert sind. Überprüfen Sie die Reflexe, indem Sie mit einer Pinzette die Schwanzspitze und die Zehe anfassen, und stellen Sie sicher, dass die Tiere nicht reagieren, bevor Sie fortfahren.Injizieren Sie anschließend subkutan 0,5 Milliliter isotonische Kochsalzlösung mit Antibiotika, um eine Austrocknung zu vermeiden und Infektionen vorzubeugen. Benutzen Sie einen elektrischen Rasierer, um das Operationsfeld von leicht unterhalb des Knubereichs bis zum Hüftbereich für Rechtshänder zu rasieren. Für Personen, die mit dem linken Hinterbein arbeiten, kann dies am zweckmäßigsten sein. Tragen Sie Augensalbe mit einem Wattestäbchen auf die Augen auf.Stellen Sie das Tier auf die rechte Seite und legen Sie das linke Hinterbein auf eine kleine Plattform, um es erhöht zu positionieren, und sichern Sie das Bein mit Klebeband. Sobald das Tier positioniert ist, desinfizieren Sie das Operationsfeld durch abwechselndes Abreiben mit Ethanol und Betadine, ausgehend von der Operationsstelle nach außen, und lassen Sie es trocknen. Lokalisieren Sie das Knie mit dem Daumen der linken Hand und führen Sie mit einem Skalpell einen kleinen Längsschnitt proximal zum Knie durch. Öffnen Sie die Haut durch stumpfe Präparation mit der Scherenspritze.Als Nächstes stellen Sie die Maus unter ein Stereomikroskop und lokalisieren das deutlich sichtbare Blutgefäß in der Nähe des Femurs. Trennen Sie dann die MuskelSchicht durch stumpfe Dissektion. Wenn dies korrekt durchgeführt wird, lösen sich die MuskelSchichten leicht ohne Blutung und legen den Nervus ischiadicus frei, der sich direkt unterhalb der Muskeln befindet.Wenn eine Blutung aufgrund einer Schädigung eines benachbarten Blutgefses auftritt, verwenden Sie Wattebäuschchen oder Mullstücke, um das Blut durch Drücken aufzusaugen, bis die Blutung gestoppt ist. Breiten Sie die getrennten Muskelagen vorsichtig mit einer Pinzette Nr. 2 auseinander. Um den Nervus ischiadicus sichtbar zu machen, setzen Sie wenn nötig Retraktoren ein und identifizieren Sie den Bereich, an dem der Nervus suralis vom Nervus ischiadicus abzweigt.Der Nervus suralis ist der kleinste der drei Äste, die im linken Bein nach rechts abzweigen. Bei C57BL/6-Mäusen wird eine 6-0-Naht eng um die beiden anderen Äste gelegt, die weiterhin parallel verlaufen. Dabei ist darauf zu achten, den suralen Ast nicht zu berühren.Fassen Sie die unterhalb der Naht zu durchtrennenden Nerven mit einer Pinzette Nummer fünf und durchtrennen Sie die Nerven anschließend zuerst oberhalb und dann unterhalb der Pinzette mit einer kleinen Schere, um ein Ziehen an den Nerven zu vermeiden. Nachdem die Nerven durchtrennt wurden, schneiden Sie die Enden des Fadens mit einer Schere ab und schließen Sie die Muskelschicht vorsichtig. Ein Nahtreifen ist normalerweise nicht erforderlich.Geben Sie einen Tropfen Lidocain auf die Wunde und nähen Sie mit chirurgischen Knoten. Überprüfen Sie, ob der Augensalbe noch ausreichend ist, und stellen Sie die Maus dann in einen sauberen Käfig mit einem Papiertuch. Stellen Sie leicht zugängliches Wasser und Futter bereit, während die Maus in einer bequemen Haltung liegt.Wenn der Raum kalt ist, platzieren Sie nach einem Tag der postoperativen Erholung eine Heizplatte unter einen Teil des Käfigs und nehmen Sie von-Fray-Messungen sowohl an operierten als auch an sham-operierten Mäusen vor, wie unter der Beschreibung zur Erfassung der Basislinienmessungen beschrieben. Hier werden die Ergebnisse von Von-Frey-Tests an Gruppen von vier bis sechs Mäusen jeweils einen Tag vor der Operation sowie danach täglich über einen Zeitraum von zwei Wochen nach der Operation dargestellt. Am Tag nach der Operation entwickelten die Tiere eine signifikante mechanische Hypersensitivität an der operierten oder ipsilateralen Pfote, während die nicht operierte oder kontralaterale Pfote unbeeinflusst blieb.Die Schwelle auf der kontralateralen Seite ist im Vergleich zu Schein-operierten Mäusen leicht vermindert, was darauf hindeutet, dass eine MI-Allodynie bei den operierten Mäusen in geringerem Ausmaß auftreten könnte. Nachdem Sie dieses Video angesehen haben, sollten Sie gut verstehen, wie man die Äste des S-Nervs bei einer anästhesierten Maus lokalisiert und manipuliert. Der fray-Assay ermöglicht zudem eine quantitative funktionelle Auswertung, um die Reaktion transgener Tiere oder von Wirkstoffen nach einer partiellen peripheren Nervenverletzung zu testen.

