Name: Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-16T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 10 s
Description: Lernen Sie die hyperinsulinämisch-euglykämische Klemme bei wachen, unfixierten Mäusen zur Bewertung der Insulinwirkung in vivo. Diese Methode ermöglicht stressfreie Blutentnahmen über arterielle Katheter und liefert präzise Daten zur Insulinsensitivität.

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Diese Arbeit wurde durch Grant 5-U24-DK059637-10 der Vanderbilt Maus Metabolic Phänotypisierung Center unterstützt.

<ol><li>Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Considerations+in+the+design+of+hyperinsulinemic-euglycemic+clamps+in+the+conscious+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse.</a> Diabetes. 55, 390-397 (2006).</li>
<li>Berglund, E. D., Li, C. Y., Poffenberger, G., Ayala, J. E., Fueger, P. T., Willis, S. E., Jewell, M. M., Powers, A. C., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose+metabolism+in+vivo+in+four+commonly+used+inbred+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Glucose metabolism in vivo in four commonly used inbred mouse strains.</a> Diabetes. 57, 1790-1799 (2008).</li>
<li>Niswender, K. D., Shiota, M., Postic, C., Cherrington, A. D., Magnuson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+increased+glucokinase+gene+copy+number+on+glucose+homeostasis+and+hepatic+glucose+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Effects of increased glucokinase gene copy number on glucose homeostasis and hepatic glucose metabolism.</a> J. Biol. Chem. 272, 22570-22575 (1997).</li>
<li>Kim, H. J., Higashimori, T., Park, S. Y., Choi, H., Dong, J., Kim, Y. J., Noh, H. L., Cho, Y. R., Cline, G., Kim, Y. B., Kim, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+interleukin-6+and+-10+on+skeletal+muscle+and+liver+insulin+action+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Differential effects of interleukin-6 and -10 on skeletal muscle and liver insulin action in vivo.</a> Diabetes. 53, 1060-1067 (2004).</li>
<li>Kim, J. K., Fillmore, J. J., Chen, Y., Yu, C., Moore, I. K., Pypaert, M., Lutz, E. P., Kako, Y., Velez-Carrasco, W., Goldberg, I. J., Breslow, J. L., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-specific+overexpression+of+lipoprotein+lipase+causes+tissue-specific+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Tissue-specific overexpression of lipoprotein lipase causes tissue-specific insulin resistance.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 98, 7522-7527 (2001).</li>
<li>Kim, J. K., Fillmore, J. J., Gavrilova, O., Chao, L., Higashimori, T., Choi, H., Kim, H. J., Yu, C., Chen, Y., Qu, X., Haluzik, M., Reitman, M. L., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+rosiglitazone+on+skeletal+muscle+and+liver+insulin+resistance+in+A-ZIP%2FF-1+fatless+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Differential effects of rosiglitazone on skeletal muscle and liver insulin resistance in A-ZIP/F-1 fatless mice.</a> Diabetes. 52, 1311-1318 (2003).</li>
<li>Kim, J. K., Fillmore, J. J., Sunshine, M. J., Albrecht, B., Higashimori, T., Kim, D. W., Liu, Z. X., Soos, T. J., Cline, G. W., O'Brien, W. R., Littman, D. R., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PKC-theta+knockout+mice+are+protected+from+fat-induced+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">PKC-theta knockout mice are protected from fat-induced insulin resistance.</a> J. Clin. Invest. 114, 823-827 (2004).</li>
<li>Kim, J. K., Gavrilova, O., Chen, Y., Reitman, M. L., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+of+insulin+resistance+in+A-ZIP%2FF-1+fatless+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Mechanism of insulin resistance in A-ZIP/F-1 fatless mice.</a> J. Biol. Chem. 275, 8456-8460 (2000).</li>
