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Beginne mit einer Suspension von Hefezellen, die Proteine überexprimieren, die mit neurodegenerativen Erkrankungen in Verbindung gebracht werden.
Dieses überexprimierte Protein ist verantwortlich für Modifikationen in den DNA-verpackenden Proteinen oder Histonen mit chemischen Anteilen.
Natriumhydroxid und Beta-Mercaptoethanol hinzufügen und dann auf Eis inkubieren.
Natriumhydroxid und Beta-Mercaptoethanol lysieren die Zellen und setzen die intrazellulären Proteine, einschließlich Histone, frei.
Zentrifugen Sie das Lysat, um die Proteine zu sammeln. Entsorgen Sie den Überstand.
Füge dem Proteinpellet einen Ladefarbstoff hinzu und erhitze es, um es zu denaturieren.
Laden Sie diese denaturierten Proteine und einen Proteinmarker auf das Gel und die Elektrophorese, um sie nach Größe zu trennen.
Übertragen Sie die Proteine elektroauf eine Membran, waschen Sie sie und fügen Sie einen Blockierungspuffer hinzu, um unspezifische Bindungen zu verhindern.
Fügt primäre Antikörper hinzu, die spezifisch an modifizierte Histone binden.
Waschen, um ungebundene Antikörper zu entfernen und mit fluoreszierenden Sekundärantikörpern zu inkubieren, die an die primären Antikörper binden.
Eine ausgeprägte Fluoreszenzbande bestätigt Histonmodifikationen, was auf eine Überexpression neurodegenerativer Proteine hinweist.
Um die Zellen für die Western-Blot-Analyse zu lysieren, tauen die Hefezellpellets auf Eis auf, bevor sie in 100 Mikrolitern destilliertem Wasser resuspendiert werden. Geben Sie 300 Mikroliter 0,2 molares Natriumhydroxid und 20 Mikroliter 2-Mercaptoethanol zu jeder Zellprobe. Und resuspendieren Sie die Pellets durch Pipettieren.
Nach einer 10-minütigen Inkubation auf Eis pelletieren Sie die Zellen durch Zentrifugation und resuspendieren Sie die Proben in 100 Mikrolitern Ladefarbstoff. Anschließend kochen Sie die Proben 10 Minuten lang auf einem Heizblock. Während die Proben lysiert werden, geben Sie zwei Gele in einen Gelhalter und füllen Sie die innere Kammer bis zum Rand mit Laufpuffer und die äußere Kammer bis zur Markierung der Zwei-Gel-Linie.
Wenn die Proben fertig sind, laden Sie 15 Mikroliter pro Zelllyselösung in jede Vertiefung des 10-Well-Gels mit 12 % Polyacrylamid und geben Sie 5 Mikroliter Proteinleiter in die Vertiefung der Proteinleiterbahn. Lassen Sie das Gel etwa 45 Minuten lang bei 150 Volt laufen oder bis die Ladefarbfront den Boden des Gels erreicht.
Während das Gel läuft, tränken Sie zwei Faserpads pro Gel in Transferpuffer und eine Polyvinylidenfluorid- oder PVDF-Membran pro Gel in Methanol. Wenn das Gel fertig ist, spülen Sie die Membran ab und übertragen Sie den Puffer. Und legen Sie ein vorgetränktes Faserpad auf den Boden einer halbtrockenen Transfergerätezelle, gefolgt von der PVDF-Membran, dem Gel und dem zweiten vorgetränkten Faserpad.
Stellen Sie dann die Leistung für 1 Stunde auf 150 Milliampere ein. Entfernen Sie am Ende des Proteintransfers die Membran von der Transfervorrichtung und spülen Sie sie kurz mit destilliertem Wasser ab. Legen Sie das gespülte Membranprotein mit der Seite nach oben in eine kleine Färbebox und bedecken Sie die Membran mit Tris-gepufferter Kochsalzlösung oder TBS-Blockierungspuffer für eine 1-stündige Inkubation bei Raumtemperatur unter leichtem Schaukeln.
Am Ende der Blockinkubation wird die Membran über Nacht mit einem Anti-Hefe-Histon und einem modifikationsspezifischen Antikörper in TBS bei 4 Grad Celsius und einem geeigneten Antikörper zur Kontrolle der Kernbelastung inkubiert.
Waschen Sie die Membran am nächsten Morgen viermal in TBS, ergänzt mit 0,1 % Polysorbat 20 für fünf Minuten unter Schaukeln bei Raumtemperatur pro Waschgang. Nach dem letzten Waschen inkubieren Sie den Blot mit den entsprechenden Sekundärantikörpern 1 Stunde lang bei Raumtemperatur, gefolgt von vier 5-minütigen Waschgängen in TBST und einer fünfminütigen Wäsche in TBS allein mit Schaukeln.
Bilden Sie dann den Blot 2 Minuten lang auf einem fluoreszierenden Western-Blot-Bildgebungssystem ab.