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Aufgrund der Einfachheit des chirurgischen Eingriffs und der robusten Verhaltensauffälligkeiten, ist eine chronische Verengung der Ischiasnerv eines der herausragenden Tiermodellen des neuropathischen Schmerzes. Innerhalb von 24 Stunden nach der Operation wird Schmerzen Überempfindlichkeit gegründet und kann quantitativ gemessen werden mit Hilfe eines von Frey Aesthesiometer (mechanische Prüfung) und plantar Analgesie Meter (Thermal-Test).

Chronische Verengung des Ischiasnerv und Schmerzen Überempfindlichkeit Testing in Ratten

Dieses Video demonstriert das Testen der sensorischen Nervenfunktion in einem Mausmodell, indem eine Seite chirurgisch denerviert und die andere als Kontrolle belassen wird. Die Reaktion auf mechanische Stimulation bestätigt die Rolle der sensorischen Nerven.

Testen der sensorischen Nervenfunktion in einem operativ denervierten Mausmodell

Die tibiale Nervendurchtrennung Modell ist ein gut verträgliches, validiert und reproduzierbares Modell der Skelettmuskelatrophie. Das Modell chirurgische Protokoll beschrieben und in C57Black6 Mäusen nachgewiesen.

Tibialisnerv Durchtrennung - ein standardisiertes Modell für Denervation-induzierte Skelettmuskelatrophie in Mice

Neuropathische Schmerzen sind die Folge einer Verletzung oder Erkrankung des somatosensorischen Systems. Die "Manschette Modell" von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen besteht aus der Implantation einer Polyethylen Manschette um den Hauptzweig des Ischiasnervs. Mechanische Allodynie wird mit Hilfe von Frey Filamente getestet.

Der Ischiasnerv cuffing Modell von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Wir präsentieren ein chirurgisches Protokoll, das detailliert beschreibt, wie eine Schnitt- oder Quetschaxotomie am Gesichtsnerv in der Maus durchgeführt wird. Die Axotomie des Gesichtsnervs kann eingesetzt werden, um die physiologische Reaktion auf Nervenverletzungen zu untersuchen und therapeutische Techniken zu testen.

Facial Nerve Axotomie bei Mäusen: Ein Modell zur Motoneuron Reaktion auf eine Verletzung Studieren

Die modifizierte Operation ist eine vereinfachte Methode für das Modell der Nervenverletzung von Mäusen oder Ratten, die nur eine Ligatur und einen Schnitt erfordern, um sowohl den Nervus peroneus als auch den Nervus suralis zu verletzen.

Modifiziertes Modell der Chirurgie der Nervenverletzung bei neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Der mechanische Konfliktvermeidungsassay wird als nichtreflexives Auslesen der Schmerzempfindlichkeit bei Mäusen verwendet, um affektiv-motivationale Reaktionen in einer Vielzahl von Mausschmerzmodellen besser zu verstehen.

Mechanischer Konfliktvermeidungstest zur Messung des Schmerzverhaltens bei Mäusen

Die partielle Ligatur des Ischiasnervs induziert lang anhaltende chronische neuropathische Schmerzen, die durch übertriebene Reaktionen auf thermische und mechanische Reize gekennzeichnet sind. Dieses Mausmodell für neuropathische Schmerzen wird häufig verwendet, um innovative Therapien zur Schmerzbehandlung zu untersuchen. Dieser Artikel beschreibt detailliert das chirurgische Verfahren zur Verbesserung der Standardisierung und Reproduzierbarkeit.

Partielle Ischiasnervligatur: Ein Mausmodell für chronische neuropathische Schmerzen zur Untersuchung der antinozizeptiven Wirkung neuartiger Therapien

Eine chronische Einschnürungsverletzung des distalen Nervus infraorbitalis bei Mäusen führt zu Veränderungen des spontanen Verhaltens (erhöhte Aktivität bei der Gesichtspflege) und des nozifensiven Verhaltens als Reaktion auf taktile Stimulation (Überempfindlichkeit auf von-Frey-Haarstimulation), die Anzeichen von anhaltenden Schmerzen und Allodynie sind und als Modell für trigeminale neuropathische Schmerzen dienen.

Chronische Einschnürungsverletzung des distalen Nervus infraorbitalis (DIoN-CCI) bei Mäusen zur Untersuchung von trigeminalen neuropathischen Schmerzen

Dieses Protokoll stellt ein reproduzierbares Rattenmodell vor, das sensorische Nerven verwendet, um menschliche Neuromschmerzen nachzuahmen und chirurgische Behandlungen zu bewerten, und bietet ein wertvolles Werkzeug für die translationale Neuromforschung.

Neuartiges chirurgisches Nagetiermodell zur Untersuchung von Behandlungsmöglichkeiten für Neuromschmerzen mit gezielter Muskelreinnervation durch den Nervus saphenus

Lernen Sie das Spared Nerve Injury Modell zur Induktion mechanischer Allodynie in Mäusen. Diese Methode ermöglicht die quantifizierbare Untersuchung neuropathischer Schmerzmechanismen und die Testung neuer Therapien.

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