<li>Kim, J. K., Gimeno, R. E., Higashimori, T., Kim, H. J., Choi, H., Punreddy, S., Mozell, R. L., Tan, G., Stricker-Krongrad, A., Hirsch, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inactivation+of+fatty+acid+transport+protein+1+prevents+fat-induced+insulin+resistance+in+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Inactivation of fatty acid transport protein 1 prevents fat-induced insulin resistance in skeletal muscle.</a> J. Clin. Invest. 113, 756-763 (2004).</li>
<li>Kim, J. K., Kim, H. J., Park, S. Y., Cederberg, A., Westergren, R., Nilsson, D., Higashimori, T., Cho, Y. R., Liu, Z. X., Dong, J., Cline, G. W., Enerback, S., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipocyte-specific+overexpression+of+FOXC2+prevents+diet-induced+increases+in+intramuscular+fatty+acyl+CoA+and+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Adipocyte-specific overexpression of FOXC2 prevents diet-induced increases in intramuscular fatty acyl CoA and insulin resistance.</a> Diabetes. 54, 1657-1663 (2005).</li>
<li>Kim, J. K., Kim, Y. J., Fillmore, J. J., Chen, Y., Moore, I., Lee, J., Yuan, M., Li, Z. W., Karin, M., Perret, P., Shoelson, S. E., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+fat-induced+insulin+resistance+by+salicylate%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Prevention of fat-induced insulin resistance by salicylate.</a> J. Clin. Invest. 108, 437-446 (2001).</li>
<li>Kim, J. K., Michael, P. revis, Peroni, S. F., Mauvais-Jarvis, O. D., Neschen, F., Kahn, S., Kahn, B. B., R, C., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redistribution+of+substrates+to+adipose+tissue+promotes+obesity+in+mice+with+selective+insulin+resistance+in+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Redistribution of substrates to adipose tissue promotes obesity in mice with selective insulin resistance in muscle.</a> J. Clin. Invest. 105, 1791-1797 (2000).</li>
<li>Kim, J. K., Zisman, A., Fillmore, J. J., Peroni, O. D., Kotani, K., Perret, P., Zong, H., Dong, J., Kahn, C. R., Kahn, B. B., Shulman, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose+toxicity+and+the+development+of+diabetes+in+mice+with+muscle-specific+inactivation+of+GLUT4%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Glucose toxicity and the development of diabetes in mice with muscle-specific inactivation of GLUT4.</a> J. Clin. Invest. 108, 153-160 (2001).</li>
<li>Haluzik, M., Gavrilova, O., LeRoith, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peroxisome+proliferator-activated+receptor-alpha+deficiency+does+not+alter+insulin+sensitivity+in+mice+maintained+on+regular+or+high-fat+diet%3A+hyperinsulinemic-euglycemic+clamp+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Peroxisome proliferator-activated receptor-alpha deficiency does not alter insulin sensitivity in mice maintained on regular or high-fat diet: hyperinsulinemic-euglycemic clamp studies.</a> Endocrinology. 145, 1662-1667 (2004).</li>
<li>Haluzik, M., Yakar, S., Gavrilova, O., Setser, J., Boisclair, Y., LeRoith, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+resistance+in+the+liver-specific+IGF-1+gene-deleted+mouse+is+abrogated+by+deletion+of+the+acid-labile+subunit+of+the+IGF-binding+protein-3+complex%3A+relative+roles+of+growth+hormone+and+IGF-1+in+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Insulin resistance in the liver-specific IGF-1 gene-deleted mouse is abrogated by deletion of the acid-labile subunit of the IGF-binding protein-3 complex: relative roles of growth hormone and IGF-1 in insulin resistance.</a> Diabetes. 52, 2483-2489 (2003).</li>
<li>Haluzik, M. M., Lacinova, Z., Dolinkova, M., Haluzikova, D., Housa, D., Horinek, A., Vernerova, Z., Kumstyrova, T., Haluzik, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+insulin+sensitivity+after+peroxisome+proliferator-activated+receptor-alpha+agonist+treatment+is+accompanied+by+paradoxical+increase+of+circulating+resistin+levels%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Improvement of insulin sensitivity after peroxisome proliferator-activated receptor-alpha agonist treatment is accompanied by paradoxical increase of circulating resistin levels.</a> Endocrinology. 147, 4517-4524 (2006).</li>
