$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Nehmen wir Embryoidkörper oder EBs, die aus menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen gewonnen werden. Diese EBs setzen sich aus drei Keimblättern zusammen.
Die EBs werden in eine matrixbeschichtete Kulturschale mit einem geeigneten Medium überführt und inkubiert.
Die Matrix ermöglicht es, dass die EBs an der Kulturschale befestigt werden können.
Die Wachstumsfaktoren und Nährstoffe im Medium erleichtern es den ektodermalen Zellen der EBs, neuroepitheliale Aggregate zu bilden, die in einem kreisförmigen Muster angeordnet sind, das als Rosette bezeichnet wird.
Die Rosettenfragmente abschneiden und von der Form lösen.
Sammle die Fragmente und drehe sie nach unten.
Entsorgen Sie den Überstand und suspendieren Sie die Fragmente erneut.
Bewegen Sie die Fragmente mit einer Pipette auf und ab, um sie zu dissoziieren.
Geben Sie die gewünschte Anzahl von Zellen in eine matrixbeschichtete Well-Platte, die ein Differenzierungsmedium enthält.
Die Bestandteile des Differenzierungsmediums erleichtern es den Neuroepithelzellen, sich in voll funktionsfähige Neuronal- und Gliazellen, die primären Zellen des Nervensystems, zu verwandeln.
Am zweiten Tag aspirieren Sie die Standard-Matrix-Beschichtungslösung aus einer zuvor vorbereiteten 60-Milliliter-Schale und geben Sie 5 Milliliter vollständiges neuroepitheliales Induktionsmedium (NRI) in die Schale. Unter dem stereoskopischen Mikroskop bei 4-facher Vergrößerung und mit einer 200-Mikroliter-Pipette werden etwa 50 schwebende Embryoidkörper gesammelt und in eine beschichtete Schale übertragen. Dann inkubieren Sie die Schale bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid.
Am nächsten Tag, dem dritten Tag des Differenzierungsverfahrens, überprüfen Sie die Schale unter dem Mikroskop bei 10-facher Vergrößerung, um sicherzustellen, dass die Embryoidkörper alle befestigt sind. Führen Sie dann vorsichtig einen vollständigen Mediumwechsel mit vollständigem NRI-Medium durch. Wechseln Sie das NRI-Medium jeden zweiten Tag bis zum siebten Tag, an dem rosettenartige neuroepitheliale Aggregate sichtbar sein sollten.
Beschichten Sie am siebten Tag eine 96-Well-Platte, indem Sie 100 Mikroliter der in Kulturmedium verdünnten Standardmatrix in jede Vertiefung pipettieren. Schneiden Sie am achten Tag die rosettenartigen Aggregate unter einem stereoskopischen Mikroskop bei 10-facher Vergrößerung unter sterilen Bedingungen in Fragmente.
Beachten Sie, dass sich die Rosetten bei Berührung mit der Nadel leicht von der Schale lösen. In diesem Fall wird die abgelöste Rosette mit der Nadelspitze teilweise zerkleinert. Wenn die Rosetten teilweise befestigt bleiben, verwenden Sie eine 200-Mikroliter-Pipette, um das Ablösen der Rosettenfragmente abzuschließen.
Rosettenstecklinge erfordern gutes handwerkliches Geschick und Präzision, um das Schneiden von nicht-neuroektodermalen Derivaten zu vermeiden.
Sammeln Sie dann die Rosettenfragmente und ihr Medium in einem konischen 15-Milliliter-Röhrchen. Spülen Sie die Schale mit 2 Millilitern NRI-Medium aus, um alle Fragmente zu entfernen. Dann die Rosettenfragmente ein bis zwei Minuten lang mit dem 112-fachen g eindrehen.
Nach dem Aspirieren des Überstands das Pellet in 1 Milliliter vorgewärmtem 1x DPBS ohne Calcium und Magnesium vorsichtig resuspendieren. Pipettieren Sie die Rosettenfragmente vorsichtig auf und ab, um sie teilweise zu dissoziieren. Fügen Sie dann 4 Milliliter vollständiges NRI-Medium hinzu und zählen Sie die Zellen mit Trypanblau und einem automatisierten Zellzähler.
Als nächstes aspirieren Sie die Standard-Matrix-Beschichtungslösung von der 96-Well-Platte und lagern die Zellen mit einer Dichte von etwa 15.000 Zellen pro Quadratzentimeter in NRI-Medium in die Wells ab. Inkubieren Sie die Platte über Nacht bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid. Führen Sie an Tag 10 einen vollständigen Mediumwechsel mit vollständigem neuronalem Differenzierungsmedium durch.