Name: Konzentration der Metabolite von Low-Density-Planktonic Gemeinschaften für Umweltforschung Metabolomics mit Kernresonanzspektroskopie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 47 s
Description: Erfahren Sie eine Filtrationsmethode zur Konzentration und Extraktion von Metaboliten aus planktonischen Mikrobengemeinschaften für die Umweltmetabolomik mittels Kernresonanzspektroskopie.

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Diese Arbeit wurde zum Teil durch Grant-in-Aid for Scientific Research für die Anfechtung der exploratorischen Forschung (JK), und der wissenschaftlichen Forschung (A) (JK und SM) aus dem Ministerium für Bildung, Kultur, Sport, Science, and Technology, Japan . Ein RIKEN FPR Gemeinschaft (RCE) lieferten zusätzliche Unterstützung. Die Autoren bedanken sich für Drs. Eisuke Chikayama, Yasuyo Sekiyama und Mami Okamoto, um technische Unterstützung bei den NMR-und statistische Analysen.

1. Filter Vorbereitung auf Extrahierbare entfernen <ol><li> Verwendung von 25 mm Durchmesser 0,22 um Porengröße Durapore PVDF hydrophilen Filter (Millipore). Die Filter sollten in einem sauberen 500 ml-Pyrex-Becherglas mit einer Pinzette. Vorspülen dreimal mit destilliertem Wasser. Swirl gut wie Sie, um die Filter aus aneinander kleben zu verhindern spülen. Dann werden 300 ml Milli-Q (Millipore) oder eine gleichwertige hochwertiges Wasser. Autoklav um die vollständige Entfernung der extrahierbaren von den Filtern zu erleichtern. </li><li> Abgießen, Milli-Q und dreifach wieder spülen Sie die Filter, diesmal mit Milli-Q. Mit einer Pinzette Ort individuelle Filter auf einem sauberen und trockenen Oberfläche (z. B. Alufolie) und entweder trocken zu einem vernünftigen Temperatur (zB 37 ° C) oder an der Luft trocknen. Die Filter sind nun einsatzbereit. </li></ol> 2. Filtration des Probenmaterials <ol><li> Zur Demonstration dieses Protokolls kann ein Millipore Edelstahl 3-Platz-Filter Verteiler mit 25-mm-Filter Mikroanalyse Säulen mit Glas unterstütztund eine mechanische Pumpe verwendet werden. Unter aseptischen Bedingungen legen Sie eine einzelne 25-mm-Filter auf dem Filter Säulenfuß, wenden Sie die Spalte und spannen zusammen. </li><li> Last 15 ml der Probe auf die Säule, öffnen Sie die Stop-Ventil auf dem Filter vielfältig, und schalten Sie die Pumpe. Filtern sie unter leichtem Druck auf dem Aufbrechen der Zellen (&lt;5 kPa) zu minimieren. Andere Pumpen, wie Hand oder einer peristaltischen Pumpe kann zu diesem Protokoll angepasst werden. Für geringere Dichte Proben, aufeinanderfolgende Zugaben von Wasser kann es erforderlich sein, lassen Sie sich nicht die Filter gehen über einen längeren Zeitraum zwischen den Zugaben von Wasser trocken. </li><li> Für marine Proben, nachdem Sie Ihre Probe gefiltert haben, können Sie eine optionale Süßwasser spülen, um das restliche paramagnetischen Ionen in Ihrer Probe und auf dem Filter zu reduzieren. Dies kann mit präziser Abstimmung der Magnet des Spektrometers zu helfen. Einfach sanft fügen Sie eine kleine Menge Wasser und filtriert durch Ihre gesammelten Probe am Ende. </li><li> Nach Filterung beendet ist, schalten Sie die Pumpe, und lassen Sie das Ventil OPEn, so gibt es immer noch Unterdruck unter dem Filter. Entfernen Sie die Klammer und Filter-Spalte. </li><li> Mit der einen Hand, verwenden Sie saubere Pinzette Halt des Filters zu nehmen. Falten