<li>Kim, H., Haluzik, M., Asghar, Z., Yau, D., Joseph, J. W., Fernandez, A. M., Reitman, M. L., Yakar, S., Stannard, B., Heron-Milhavet, L., Wheeler, M. B., LeRoith, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peroxisome+proliferator-activated+receptor-alpha+agonist+treatment+in+a+transgenic+model+of+type+2+diabetes+reverses+the+lipotoxic+state+and+improves+glucose+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Peroxisome proliferator-activated receptor-alpha agonist treatment in a transgenic model of type 2 diabetes reverses the lipotoxic state and improves glucose homeostasis.</a> Diabetes. 52, 1770-1778 (2003).</li>
<li>Deibert, D. C., DeFronzo, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epinephrine-induced+insulin+resistance+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Epinephrine-induced insulin resistance in man.</a> J. Clin. Invest. 65, 717-721 (1980).</li>
<li>Rizza, R. A., Cryer, P. E., Haymond, M. W., Gerich, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adrenergic+mechanisms+for+the+effects+of+epinephrine+on+glucose+production+and+clearance+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Adrenergic mechanisms for the effects of epinephrine on glucose production and clearance in man.</a> J. Clin. Invest. 65, 682-689 (1980).</li>
<li>Nunemaker, C. S., Wasserman, D. H., McGuinness, O. P., Sweet, I. R., Teague, J. C., Satin, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+secretion+in+the+conscious+mouse+is+biphasic+and+pulsatile%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Insulin secretion in the conscious mouse is biphasic and pulsatile.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 290, 523-529 (2006).</li>
<li>Nunemaker, C. S., Zhang, M., Wasserman, D. H., McGuinness, O. P., Powers, A. C., Bertram, R., Sherman, A., Satin, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Individual+mice+can+be+distinguished+by+the+period+of+their+islet+calcium+oscillations%3A+is+there+an+intrinsic+islet+period+that+is+imprinted+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Individual mice can be distinguished by the period of their islet calcium oscillations: is there an intrinsic islet period that is imprinted in vivo.</a> Diabetes. 54, 3517-3522 (2005).</li>
<li>Halter, J. B., Beard, J. C., Jr, P. orte, D, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Islet+function+and+stress+hyperglycemia%3A+plasma+glucose+and+epinephrine+interaction%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Islet function and stress hyperglycemia: plasma glucose and epinephrine interaction.</a> Am. J. Physiol. 247, 47-52 (1984).</li>
<li>Jacobson, L., Ansari, T., McGuinness, O. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Counterregulatory+deficits+occur+within+24+h+of+a+single+hypoglycemic+episode+in+conscious%2C+unrestrained%2C+chronically+cannulated+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Counterregulatory deficits occur within 24 h of a single hypoglycemic episode in conscious, unrestrained, chronically cannulated mice.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 290, 678-684 (2006).</li>
<li>Jacobson, L., Ansari, T., Potts, J., McGuinness, O. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucocorticoid-deficient+corticotropin-releasing+hormone+knockout+mice+maintain+glucose+requirements+but+not+autonomic+responses+during+repeated+hypoglycemia%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Glucocorticoid-deficient corticotropin-releasing hormone knockout mice maintain glucose requirements but not autonomic responses during repeated hypoglycemia.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 291, 15-22 (2006).</li>
<li>Ayala, J. E., Bracy, D. P., James, F. D., Julien, B. M., Wasserman, D. H., Drucker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+glucagon-like+peptide-1+receptor+regulates+endogenous+glucose+production+and+muscle+glucose+uptake+independent+of+its+incretin+action%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">The glucagon-like peptide-1 receptor regulates endogenous glucose production and muscle glucose uptake independent of its incretin action.</a> Endocrinology. 150, 1155-1164 (2009).</li>
