Abbildung der intrazellulären ATP-Dynamik mit FRET-basierten Sensoren in einem organotypischen Hippocampus-Schnitt der Maus

0 Ansichten3:40 Min. • April 28th, 2025

Sichern Sie eine organotypische Maus-Hippocampus-Scheibe in einer experimentellen Kammer.

Die Scheibe enthält transduzierte Neuronen und Astrozyten, die einen ATP-Sensor mit fluoreszierenden Donor- und Akzeptorproteinen exprimieren.

Setze die Kammer auf einen Fluoreszenzmikroskoptisch und durchdringe sie mit sauerstoffreichem ACSF.

Erlauben Sie dem Slice, sich an die gepufferten Bedingungen anzupassen.

Fokussieren Sie mit Transmissionslicht das Slice und identifizieren Sie den Interessenbereich.

Wechseln Sie in den Fluoreszenzmodus und regen Sie das fluoreszierende Donorprotein an, um die Fluoreszenzemission zu initiieren.

Nach der ATP-Bindung erfährt der Sensor Konformationsänderungen, die einen fluoreszenzbasierten Energietransfer vom Donor zum Akzeptor ermöglichen, der Fluoreszenz bei einer längeren Wellenlänge emittiert.

Verwenden Sie einen dichroitischen Spiegel und Bandpassfilter, um Donor- und Akzeptoremissionen zu isolieren und zu trennen.

Wählen Sie einen Bereich ohne Fluoreszenz für die Hintergrundsubtraktion. Identifizieren Sie dann die Zielzellen und zeichnen Sie ihre Fluoreszenz im Zeitverlauf auf.

Berechnen Sie das FRET-Verhältnis, um den intrazellulären ATP-Spiegel in Echtzeit zu überwachen.

Bereiten Sie experimentelle ACSF vor und erhalten Sie einen pH-Wert von 7,4, indem Sie es mindestens 30 Minuten lang mit 95 % Sauerstoff und 5 % Kohlendioxid durch einen eingeführten Schlauch sprudeln, der mit der Carbogen-Versorgung verbunden ist. Halten Sie die Kochsalzlösung während des gesamten Experiments blasig. Schalten Sie dann die Leuchtstoffröhre des Monochromators ein.

Überführen Sie die organotypische Schnittkultur in die Versuchskammer. Platzieren Sie ein Gitter auf der organotypischen Schnittkultur, wobei der Rahmen nach unten die Kultur nicht berührt und die Fäden nach oben, wodurch die Membran berührt wird. Stellen Sie die Kammer auf den Mikroskoptisch und verbinden Sie sie mit dem Perfusionssystem.

Schalten Sie die Schlauchpumpe mit einer Durchflussmenge von 1,5 bis 2,5 Millilitern pro Minute ein. Stellen Sie sicher, dass das Perfusionssystem nicht undicht ist. Bringen Sie die kultivierte Scheibe mit Hilfe von Transmissionslicht in den Fokus und identifizieren Sie den Bereich, in dem Experimente durchgeführt werden sollen.

Warten Sie vor Beginn der bildgebenden Experimente mindestens 15 Minuten, damit sich die Schnitte an die Salzbedingungen anpassen können. Schalten Sie dann die Kamera und die Imaging-Software ein. Stimulieren Sie das fluoreszierende Donorprotein bei 435 Nanometern. Stellen Sie die Belichtungszeit auf 40 bis 90 Millisekunden ein.

Setzen Sie dann den dichroitischen Spiegel und die Filter in die Strahlteilereinheit ein. Teilen Sie die Fluoreszenzemission bei 500 Nanometern mit einem Emissionsbildsplitter auf und verwenden Sie Bandpassfilter bei 482 plus oder minus 16 und 542 plus oder minus 13,5 Nanometer, um die Donor- und Akzeptorfluoreszenz weiter zu isolieren.

Wählen Sie einen interessierenden Bereich aus, der anscheinend frei von zellulärer Fluoreszenz für die Hintergrundsubtraktion ist. Kreisen Sie einzelne Strukturen von markiertem Gewebe im Bild auf dem Bildschirm ein, um ROIs zu erzielen. Legen Sie die Häufigkeit der Bildaufnahme in der Gesamtaufnahmezeit fest. Für Experimente, die länger als 30 Minuten dauern, wird eine Erfassungsfrequenz von 0,2 bis 0,5 Hertz empfohlen, um Phototoxizität zu verhindern. Starten Sie anschließend die Aufnahme.

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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026