Sie den Filter über sich selbst, aber nicht knittert. Mit der anderen Hand mit der Lippe einer sterilen 2-ml Zentrifugenröhrchen Halten Sie die Filter. Lassen Sie die Pinzette verwenden Sie sie dann wieder greifen Sie beide Kanten des Filters. Regrip in einem 45 ° Winkel in den Schoß. </li><li> Setzen Sie den Filter in die 2-ml-Tube und Freisetzung so dass es mit der Probe Seite nach innen öffnet. Sie können bis zu zwei Filter in das sterile 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen auf diese Weise. Bei Verwendung von zwei Filtern, sicherzustellen, dass sie überlappen so wenig wie möglich. Sofort einfrieren (mindestens -30 ° C). </li></ol> 3. Extraktion von wasserlöslichen Metaboliten <ol><li> Lyophilisieren Ihre Proben über Nacht oder für mindestens 10 Stunden. </li><li> Nach der Gefriertrocknung, fügen Sie ein Edelstahl-Brecher in jedes Röhrchen (Tokken). Fügen Sie 750 ul standardisierte KaliumPhosphat-NMR-Puffer in Deuteriumoxid (2 H&gt; 90%) mit 2,2-Dimethyl-2-silapentane-5-sulfonat (DSS)-Norm (KPi; 38,3 mM KH 2 PO 4, 61,7 mM K 2 HPO 4, 0,1 DSS mM, pH 7,0, 90% D 2 O) 2. </li><li> Beschallen die Proben für 5 Minuten bei 4 ° C in einem Wasserbad Ultraschallgerät (Bioruptor, Diagenode), die Zellmaterial aus dem Filter zu entfernen. Entfernen Sie die Filter mit sauberer Pinzette. </li><li> Die Zellen unter Verwendung einer Mühle Brecher (1600 rpm) für 5 Minuten. </li><li> Inkubation bei 65 ° C unter Schütteln (1400 rpm) auf einem Tisch-Schüttler (Eppendorf) für 15 Minuten. </li><li> Entfernen Sie die Metall-Schwein mit sauberer Pinzette, und zentrifugieren Sie die Probe bei 13.000 g für 5 Minuten. </li><li> Beziehen Sie den Überstand direkt an einem NMR-Röhrchen für die NMR-Spektroskopie. </li></ol> 4. NMR-Spektroskopie und Datenanalyse <ol><li> Legen Sie Ihre Probe in einem NMR-Spektrometer (hier ein Bruker-DRX-500-Spektrometer ausgestattet mitTXI Sonde mit Dreifach-Achse Gradienten von einem Computer mit XWIN-NMR) gesteuert. </li><li> Erhalten 1D-1 H-NMR-Spektren mit Hilfe geeigneter Methoden bisher veröffentlichten 2,15 aus dem XWIN-NMR-Schnittstelle. In der vorliegenden Studie 1 H-NMR-Spektren wurden an einem DRX-500 Spektrometer bei 500,03 MHz bei 298 K. Restwasser Signale aufgezeichnet wurden von der Watergate-Pulssequenz unterdrückt, mit einer Wiederholrate von 1,2 s. 128 Transienten wurden gesammelt, um 32.000 Datenpunkte pro Spektrum zu erhalten. </li><li> Übertragen Sie die NMR-Daten-Verzeichnisse auf einem PC installiert NMRPIPE Software 16. Verarbeiten Sie die Rohdaten und Set DSS als 0 ppm Verweis dann manuell Phase der Spektren. Digitalisieren Sie die spektralen Daten in eine Reihe von diskreten Werten durch die Integration oder "Binning" sie mit Software wie rNMR, Automics oder zum öffentlichen FT2B Paket aus dem ECOMICS Website ( <a href="https://database.riken.jp/ecomics/">https://database.riken.jp/ecomics/</a> ) 3,17. In thwird beispielsweise wurden Spektren zwischen 0,5 und 10,5 ppm über 0,032 ppm integraler Regionen mit ECOMICS und normalisierte sich entweder auf DSS oder insgesamt Signalintensität integriert. Output-Daten können nun für nachgeschaltete statistische Analyse wie z. B. Hauptkomponentenanalyse (PCA), die freie Software-Pakete wie R 18 verwendet werden. </li></ol> 5. Repräsentative Ergebnisse Ein Beispiel von 1 H-NMR-Spektren unter Verwendung der obigen