<li>Fueger, P. T., Bracy, D. P., Malabanan, C. M., Pencek, R. R., Granner, D. K., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hexokinase+II+overexpression+improves+exercise-stimulated+but+not+insulin-stimulated+muscle+glucose+uptake+in+high-fat-fed+C57BL%2F6J+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Hexokinase II overexpression improves exercise-stimulated but not insulin-stimulated muscle glucose uptake in high-fat-fed C57BL/6J mice.</a> Diabetes. 53, 306-314 (2004).</li>
<li>Fueger, P. T., Bracy, D. P., Malabanan, C. M., Pencek, R. R., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distributed+control+of+glucose+uptake+by+working+muscles+of+conscious+mice%3A+roles+of+transport+and+phosphorylation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Distributed control of glucose uptake by working muscles of conscious mice: roles of transport and phosphorylation.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 286, 77-84 (2004).</li>
<li>Fueger, P. T., Heikkinen, S., Bracy, D. P., Malabanan, C. M., Pencek, R. R., Laakso, M., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hexokinase+II+partial+knockout+impairs+exercise-stimulated+glucose+uptake+in+oxidative+muscles+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Hexokinase II partial knockout impairs exercise-stimulated glucose uptake in oxidative muscles of mice.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 285, 958-963 (2003).</li>
<li>Fueger, P. T., Hess, H. S., Posey, K. A., Bracy, D. P., Pencek, R. R., Charron, M. J., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+exercise-stimulated+muscle+glucose+uptake+by+GLUT4+is+dependent+on+glucose+phosphorylation+capacity+in+the+conscious+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Control of exercise-stimulated muscle glucose uptake by GLUT4 is dependent on glucose phosphorylation capacity in the conscious mouse.</a> J. Biol. Chem. , (2004).</li>
<li>Fueger, P. T., Li, C. Y., Ayala, J. E., Shearer, J., Bracy, D. P., Charron, M. J., Rottman, J. N., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose+kinetics+and+exercise+tolerance+in+mice+lacking+the+GLUT4+glucose+transporter%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Glucose kinetics and exercise tolerance in mice lacking the GLUT4 glucose transporter.</a> J. Physiol. 582, 801-812 (2007).</li>
<li>Shearer, J., Coenen, K. R., Pencek, R. R., Swift, L. L., Wasserman, D. H., Rottman, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+chain+fatty+acid+uptake+in+vivo%3A+comparison+of+%5B125I%5D-BMIPP+and+%5B3H%5D-bromopalmitate%5BTitle%5D)+AND+%22Lipids%22%5BJournal%5D)">Long chain fatty acid uptake in vivo: comparison of [125I]-BMIPP and [3H]-bromopalmitate.</a> Lipids. 43, 703-711 (2008).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die hyperinsulinämische-euglykämische Clamp-oder Insulin-Clamp, gilt weithin als der &quot;Goldstandard&quot;-Methode zur Beurteilung der Wirkung von Insulin in vivo. Diese Technik hat mehrere Arten einschließlich des Menschen, Hunde, Ratten und Mäusen angewendet worden. Angesichts der wachsenden Zahl von transgenen Mausmodellen für Stoffwechselerkrankungen, hat die Miniaturisierung der Technik für den Einsatz in der Maus bedeutende Fortschritte zu metabolischer Forschung zur Verfügung gestellt. Während die Konzepte hinter den Insulin-Clamp unkompliziert sind, in der Praxis gibt es verschiedene Ansätze für die Durchführung von Insulin Clamp-Experimenten. Dies ist kein trivialer Punkt, denn die Art und Weise, in der das Experiment durchgeführt wird beeinflusst Ergebnisse 1. Hier präsentieren wir Ihnen das Protokoll von der Vanderbilt MMPC verwendet. Der wesentliche Unterschied zwischen unserem Protokoll und das der anderen ist, dass wir einen arteriellen Katheter verwenden für den Erhalt von Blutproben. Dies ist im Gegensatz zu den weiter verbreitete Ansatz der obtaining Blutproben durch