Optogenetische Stimulation und elektrophysiologische Aufzeichnung synaptischer Ereignisse in Hirnschnitten von Ratten

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Neurowissenschaften

0 Ansichten • 3:18 Min. • July 8th, 2025

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Beginnen Sie mit einem Rattenhirnschnitt, der die Zielneuronenregion enthält, die mit einem lichtempfindlichen Axon aus einer anderen Gehirnregion verbunden ist.

Platzieren Sie die Slice in der untergetauchten Aufnahmekammer und sichern Sie sie mit einem Scheibenanker.

Lokalisieren Sie unter einem Mikroskop die gewünschte Schicht und identifizieren Sie das pyramidale Zielneuron.

Heben Sie das Mikroskopobjektiv an, um einen Meniskus mit der Schnittoberfläche zu erzeugen.

Senken Sie eine mit intrazellulärer Aufzeichnungslösung gefüllte Glasmikropipette in diesen Meniskus ab.

Berühren Sie die identifizierte Pyramidenzelle mit der Pipettenspitze, um eine Vertiefung in der Membran zu erzeugen.

Saugen Sie, um eine Dichtung zu bilden.

Erhöhen Sie die Saugleistung, bis die Membran reißt, wodurch eine Ganzzellenkonfiguration entsteht.

Wenden Sie mit einer montierten Lichtquelle Lichtimpulse an die Scheibe an.

Diese Lichtimpulse lösen ein Aktionspotential im lichtempfindlichen Axon aus, das Neurotransmitter am synaptischen Spalt freisetzt.

Zeichnen Sie die Reaktionen des pyramidalen Neurons auf diese Freisetzungen auf, um die synaptische Effizienz zu analysieren.

Zur Identifizierung der Zielzelle platzieren Sie die Scheibe in der Aufnahmekammer und immobilisieren sie mit einem Schichtanker. Navigieren Sie bei geringer Vergrößerung mit Infrarotbeleuchtung zur LEC-Schicht 5. Wechseln Sie dann zum Wasserimmersionsobjektiv mit hoher Vergrößerung und identifizieren Sie die pyramidalen Neuronen.

Markieren Sie die Position der Zelle auf dem Monitor mit Klebeband. Um eine Ganzzell-Patch-Klemme zu formen, stellen Sie als Nächstes eine Mikropipette aus Borosilikatglas her und füllen Sie sie mit intrazellulärer Aufzeichnungslösung. Legen Sie die gefüllte Mikropipette in den Elektrodenhalter und üben Sie Überdruck aus, indem Sie kräftig in ein Mundstück blasen, das mit dem seitlichen Anschluss des Elektrodenhalters verbunden ist.

Heben Sie das Mikroskopobjektiv so an, dass sich ein Meniskus bildet, und führen Sie die Elektrode in den Meniskus ein, bis sie auf dem Mikroskop zu sehen ist. Öffnen Sie das Dichtungstestfenster, und bestimmen Sie, ob der Pipettenwiderstand drei bis fünf Megaohm beträgt. Berühren Sie dann die identifizierte Zelle mit einer Pipettenspitze, was zu einer Vertiefung in der Zellmembran führt.

Üben Sie anschließend Unterdruck durch Saugen am Mundstück aus, um den Pipettenwiderstand zu erhöhen. Üben Sie weiterhin allmählich Unterdruck aus, bis die Zellmembran reißt, was zu Kapazitätstransienten der gesamten Zelle führt. Um in die Stromzangenkonfiguration zu gelangen, verwenden Sie eine montierte LED, die mit Filterwürfeln und entsprechender Optik in den Strahlengang des Mikroskops gerichtet ist, und legen Sie über das 40x-Objektiv Lichtimpulse auf die Scheibe an. Liefern Sie Züge mit mehreren Lichtpulsen bei 5 Hertz, 10 Hertz und 20 Hertz, um die präsynaptischen Freisetzungseigenschaften zu untersuchen.

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Zuletzt aktualisiert: 1 August 2026