Verfahren in Abbildung 1 gezeigt. Diese Proben von zwei Zeitpunkten eines Mikrokosmos Experiment zeigen deutliche Unterschiede aufgrund von Algen Stoffwechselaktivitäten. Die Tag 4-Spektrum zeigt das grosse Vorkommen Peaks, insbesondere in der 3-4 ppm-Bereich im Vergleich zum Tag 1 Probe. Diese Spitzen können Zucker durch blühende Kieselalgen innerhalb des Mikrokosmos produziert zugeschrieben werden. In einem ähnlichen Experiment vergleicht das Wachstum von natürlichem Plankton Gemeinden in künstlichen oder natürlichen Meerwasser, statistische Ansätze such als Principal Component Analysis (PCA) Score-Diagramm aus klassierten NMR-Spektren abgeleitet werden verwendet, um klare metabolische Unterschiede zwischen den beiden Behandlungen (Abb. 2) zeigen, während die Belastung Plots können Peaks innerhalb der Spektren zu identifizieren, die Form der Verteilung der Daten . Solche Ergebnisse können im Vergleich mit Daten von anderen omik Ebenen, wie aus genomischer Fingerabdruckverfahren (Abb. 3). Diese NMR-Peaks können einzeln abgefragt werden (zB an der BMRB; <a href="http://www.bmrb.wisc.edu/">http://www.bmrb.wisc.edu/</a> ) 19, oder ganze Spektren können statistisch ausgewertet werden (zB mit SpinAssign bei <a href="http://prime.psc.riken.jp/?action=nmr_search">http://prime.psc.riken. jp /? action = nmr_search</a> ) 2. In diesem Beispiel waren die Unterschiede zwischen den Behandlungen wegen einer Fülle von Spitzen in der Region Zucker (3,39 ppm bis 4,04 ppm) von Spektren aus natürlichen Planktongemeinschaft Metaboliten, und mehrere Gipfel Merkmal mit den Gemeinden künstlichem Meerwasser wurden vorläufig identified wie Lactat und Formiat mit SpinAssign. <img src="/files/ftp_upload/3163/3163fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="1"> Abbildung 1. Vertreter 1 H-NMR-Spektren von Proben bearbeitet mit diesem Verfahren erhalten. Mikrokosmos Proben wurden vor (Tag 1) und während (Tag 4) einer intensiven Kieselalgenblüte genommen. NMR-Spektren wurden auf einem Bruker DRX-500 mit Signalen normiert auf den internen Standard Peakhöhe (; 0 ppm DSS) durchgeführt. <img src="/files/ftp_upload/3163/3163fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="2"> Abbildung 2. Hauptkomponentenanalyse (PCA) Score-Diagramm gebinnten NMR-Spektren von metabolomes von natürlich abgeleitet mikrobiellen planktonischen Gemeinden in Mikrokosmen mit natürlich gewachsenen (offene Rauten) oder künstlicher (schwarze Kreise) Meerwasser. Klare metabolischen Unterschiede lassen sich im Streudiagramm beobachtet werden. Ein Be-Plot aus einer solchen Analyse können dann verwendet werden, um deutliche Spitzen in der Bedeutung identifizieren werdendas System, wobei diese Peaks können weiter analysiert werden, wie erforderlich. <img src="/files/ftp_upload/3163/3163fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. Ein Beispiel für Multi-omik Analyse kombiniert NMR mit genomischen Daten. Gemeinschaft Zusammensetzung auf denaturierende Gradienten-Gelelektrophorese von 18S (links) und 16S (rechts) rRNA-Gene aus den gleichen Proben wie in Abbildung 2 analysiert Basis zeigt auch verschiedene mikrobielle Gemeinschaft Muster zwischen natürlichen (offene Rauten) und künstliche (schwarze Kreise) Meerwasser Mikrokosmen. Eine solche Korrespondenz zwischen Genom und Metabolom von natürlichen Systemen zeigt den Nutzen dieses Ansatzes.