Abtrennen der Spitze des Schwanzes 4, 7, 11, 12, 14-17. Der Vorteil der Entnahme aus einem arteriellen Katheter ist, dass das Experiment in einer bewussten und hemmungslos Maus durchgeführt wird. Probenahme aus dem Schwanz erfordert oft Zurückhaltung und erhöht Indizes von Stress, wenn große Blut-Proben 1 erworben werden. Stress Hormone stimulieren endogenen Glukose-Produktion und beeinträchtigen Glucoseverwertung 18, 19, möglicherweise, um den Eindruck einer Insulin-resistenten Phänotyp. Probenahme aus den abgetrennten Schwanz benötigen möglicherweise spezielle Institutional Animal Care und Verwenden Ausschusses Genehmigung wegen ihrer stressigen Natur. Die arterielle Katheterisierung Verfahren wurde entwickelt, um die Belastung der Maus Abtrennen des Schwanzes zu vermeiden. Ein wesentlicher Aspekt der Durchführung Insulin Klammern ist die Fähigkeit, Normoglykämie aufrecht zu erhalten. Es gibt keine Algorithmen, die korrekt vorhersagen können, wie die GIR basierend auf Blutzuckerwerte angepasst werden sollte. Wie die Chirurgie,Personal führt Insulin Clamp-Experimenten wird tüchtig in die Aufrechterhaltung angemessener Normoglykämie nur durch Erfahrung. Es ist wichtig zu beachten, dass aufgrund ihrer höheren Stoffwechselrate die Daten von der Maus-Studien gewonnen werden grundsätzlich laut. Dies macht die komplette Präsentation von Daten, einschließlich Zeit-Verläufe von Glukose und GIR und absolute Werte für Plasma-Insulin, Endora, Rd und Rg entscheidend für die Fähigkeit von jedem Leser die Ergebnisse zu interpretieren. Die hohe Glukose-Flussraten in der Maus (ca. 5-mal höher als die Rate bei Menschen) garantieren eine hohe Frequenz von Glukose Probenahme. Während das Blutvolumen der Maus beschränkt ist, ist ein Minimum Sampling-Frequenz von einmal alle 10 Minuten notwendig, um sicher sein, dass eine ausreichende Klammer erreicht worden ist. Wie in Abbildung 4 dargestellt ist, kann Klemme Insulinspiegel werden unterschiedlich zwischen den Gruppen. Faktoren wie Ernährung Interventionen transgenen Manipulationen oder Unterschiede in der Hintergrund-Stämme können sich auf fasting Insulinspiegel, die anschließend beeinflussen können Klemme Insulinspiegel. Interpretation der Ergebnisse, wenn Klemme Insulinspiegel unterschiedlich sind problematisch sein kann. Dies kann experimentell, indem Pilotversuchen zur Insulin-Infusion Preise erzielen, die entsprechende Klemme Insulinspiegel zwischen den Gruppen zu erreichen wählen Sie angesprochen werden. Alternativ können Somatostatin zur Pankreas-Sekretion hemmen und Insulin und Glukagon kann experimentell kontrollierten Raten ersetzt werden. Dieser Ansatz wird häufig auch in Insulin-Klemmen an Ratten als Mäuse getan. Wenn dieser experimentellen Ansätze nicht getroffen werden, kann der Steady-State-GIR der Klemme Insulinspiegel normalisiert werden, oder eine Insulin-Empfindlichkeit-Index (S I) kann von Clamp-Daten wie S I = GIR / (G • DELTA), wo abgeleitet werden G ist die Steady-State-Glucose-Konzentration und DELTA ist der Unterschied zwischen Fasten und Klemme Insulin-Konzentrationen. Eine Annahme entweder mit Ansatzes ist, dass die Klemme Insulin erreicht wirdinnerhalb des Bereichs, wo die Insulinsensitivität linear auf den Insulinspiegel ist nach der Gruppe untersucht verwandt. Diese letztere Annahme ist nicht anwendbar, beim Vergleich von Insulin resistent und Insulin empfindlicher Gruppen. Idealerweise sollte ein Insulin-Dosis-Wirkungs-Kurve generiert, um die entsprechenden Insulin-Infusion zu wählen. Da jedoch die Voraussetzung für weitere Experimente, ist dies selten getan. Die Vielseitigkeit von arteriellen Katheter zur Verfügung gestellt erstreckt sich auf experimentelle Ansätze jenseits euglykämische Klammern. Zum Beispiel kann hyperglycemic Klammern, in denen Glukose bei einem variablen Zinssatz zu Hyperglykämie gegenüber Nüchternglukose halten infundiert wird, verwendet werden, um endogenen Pankreasfunktion in vivo 2, 20, 21 zu beurteilen. Die Messung der ersten Phase der Insulinsekretion bei diesem Test erfordert