Bildgebung der Freisetzung von Neurotransmittern mit zellbasierten Neurotransmitter-Fluoreszenz-Reportern

0 Ansichten4:13 Min. • June 17th, 2025

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Nehmen Sie eine Maus mit einem Schädelfenster, das eine dünne Schädelschicht enthält, um die Visualisierung des Gehirns zu ermöglichen.

Die Kopfbewegung wird durch eine angebrachte Kopfstange eingeschränkt.

Der Kortex wird mit zellbasierten Neurotransmitter-Fluoreszenz-Reportern (CNiFERs) vorinjiziert, bei denen es sich um Reporterzellen handelt, die den Echtzeit-Nachweis der Freisetzung von Neurotransmittern ermöglichen.

Die CNiFERs exprimieren einen G-Protein-gekoppelten Neurotransmitterrezeptor und einen zytoplasmatischen Kalziumdetektor, der aus einer Kalziumbindungsdomäne besteht, die mit Donor- und Akzeptorfluorophoren fusioniert ist.

Stimulieren Sie den Detektor mit einem Zwei-Photonen-Mikroskop, um eine Donorfluoreszenzemission zu verursachen und die CNiFER-Visualisierung zu ermöglichen.

Neuronale Aktivität, die den Kortex erreicht, bewirkt die Freisetzung von Neurotransmittern.

Diese Neurotransmitter binden an CNiFER-Rezeptoren und aktivieren Signalwege, die die Kalziumfreisetzung aus dem endoplasmatischen Retikulum induzieren.

Das erhöhte zytoplasmatische Kalzium bindet an den Detektor und bewirkt eine Konformationsänderung, die die Fluorophore in die Nähe bringt.

Der Donor überträgt Energie auf den Akzeptor, um die Fluoreszenzemission des Akzeptors zu stimulieren, was die Freisetzung von Neurotransmittern anzeigt.

Platzieren Sie die Bildgebungsplattform mit der Maus mit dem Kopf unter einem 10-fachen Wasserimmersionsobjektiv in einem Zwei-Photonen-Bildgebungsmikroskop. Setzen Sie den Filterwürfel für die Bundabbildung ein, der einen dichroitischen Spiegel bei 505 Nanometern und Bandpassfilter von 460 Nanometern bis 500 Nanometern für die Messung von ECFP und 520 Nanometer bis 560 Nanometer für die Messung von Citron aufweist.

Geben Sie dann ACSF in die Vertiefung, die das verdünnte Schädelfenster enthält, und senken Sie das 10-fache Wasserimmersionsobjektiv in das ACSF-Objektiv ab. Verwenden Sie das Okular in Verbindung mit der Quecksilberlampe und dem GFP-Filterwürfel, um die cNIFERs zu lokalisieren. Wechseln Sie nun zum 40-fachen Wasserimmersionsobjektiv.

Wählen Sie als Nächstes den geeigneten Strahlengang für die Zwei-Photonen-Bildgebung aus. Schalten Sie den gepulsten Femtosekundenlaser im nahen Infrarot ein. Wählen Sie die Wellenlänge von 820 Nanometern und eine Leistungseinstellung von 5 bis 15 %. Stellen Sie die Spannung von PMT1 und PMT2 auf einen submaximalen Wert ein, in der Regel 500 bis 1000 Volt, je nach PMT.

Stellen Sie dann die Verstärkung für jeden Kanal auf 1 und für das Objektiv auf 0 für die Z-Position. Senken Sie das Objektiv etwa 100 bis 200 Mikrometer von der kortikalen Oberfläche ab und starten Sie den x-, y-Scan. Passen Sie die Laserleistungsverstärkung und die PMT-Spannung für jeden Kanal an, um das Signal-Rausch-Verhältnis der cNIFERs-Fluoreszenz zu optimieren.

Verwenden Sie als Nächstes die Software, um die Bildgebung auf einen Bereich zu beschränken, der die cNIFERs-Zellen enthält, sowie auf einen Hintergrundbereich. Wählen Sie die Kalman-Zeilenmittelung für zwei für ein geeignetes Signal-Rausch-Verhältnis und verwenden Sie eine Abtastrate von 0,3 bis 1 Hertz bei 4 Mikrosekunden pro Pixel. Zeichnen Sie danach einen ROI um die cNIFER-Zellen, die etwa drei bis vier Zellen pro Ebene umgeben.

Richten Sie eine Echtzeitanalyse der durchschnittlichen ROI-Intensitäten ein. Starten Sie dann die Erfassung, um die cNIFER-Fluoreszenz über die Zeit zu überwachen, und beginnen Sie mit der elektrischen Stimulation oder einem Verhaltensexperiment, während Sie den Bund überwachen.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026