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</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die Filtration und Metaboliten Extraktionsverfahren hier gezeigt ermöglicht mikrobiellen Biomasse planktonischen in ausreichender Menge für die NMR-Metabolomik gesammelt werden. Während nur Extraktion von wasserlöslichen Metaboliten mit KPi und 1D 1 H-NMR nachgewiesen wird, können andere Extraktionslösungsmittel und spektroskopische Methoden verwendet werden. Ein gutes Beispiel ist die Verwendung von deuteriertem Methanol als semi-polaren Lösungsmittel, von dem gezeigt wurde, um überlegene NMR-Spektren von he...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> 0,22 um hydrophile Durapore-PVDF-Filter, 25 mm </td><td> Millipore </td><td> GVWP02500 </td><td></td></tr><tr><td> Mikroanalyse Siebträger, 25 mm, Glasfritte Unterstützung </td><td> Millipore </td><td> XX1002500 </td><td></td></tr><tr><td> 3-Platz vielfältigen, 47 mm, Edelstahl </td><td> Millipore </td><td> XX2504735 </td><td></td></tr><tr><td> KH 2 PO 4 </td><td> Wako </td><td> 169-04245 </td><td></td></tr><tr><td> K 2 HPO 4 </td><td> Wako </td><td> 164-04295 </td><td></td></tr><tr><td> Deuteriumoxid, 2 H&gt; 90% </td><td> Campridge Isotope Laboratoties </td><td> DLM-4 </td><td></td<html> &gt; </tr><tr><td> DSS </td><td> Fluka </td><td> 92754 </td><td></td></tr><tr><td> Automill </td><td> Tokken </td><td> TK-AM4 </td><td> Edelstahl-Brecher enthalten </td></tr><tr><td> Thermomixer comfort </td><td> Eppendorf </td><td> 5355 000.011 </td><td></td></tr><tr><td> Bioruptor </td><td> Diagenode </td><td> UCD-200 </td><td></td></tr><tr><td> Vakuumverdampfer </td><td> EYELA </td><td> CVE-3100 </td><td></td></tr><tr><td> NMR- </td><td> Bruker </td><td> DRX-500 mit 5-mm-TXI Sonde </td><td></td></tr><tr><td> Spectral Binning-Tool </td><td> Ursprünglich entwickelt </td><td> FT2DB </td><td> <a href="https://database.riken.jp/ecomics/">https://database.riken.jp/ecomics/</a> </td></tr><tr><td> Metabolit Annotation Tool und Datenbank </td><td> Ursprünglich entwickelt </td><td> SpinAssign </td><td>= Nmr_search &quot;&gt; http://prime.psc.riken.jp/?action=nmr_search </td></tr></tbody></table>

konzentration der metabolite von low-density-planktonic gemeinschaften für umweltforschung metabolomics mit kernresonanzspektroskopie

Concentration of Metabolites from Low-density Planktonic Communities for Environmental Metabolomics using Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy

Environmental Metabolomik ist ein aufstrebendes Gebiet, die Förderung der neuen Verständnis ist in, wie Organismen reagieren und interagieren mit der Umwelt und miteinander auf biochemischer Ebene ein. Kernspinresonanz (NMR)-Spektroskopie ist eine von mehreren Technologien, einschließlich der Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS), mit äußerst viel versprechend für solche Studien. Vorteile bei NMR sind, dass sie für ungezielte Analysen ist, eine strukturelle Informationen und Spektren können in quantitativer und statistische Weise vor kürzlich verfügbaren Datenbanken der einzelnen Spektren Metaboliten 2,3 abgefragt werden. Darüber hinaus können NMR-Daten mit Daten aus anderen omik Ebenen (zB Transcriptomics, Genomik), um ein umfassenderes Verständnis der physiologischen Reaktionen von Taxa zueinander und die Umwelt bieten 4,5,6 kombiniert werden. Jedoch ist die NMR weniger empfindlich als andere Techniken metabolomische, was es schwierig macht apLage zur natürlichen mikrobiellen Systemen, bei denen Probe Populationen mit geringer Dichte und Metabolit-Konzentrationen niedrig, um Stoffwechselprodukte von gut definierten und leicht extrahierbar Quellen wie ganze