häufige Übernahme von Blutproben (dh alle 2-5 min), was nicht machbar ist, wenn den Erhalt einer Probe von der Spitze des Schwanzes. Darüber hinauserhöhten Katecholaminen aus tail Probenahme beeinträchtigen können Insulinsekretion und erhöhen Glucagonsekretion 22. Das Insulin Clamp-Protokoll kann auch so modifiziert, dass für die Glukosewerte zu relativen Hypoglykämien fallen zu Gegen-regulatorische Antwort 2, 23, 24 zu beurteilen. Arterielle Katheter können auch verwendet werden, um die Dynamik des Glukosestoffwechsels während des Trainings 25-30 beurteilen. Das ist deutlich vorteilhaft gegenüber herkömmlichen Ansätzen bei einzelnen Zeitpunkten durchgeführt Pre-und Post-Sport oder in isolierten Muskeln ex vivo. Die hier vorgestellten Verfahren kann auch verwendet werden, um nicht nur Glukose, aber auch Fettsäure-Stoffwechsel 31 zu beurteilen.

hyperinsulinämische-euglykämische schellen in dem bewusstsein, unrestrained mäuse

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Typ 2 Diabetes ist durch einen Defekt in der Insulin-Wirkung gekennzeichnet. Die hyperinsulinämische-euglykämische Clamp-oder Insulin-Clamp, gilt weithin als der &quot;Goldstandard&quot;-Methode zur Beurteilung der Wirkung von Insulin in vivo. Während einer Insulin-Clamp ist Hyperinsulinämie durch einen konstanten Insulin-Infusion erreicht. Normoglykämie wird über eine gleichzeitige Glukose-Infusion mit einer variablen Rate beibehalten. Diese Variable Glukose Infusionsrate (GIR) wird durch die Messung des Blutzuckers in kurzen Abständen während des gesamten Experiments und die Anpassung der GIR entsprechend bestimmt. Die GIR ist bezeichnend für die Ganzkörper-Insulinwirkung, wie die Mäuse mit erhöhter Wirkung von Insulin erfordern eine größere GIR. Das Insulin Clamp kann die Verabreichung von Isotopen-2 greifen [14 C] Desoxyglucose zu beurteilen, Gewebe-spezifische Glukoseaufnahme und [3 bis 3 H]-Glucose auf die Fähigkeit von Insulin, um die Rate der endogenen Glukose Aussehen (Endora) zu unterdrücken, einem Marker der Beurteilung Glukoneogenese in der Leber und zur Anregung derRate der Ganzkörper-Glukose Verschwinden (Rd). Die Miniaturisierung der Insulin-Clamp für den Einsatz in der genetischen Mausmodellen der Stoffwechselkrankheit zu erheblichen Fortschritten in der Diabetes-Forschung führte. Methoden zur Durchführung von Insulin Klammern variieren zwischen den Labors. Es ist wichtig zu beachten, dass die Art und Weise, ein Insulin-Clamp durchgeführt wird, kann erhebliche Auswirkungen auf die erzielten Ergebnisse. Wir haben eine umfassende Bewertung der verschiedenen Ansätze zur Durchführung von Insulin Klemmen in bewusster Mäusen 1 sowie eine Bewertung der metabolischen Reaktion von vier häufigsten verwendeten Inzucht-Mausstämme mit verschiedenen Clamp-Technik 2 veröffentlicht. Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Durchführung von Insulin Klemmen auf bewusste, hemmungsloser Mäusen durch die Vanderbilt Maus Metabolic Phänotypisierung Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu / MMPC) entwickelt. Dies umfasst eine Beschreibung der Verfahren zum Implantieren Katheter während der Insulin Clamp verwendet. Das Protokoll, das von den BeschäftigtenVanderbilt MMPC nutzt ein einzigartiges Zwei-Katheter-System 3. Ein Katheter wird in die Jugularvene für Infusionen eingesetzt. Ein zweiter Katheter wird in die Halsschlagader, die zur Blutentnahme ermöglicht, ohne die Notwendigkeit, zurückzuhalten oder Griff mit der Maus eingefügt. Diese Technik bietet einen wesentlichen Vorteil für die am weitesten verbreitete Methode zur Gewinnung von Blutproben während der Insulin-Klemmen, die aus dem abgetrennten Spitze des Schwanzes Probe. Im Gegensatz zu dieser letzteren Methode, Probenahme aus einem arteriellen Katheter ist nicht belastend für die Maus 1. Wir beschreiben auch Verfahren zur Verwendung Isotopen-Tracer-Infusionen, um Gewebe-spezifische Wirkung von Insulin zu bewerten. Wir bieten auch Richtlinien für die angemessene Präsentation der Ergebnisse aus der Insulin-Klemmen erhalten.

