$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Kultivieren Sie immortalisierte multipotente otische Vorläuferzellen (iMOP) in Medien.
Wachstumsfaktoren in den Medien erleichtern die Proliferation von iMOPs und die Koloniebildung, wodurch Otosphären entstehen.
Sammeln Sie die Otosphären und lassen Sie sie durch die Schwerkraft absetzen.
Entfernen Sie die Medien und fügen Sie Differenzierungsmedien hinzu, denen Wachstumsfaktoren fehlen. Plattieren Sie die Otosphären.
Das Fehlen von Wachstumsfaktoren initiiert die iMOP-Differenzierung in sensorische Epithelzellen.
Sammeln Sie die differenzierten Otosphären und lassen Sie sie sich absetzen.
Entfernen Sie das Medium und fügen Sie ein Fixiermittel hinzu, um die Zellmorphologie zu erhalten.
Fügen Sie anschließend ein Reinigungsmittel hinzu, um die Zell- und Kernmembranen zu permeabilisieren.
Fügen Sie einen Blockierungspuffer hinzu, um eine unspezifische Antikörperbindung zu verhindern.
Einführung von Primärantikörpern, die auf einen bestimmten Differenzierungsmarker abzielen.
Fügen Sie fluorophorkonjugierte Sekundärantikörper hinzu, die auf die primären Antikörper abzielen, fluoreszenzmarkiertes Phalloidin zur Färbung von Aktin und einen DNA-bindenden Farbstoff zur Färbung der Zellkerne.
Montieren Sie die Otosphären.
Visualisieren Sie mit Hilfe der Fluoreszenzmikroskopie die Färbung, um die iMOP-Differenzierung zu bestätigen.
Drei Tage nach dem Plattieren verwenden Sie die Schwerkraftsedimentation, um Otosphären zu sammeln, wie zuvor gezeigt. Fahren Sie mit der Aspiration des Überstands fort und resuspendieren Sie die Zellen vorsichtig in 2 Millilitern sensorischem epithelialem Differenzierungsmedium. Verwenden Sie dann eine 10-Milliliter-Pipette mit großem Durchgang, um die Otosphären in eine neue 60-Millimeter-Schale zu übertragen. Differenzieren Sie die Otosphären 10 Tage lang und fügen Sie der Kultur jeden zweiten Tag 2 Milliliter frisches Differenzierungsmedium hinzu.
Anschließend werden die Otosphären erneut durch Schwerkraft und Sedimentation geerntet und das verbrauchte Medium abgesaugt. Als nächstes fixieren Sie die Otosphären in 4% Paraformaldehyd in 1X PBS für 15 Minuten bei Raumtemperatur. Entfernen Sie dann die Formaldehydlösung und waschen Sie die Zellen in 1X PBS mit 0,1% Triton X-100. Fahren Sie fort, indem Sie die Otosphären in 1X PBS blockieren, ergänzt mit 10% Ziegenserum und 0,1% Triton X-100.
Ersetzen Sie nach einer Stunde den Blockierungspuffer durch einen Puffer, der die entsprechende Verdünnung von Cdkn1b- oder Cdh1-Antikörpern enthält. Inkubieren Sie dann die Zellen über Nacht bei 4 Grad Celsius in Primärantikörpern und setzen Sie am nächsten Tag die Immunfärbung mit fluoreszenzmarkierten Sekundärantikörpern, Phalloidin und Hoechst fort, wie an anderer Stelle beschrieben.
Zur Vorbereitung der Bildgebung legen Sie das Eindeckmedium auf einen Objektträger und führen Sie dann die gefärbten Otosphären in das Medium ein. Legen Sie anschließend ein Deckglas auf die Probe. Nachdem Sie das Eindeckmedium über Nacht bei 4 Grad Celsius trocknen gelassen haben, legen Sie den Objektträger auf den Tisch eines inversen Mikroskops, das mit einer 16-Bit-CCD-Kamera ausgestattet ist. Mit dem 20X 0,75 Luftobjektiv können Sie Epifluoreszenzbilder aufnehmen, indem Sie Daten aus den blauen, grünen, roten und infraroten Kanälen sammeln.