Gewebe, Körperflüssigkeiten oder Zellkulturen. verglichen werden können Folglich haben die wenigen direkten Umweltaspekte metabolomische Studien von Mikroben durchgeführt, um Datum, um Kultur-oder leicht definiert High-Density-Ökosysteme wie Wirt-Symbiont-Systeme, konstruiert Co-Kulturen oder Manipulationen des Darms Umgebung, in der Markierung mit stabilen Isotopen kann beschränkt zusätzlich verwendet werden, um zu verbessern NMR-Signale 7,8,9,10,11,12. Methoden, die die Konzentration und Sammlung von Umweltdaten zu erleichtern Metaboliten in Konzentrationen für die NMR fehlen. Seit den letzten Augenmerk wurde auf die Umwelt Metabolomics von Organismen im Gewässer, in denen viel von der Energie-und Materialfluss von der Plankton-Gemeinschaft 13,14 vermittelt wird, gegeben worden ist, haben wir eine Methode zur Konzentration entwickelttion und Extraktion der gesamten Gemeinde-Metaboliten aus planktonischen mikrobiellen Systemen durch Filtration. Im Handel erhältliche hydrophilen Poly-1 ,1-Difluorethen (PVDF) Filter sind speziell behandelt, um vollständig zu entfernen extrahierbaren, die ansonsten als Verunreinigungen in den nachfolgenden Analysen auftreten. Diese behandelten Filter werden dann verwendet, um die Umwelt oder experimentellen Proben von Interesse zu filtern. Filter, die das nasse Probenmaterial werden lyophilisiert und wasserlöslichen Metaboliten werden direkt für die konventionelle NMR-Spektroskopie mit Hilfe eines standardisierten Kaliumphosphat Extraktionspuffer 2 extrahiert. Die Daten aus diesen Methoden abgeleitet werden können statistisch ausgewertet werden, um sinnvolle Muster zu identifizieren, oder mit anderen omik Ebenen für umfassende Verständnis von Gemeinschaft und Funktion des Ökosystems.

Ein Verfahren zur Extraktion aus mikrobiellen Metaboliten planktonischen Gemeinden vorgestellt. Ganze Gemeinde Probenahme durch Filtration auf speziell präparierten Filter erreicht. Nach der Gefriertrocknung sind wasserlösliche Metaboliten extrahiert. Dieser Ansatz ermöglicht eine Anwendung des Umweltrechts Metabolomik zu trans-omik Untersuchungen von natürlichen oder experimentellen mikrobiellen Gemeinschaften.

Konzentration der Metabolite von Low-Density-Planktonic Gemeinschaften für Umweltforschung Metabolomics mit Kernresonanzspektroskopie

Die Umweltmetabolomik ist ein aufstrebendes Forschungsfeld, das neue Erkenntnisse darüber liefert, wie Organismen auf ihre Umwelt reagieren, mit ihr interagieren und mit einander...

Die NMR-Spektroskopie bietet mehrere eindeutige Vorteile für die Umwelt-Metabolomik-Forschung, weist jedoch bei diesem Verfahren eine relativ geringe Empfindlichkeit auf. Es wird eine Filtrationsmethode zur Anreicherung und Extraktion von Metaboliten ganzer Gemeinschaften aus planktischen Systemen, die für die NMR geeignet sind, beschrieben. Dies wird erreicht, indem zunächst speziell Filter für die Probenentnahme vorbereitet werden, indem Extrahierbare entfernt werden.Der zweite Schritt des Verfahrens besteht darin, die Probe, entweder natürlich oder experimentell, auf die Filter zu filtrieren. Der dritte Schritt des Verfahrens ist die Konservierung des Probenmaterials und die Extraktion der Metaboliten. Der letzte Schritt des Verfahrens ist die Analyse der Proben mittels NMR-Spektroskopie und die entsprechende Integration der Daten.Letztlich können Ergebnisse erzielt werden, die metabolische Veränderungen in natürlichen Proben entlang von Umweltgradienten oder als Reaktion auf experimentelle Manipulationen mittels Metabolomik- und Transam-Ansätzen zeigen. Der Hauptvorteil dieser Methode gegenüber etablierten Verfahren wie der Zentrifugation besteht darin, dass die gesamte Gemeinschaft erfasst werden kann und größere Probenmengen für Proben mit geringer Dichte möglich sind. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Umwelt-Metallmix-Bereich zu beantworten, beispielsweise wie mikrobielles Wachstum auf Umweltveränderungen reagiert. Die Demonstration des Verfahrens wird von Stage und From aus meinem Labor durchgeführt.Beginnen Sie dieses Protokoll, indem Sie die Filter mit einer Pinzette in einen sauberen 500-Milliliter-Pyrex-Becher geben. Bedecken Sie den Filter mit destilliertem Wasser, um ihn vorzuspülen, und schwenken Sie gut, um zu verhindern, dass die Filter aneinanderhaften. Gießen Sie das Wasser ab und wiederholen Sie den Spülvorgang zweimal.Nach dem letzten Spülgang 300 Milliliter Milli-Q-Wasser zum Becher hinzufügen und die Filter autoklavieren. Sobald die Filter autoklaviert wurden, das Milli-Q-Wasser abgießen und die Filter dreimal wie zuvor spülen, wobei jedoch Milli-Q-Wasser verwendet wird.Legen Sie die einzelnen Filter auf eine saubere, trockene Oberfläche, beispielsweise Aluminiumfolie, mit einer Pinzette ab und trocknen Sie sie bei einer angemessenen Temperatur. Zum Beispiel bei 37 Grad oder lufttrocknen; die Filter sind nun bereit, für die Demonstration dieses Protokolls verwendet zu werden. Ein Millipore-Edelstahl-Dreifach-Filtrationsmanifold, ausgestattet mit 25 Millimeter Mikroanalyse-Filterkolonnen mit Glasunterlagen und einer mechanischen Pumpe, wird unter Verwendung aseptischer Technik eingesetzt.Platzieren Sie einen einzelnen 25-Millimeter-Filter auf der Basis der Filtersäule. Setzen Sie die Säule auf und klemmen Sie die Apparatur zusammen. Geben Sie hier 15 Milliliter der Probe aus einem nährstoffreichen Mikrokosmos auf die Säule.Öffnen Sie das Absperrventil am Filtermanifold und schalten Sie die Pumpenfiltration bei sanftem Druck ein, um eine Zellzerstörung zu minimieren. Bei Proben mit geringerer Dichte können mehrfache Zugaben von Wasser erforderlich sein. Achten Sie darauf, dass der Filter zwischen den Wassergaben nicht über einen längeren Zeitraum austrocknet.Zweitens, verbleibende paramagnetische Salze aus marinen Proben reduzieren; optional kann eine Süßwasser-Spülung durchgeführt werden. Sobald die Filtration abgeschlossen ist, schalten Sie die Pumpe aus und lassen das Ventil geöffnet, sodass weiterhin Unterdruck unter dem Filter besteht. Entfernen Sie die Klemme und die Filterkolonne mit einer Hand. Verwenden Sie saubere Pinzette, um den Filter zu greifen. Falten Sie den Filter, ohne ihn mit der anderen Hand zu knicken, und verwenden Sie die Öffnung eines sterilen Mikrozentrifugenröhrchens mit zwei Milliliter Volumen, um den Filter festzuhalten.Legen Sie den Filter in die 2-ml-Röhrchen und geben Sie ihn so frei, dass er sich mit der Probenoberfläche nach innen öffnet. Gefrieren Sie sofort in flüssigem Stickstoff, um die wasserlöslichen Metaboliten zu extrahieren. Rekonstituieren Sie die Proben zunächst über Nacht oder mindestens 10 Stunden nach der Lyophilisierung, und geben Sie danach je eine Stahlkugel zu jedem Röhrchen hinzu.Fügen Sie 750 Mikroliter standardisierten Kaliumphosphatpuffer und Deuteriumoxid mit DSS-Standard hinzu. Sonizieren Sie die Proben fünf Minuten lang bei vier Grad in einer Wassersondierung, um das Zellmaterial vom Filter zu entfernen. Entfernen Sie die Filter mit sauberen Pinzetten.Zerstören Sie die Zellen mithilfe eines Mühlenzerkleinerers bei 1600 U/min für fünf Minuten. Anschließend bei 65 Grad Celsius inkubieren. Dabei 15 Minuten auf einem Laborrührer schütteln.Nach der Inkubation den Metallmörser mit sauberen Pinzetten entfernen. Die Probe bei 13.000 ×g fünf Minuten lang zentrifugieren. Nach der Zentrifugation