$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Nehmen Sie einen chemisch fixierten Schnitt des Gehirns einer Maus.
Fügen Sie ein Hybridisierungsgemisch hinzu, das ein Permeabilisierungsmittel und RNA-Sonden enthält, die mit FITC oder DIG markiert sind.
Inkubieren, um die Zellpermeabilisierung und den Sondeneintritt zu ermöglichen.
Die Sonden binden an komplementäre Sequenzen auf MBP-mRNA, einem Referenzmarker, der ubiquitär in Oligodendrozyten exprimiert wird, oder ASPA-mRNA, dem Ziel.
Waschen, um ungebundene Sonden zu entfernen.
Fügen Sie einen Blockierungspuffer hinzu, um eine unspezifische Antikörperbindung zu verhindern.
Einführung von HRP-konjugierten Anti-FITC-Antikörpern, die auf die FITC-markierte Sonde abzielen.
Waschen, dann FITC-Tyramid hinzufügen.
HRP oxidiert FITC-Tyramid in eine hochreaktive Form, die an nahe gelegene Proteine bindet und das Fluoreszenzsignal verstärkt.
Waschen Sie den Blockierungspuffer und führen Sie ihn wieder ein.
Fügen Sie alkalische Phosphatase-konjugierte Anti-DIG-Antikörper hinzu, die auf die DIG-markierte Sonde abzielen.
Waschen und tragen Sie die Fast Red-Lösung auf.
Die alkalische Phosphatase dephosphoryliert Fast Red und erzeugt einen fluoreszierenden Niederschlag.
Visualisieren Sie unter einem Fluoreszenzmikroskop.
Die Kolokalisation von Mpp- und ASPA-Signalen deutet auf die ASPA-Expression in Oligodendrozyten hin.
Die beiden Sonden in Hybridisierungspuffer verdünnen, auf 65 Grad Celsius vorgewärmt und gut mischen. Tragen Sie 300 Mikroliter Hybridisierungsmischung auf jeden Objektträger auf und bedecken Sie sie mit einem im Ofen gebackenen Deckglas. Anschließend werden die Objektträger über Nacht bei 65 Grad Celsius in einer befeuchteten Kammer inkubiert.
Füllen Sie die Objektträger am nächsten Tag in ein Coplin-Glas mit vorgewärmtem Waschpuffer und waschen Sie die Objektträger 30 Minuten lang, zweimal bei 65 Grad Celsius. Waschen Sie die Objektträger danach dreimal 10 Minuten lang mit MABT Waschlösung bei Raumtemperatur.
Zeichnen Sie in diesem Schritt mit einem hydrophoben Stift Kreise um die Gewebeschnitte. Anschließend werden die Objektträger eine Stunde lang bei Raumtemperatur mit ISH-Blockierungspuffer in einer befeuchteten Kammer inkubiert. Als nächstes inkubieren Sie die Objektträger über Nacht bei 4 Grad Celsius mit einem Meerrettichperoxidase-konjugierten Anti-FITC-Antikörper.
Legen Sie dann die Objektträger in ein Coplin-Glas, das PBST enthält. Waschen Sie sie dreimal für jeweils 10 Minuten in PBST und ersetzen Sie sie jedes Mal durch frisches PBST. Fügen Sie anschließend fluoreszierendes Tyramid zu den Objektträgern hinzu und lassen Sie sie 10 Minuten bei Raumtemperatur stehen. Geben Sie die Objektträger in ein Coplin-Glas und waschen Sie sie dreimal 10 Minuten lang in PBST.
Anschließend werden die Objektträger eine Stunde lang bei Raumtemperatur mit ISH-Blockierungspuffer inkubiert. Inkubieren Sie die Objektträger dann über Nacht bei 4 Grad Celsius mit einem alkalischen Phosphatase-konjugierten Anti-DIG-Antikörper. Danach waschen Sie sie dreimal für jeweils 10 Minuten mit MABT. Waschen Sie die Objektträger anschließend zweimal mit 0,1 molaren Tris-HCL bei pH 8,2 für fünf Minuten bei Raumtemperatur.
Die schnelle rote Lösung filtrieren und die Objektträger bei 37 Grad Celsius mit schneller roter Lösung in einer befeuchteten Kammer inkubieren. Da die Zeit für eine optimale Entwicklung variiert, sollten Sie die Objektträger regelmäßig mit einem Fluoreszenzmikroskop überprüfen, um die Bildung von Niederschlag zu überwachen. Waschen Sie sie dann dreimal jeweils 10 Minuten lang mit PBST.