Die hyperinsulinämische-euglykämische Clamp-oder Insulin-Clamp, ist der Goldstandard für die Beurteilung der Wirkung von Insulin<em&gt; In vivo</em&gt;. Ein Verfahren zur Durchführung von Insulin Klemmen bei Mäusen beschrieben. Dieser umfasst ein Verfahren zum arteriellen Katheter, dass Experimente in bewusste, hemmungsloser Mäusen mit minimalem Stress durchgeführt werden ermöglicht.

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

Typ-2-Diabetes ist durch einen Defekt in der Insulinwirkung gekennzeichnet. Der hyperinsulinämisch-euglykämische Clamp, oder Insulin-Clamp, wird weithin als der „Goldstandard ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, die insulinvermittelte Wirkung im gesamten Organismus und in spezifischen Geweben bei wachen, nicht belasteten Mäusen zu bewerten, ohne diese zu manipulieren. Dies wird erreicht, indem chirurgisch ein Katheter in die Vena jugularis zur Infusion und ein weiterer in die Arteria carotis zur Gewinnung von Blutproben implantiert wird. Nach einer Erholungsphase von fünf bis sieben Tagen werden Mäuse, die fünf Stunden lang nüchtern waren, mit Insulin infundiert, um eine physiologische Hyperinsulinämie zu erzeugen. Die Glukosespiegel werden anschließend über den arteriellen Katheter gemessen, und die euglykämische Blutglukosekonzentration wird durch Anpassung der Glukoseinfusionsrate aufrechterhalten. Dieses Experiment ermöglicht die Messung von Unterschieden in der insulinvermittelten Ganzkörperempfindlichkeit basierend auf dem direkten Zusammenhang zwischen der zur Aufrechterhaltung der Euglykämie erforderlichen Glukoseinfusionsrate und der Insulinwirkung. Der Hauptvorteil dieser Technik im Vergleich zu bestehenden Methoden zur Blutentnahme, wie dem Abschneiden der Schwanzspitze, liegt darin, dass der chirurgisch implantierte arterielle Katheter vaskulären Zugang zum Mausmodell bietet, sodass Blutproben entnommen werden können, ohne das Tier greifen zu müssen.Dadurch können wir diese Experimente an nicht belasteten und unbewegungseingeschränkten Mäusen durchführen. Der arterielle Katheter wird hergestellt, indem ein abgeschrägtes Stück PE 10-Schlauch in ein sechs Zentimeter langes Stück astischer Schlauchleitung eingeführt wird, sodass das PE 10-Schlauchstück 0,9 Zentimeter über die Spitze hinausragt. Der venöse Katheter ist ein sechs Zentimeter langes Stück SEL-Schlauchleitung mit einer Hülse.Der Masa wird hergestellt, indem dreizentimeterlange Stücke von PE 20 in jeweils zwei 1,3 Zentimeter lange, 25 Gauge, aus rostfreiem Stahl bestehende Verbinder, Ben, in einem Winkel von etwa 120 Grad eingeführt werden. Diese werden in einen Klecks medizinischen Silikonklebstoffs eingefügt, wie hier gezeigt. Um mit der Katheterimplantation zu beginnen, wird eine anästhesierte Maus unter sterilen Bedingungen auf eine saubere Arbeitsfläche gelegt. Führen Sie einen fünf Millimeter rechts der Mittellinie liegenden Schnitt durch.Isolieren Sie die rechte Jugularvene. Ligieren Sie die Vena cephalica vorsichtig mit Seidenlitze und legen Sie am kaudalen Ende eine lose Schlinge mit einem weiteren Stück Litze an. Schneiden Sie anschließend