die Überstände abziehen und direkt in eine NMR-Röhre zur NMR-Spektroskopie überführen.Geben Sie die Probe in das NMR-Spektrometer ein. Die Proben werden an einem Bruker DRX 500-Spektrometer mit TXI-Probe und Triple-Achsen-Gradient bei 298 Kelvin durchgeführt. Sperren, abstimmen und shimmen Sie den Magneten.Erhalten Sie 1D-Protonen-NMR-Spektren unter Verwendung der Top-Spin-Oberfläche und zuvor beschriebener Methoden oder nutzen Sie bei Bedarf andere Spektrometer-Software-Schnittstellen. Hier wurden Spektren durch Unterdrückung der Restwasser-Signale mittels der Watergate-Impulssequenz mit einer Wiederholzeit von 1,2 Sekunden aufgezeichnet. Im vorliegenden Beispiel wurden 128 Transienten für jede Probe gesammelt.Übertragen Sie die NMR-Datendverzeichnisse auf einen Personalcomputer mit installierter NMR-Pipe-Software. Verarbeiten Sie die Rohdaten, setzen Sie das DSS-Signal als Null-PPM-Referenz und phasen Sie die Spektren manuell nach. Digitalisieren Sie die Spektraldaten durch Binning unter Verwendung des öffentlich verfügbaren FT-two-B-Pakets von der E-Commerce-Website.Andere Software-Tools wie RNMR oder Atomics können ebenfalls zur Bin-Datenerstellung verwendet werden. Die Daten können auf das Gesamtsignal oder das DSS-Signal normalisiert werden, um proportionale Signaländerungen zwischen den Proben darzustellen. Die Ausgabedaten können nun für nachfolgende statistische Analysen verwendet werden, beispielsweise für eine Hauptkomponentenanalyse (PCA) mithilfe kostenloser Softwarepakete wie R, wie gezeigt.Hier ist ein Beispiel für Protonen-NMR-Spektren, die mit dem demonstrierten Verfahren erhalten wurden. Die Spektren stammen aus zwei Zeitpunkten eines Mikrokosmus-Experiments und zeigen deutliche Unterschiede aufgrund algenbedingter Stoffwechselaktivitäten. Das Spektrum vom Tag vier weist eine beträchtliche Anzahl von Signalen auf, insbesondere im Bereich von 3 bis 4:00 Uhr im Vergleich zur Probe vom Tag eins.Diese Peaks können Zuckern zugeschrieben werden, die durch blühende Diatomeen im Mikrokosmos produziert wurden. In einem ähnlichen Experiment wurde ein PCA-Score-Plot, abgeleitet von der Krümmung in Mr.Spectra und die ersten beiden Hauptkomponenten darstellend, verwendet, um das Wachstum natürlicher Planktongemeinschaften in künstlichem und natürlichem Meerwasser zu vergleichen. Dieser statistische Ansatz reduziert mehrdimensionale Daten hier in ein einfacheres, zweidimensionales Format und zeigt einfach die Struktur der zugrundeliegenden Datenpunkte nahe beieinander an.Hier sind eine oder beide Achsen stärker ähnlich. Klar erkennbare metabolische Unterschiede zwischen den beiden Behandlungen sind vorhanden. Die Daten dieses Experiments wurden zur Durchführung einer Multi-Omics-Analyse verwendet.Kombiniert man NMR mit genomischen Daten, zeigt die Analyse der Gemeinschaftszusammensetzung basierend auf der denaturierenden Gradienten-Gelelektrophorese von 18S- und 16S-rRNA-Genen ebenfalls deutliche Unterschiede in den mikrobiellen Gemeinschaftsmustern zwischen natürlichen und künstlichen Meereswasser-Mikrokosmen. Eine solche Übereinstimmung zwischen Metabolom und Genom aus natürlichen Systemen verdeutlicht die Nützlichkeit dieses Ansatzes. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, eine geeignete Technik anzuwenden, um Kontaminationen während des gesamten Verfahrens zu minimieren.Weitere Methoden wie die Erstellung von Analysen auf Omics-Ebene können durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, beispielsweise, wie das Mikrobiom mit bestimmten Metaboliten korreliert.

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Forschung

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