Etablierung einer dreidimensionalen Kultur von Gliazellen aus dem Rattengehirn

0 Ansichten5:42 Min. • July 8th, 2025

Nehmen Sie eine Mikroplatte mit einer adhärenten Kultur von Gliazellen, die aus einem Rattengehirn stammen. Die Kultur enthält Astrozyten, Mikroglia und Oligodendrozyten.

Entfernen Sie das Medium, inkubieren Sie es mit einer Enzymlösung, um die Zellen zu lösen, und geben Sie sie dann in ein Röhrchen.

Zentrifugieren und den Überstand mit Zellresten entfernen. Suspendieren Sie die Zellen in einem warmen Medium.

Trituieren Sie mit einer Spritze, um Zellklumpen aufzubrechen, und filtrieren Sie mit einem Sieb, um eine einzellige Suspension zu erhalten.

Fügen Sie ein photovernetztes Biopolymer, Vernetzungsmittel und extrazelluläre Matrixkomponenten hinzu.

Gießen Sie die Mischung in eine Form, die an einem Deckglas befestigt ist. Setzen Sie die Mischung hochintensivem Licht aus, um eine Vernetzung zu induzieren, ein Gel zu bilden und die Gliazellen einzukapseln.

Entfernen Sie die Form und legen Sie die Deckgläser in eine Mikroplatte. Fügen Sie ein warmes Medium hinzu und inkubieren Sie das Gel unter physiologischen Bedingungen.

Die Zellen vermehren sich innerhalb der unterstützenden extrazellulären Matrix und bilden ein zelluläres Netzwerk, wodurch eine dreidimensionale Kultur von Gliazellen entsteht.

24 Stunden vor der Zellverkapselung aspirieren Sie das Medium aus zweiwöchigen Primärkulturen und geben Sie 1 Milliliter frisches Medium in jede Vertiefung. Bereiten Sie am Tag der Zellverkapselung 12,5 Milliliter verdünntes Trypsin und 25 Milliliter Medium für jede 12-Well-Platte vor und erwärmen Sie es in einem Wasserbad auf 37 Grad Celsius. Verwenden Sie dann eine serologische 10-Milliliter-Pipette, um etwa 1 Milliliter verdünntes Trypsin in jede Vertiefung der 12-Well-Platte zu geben.

20 bis 30 Minuten bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid inkubieren, bis sich die konfluente Zellschicht von der Platte löst. Nach der Inkubation werden die abgelösten Zellen mit einer 1-Milliliter-Pipette entnommen, die als ein einzelnes schwimmendes Stück erscheinen sollten, und in ein konisches 15-Milliliter-Zentrifugenröhrchen überführt. Mit dem entsprechenden Volumen des Mediums verdünnen und bei 200-mal g 2 Minuten bei Raumtemperatur zentrifugieren.

Nach der Zentrifugation wird der Überstand verworfen und das Zellpellet in 10 Millilitern warmem Medium resuspendiert. Zerreiben Sie die Zellen fünfmal mit der Pipette und zentrifugieren Sie dann erneut bei 200 mal g für zwei Minuten. Nach dem Schleudern wird der Überstand dekantiert, die Zellen in 5 Millilitern warmem Medium resuspendiert und in ein konisches 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen überführt.

Anschließend wird die Zelllösung mit einer 10-Milliliter-Spritze und einer 18-Gauge-Nadel dreimal verzerrt und die Suspension durch ein 40-Mikron-Zellsieb in ein neues konisches Zentrifugenröhrchen filtriert. Sammeln Sie als Nächstes 10 Mikroliter Zellsuspension, verdünnen Sie 1 bis 100 in warmem Medium und zählen Sie die Zellen mit einem automatisierten Zellzähler.

Inkubieren Sie die restlichen Zellen in einem 37 Grad Celsius heißen Wasserbad bis zum Verkapselungsschritt. Erwärmen Sie 12,5 Milliliter naives Medium und 12,5 Milliliter konditioniertes Medium für jede Pflanze 12-Well-Platte mit 3D-Hydrogelen. Wiegen Sie dann 7 Milligramm HAMA pro 12-Well-Platte der Pflanze und geben Sie sie auf eine Konzentration von 2 % des Volumens in die steril gefilterte Platte. Die Lösung wird 60 Minuten lang bei 20 Kilohertz beschallt, bis sich das HAMA vollständig aufgelöst hat.

Bereiten Sie während der Beschallung einzelne 10%ige Lösungen von TEA und NVP vor. Bereiten Sie auch eine 1-millimolare Lösung von Eosin in 1-Milliliter-Aliquoten von sterilem PBS vor. Stellen Sie dann für jede 12-Well-Platte eine endgültige 1,4 1,4-Milliliter-Mischung aus 1 x 107 Zellen, 0,5 % HAMA, 20 % basaler Lamina-Mischung in PBS, 0,1 % TEA, 0,1 % NVP und 0,01 Millimolar Eosin Y her.

Nachdem Sie die Lösung vorsichtig gemischt haben, verwenden Sie eine Pipette mit einer 1-Milliliter-Spitze, um 100 Mikroliter in jede PDMS-Form zu dosieren. Setzen Sie die Proben dann in einer geschlossenen Box 5 Minuten lang bei Raumtemperatur einem hochintensiven grünen LED-Licht aus.

Die fünfminütige grüne LED-Belichtung ist essentiell, um das 3D-Gel zu bilden. Die rote Farbe, die durch das Eosin Y eingeführt wird, wird transparent und zeigt das Ende der Reaktion an.

Geben Sie als Nächstes 1 Milliliter warmes, konditioniertes Medium in jede Vertiefung einer 12-Well-Platte. Fassen Sie jedes Deckglas zwischen Daumen und Zeigefinger an und ziehen Sie mit einer gebogenen Pinzette langsam die PDMS-Form ab, ohne das Gel zu verdrängen. Stellen Sie die Form in eine Vertiefung mit konditioniertem Medium.

Das Entfernen des Schimmels ist der schwierigste Schritt. Es sollte mit größter Sorgfalt durchgeführt werden, um ein Lösen des Gels und einen Bruch des Deckglases zu verhindern. Dies kann Übung erfordern.

Nachdem alle Formen in die Vertiefungen der Platte übertragen wurden, fügen Sie zusätzlich 1 Milliliter warmes DMEM/F12-Medium zu jeder Vertiefung hinzu. Inkubieren Sie die Platten zwei Wochen lang bei 37 Grad Celsius mit 5 % Kohlendioxid, bevor Sie die Bildgebung aufnehmen.

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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026