direkt unterhalb der Ligatur der Vena cephalica mit einer Feder-Schere und führen Sie den Katheter bis zur Halteperle ein.Binden Sie eine Naht hinter der Perle und überprüfen Sie die Katheterfunktion, indem Sie das freie Ende des Katheters an eine Abnahmespritze anschließen. Um den arteriellen Katheter zu platzieren, führen Sie einen kleinen Schnitt fünf Millimeter links vom Sternum und kranial zur ersten Inzision durch. Isolieren Sie die linke A. carotis und ligieren Sie dann den kranialen Abschnitt.Beenden Sie mit einer Seidennaht und knoten Sie sie locker. Ein weiteres Stück Naht am kausalen Ende des exponierten Gefäßes. Danach klemmen Sie das kaudale Ende des Gefäßes ab.Schneiden Sie direkt unterhalb des ligierten Endes mit einer Feder-Schere. Führen Sie den Katheter vorsichtig bis zur Klemme ein. Lösen Sie die Klemme vorsichtig und schieben Sie den Katheter bis zur Astico-P-Gabelung vor. Binden Sie die Ligaturen sicher am Katheter fest und überprüfen Sie die Katheterfunktion, indem Sie das freie Ende des Katheters an eine Probenahmespritze anschließen. Drehen Sie das Tier anschließend um und setzen Sie einen kleinen Schnitt zwischen den Schulterblättern an. Führen Sie unter der Haut eine 14-Gauge-Nadel vom vorderen Schnitt bis zu diesem hinteren Schnitt, um einen Tunnel zu bilden. Fädeln Sie den Katheter durch die Nadel, um ihn am Rücken der Maus nach außen zu führen.Verbinden Sie die arteriellen und ven&ouml;sen Katheter mit den entsprechenden Anschl&uuml;ssen an der Mausantenne f&uuml;r den Probenentnahmeeingang oder MASA. Danach wird die MASA in den Einschnitt zwischen den Schulterbl&auml;ttern eingef&uuml;hrt. Verschlie&szlig;en Sie beide Einschnitte mit einer Nylonnaht.Überprüfen Sie die Durchgängigkeit beider Katheter. Stellen Sie die Maus in einen warmen, sauberen Käfig zur Erholung und lassen Sie die Maus mindestens fünf Tage vor dem Insulin-Clamp ausreichend regenerieren. Der schwierigste Schritt bei der Durchführung eines hyperinsulinämischen euglykämischen Clamps bei Mäusen besteht darin, die Euglykämie aufrechtzuerhalten.Mäuse weisen einen sehr schnellen Stoffwechsel auf, und ihre Glukosespiegel können sich während der Dauer des Experiments erheblich verändern. Erforderlich ist hier etwas Übung, um ein Gefühl dafür zu entwickeln, wie sich die Glukosespiegel einer Maus im Verlauf eines Experiments ändern, und wie anschließend die Glukoseinfusionsrate angepasst werden muss, um eine konstante Glykämie aufrechtzuerhalten. Die Versuchsanordnung für eine Standard-Klammerung ist hier dargestellt.Drei Infusionslinien für Glukose, Insulin und gewaschene Erythrozyten sind an einen Vier-Wege-Anschluss angeschlossen, der mit einem Drehkupplung verbunden ist und über der Maus angebracht ist. Der Infusionsanschluss der Drehkupplung ist mit dem venösen Katheter verbunden. Vor dem Anschließen der Maus müssen alle Infusionslinien mit Kochsalzlösung gefüllt werden.Füllen Sie als Nächstes die Probenahmeleitung mit heparinisiertem Kochsalzlösung. Lassen Sie eine Spritze mit heparinisierter Kochsalzlösung am oberen Ende des Drehanschlusses angeschlossen, die zur Spülspritze dient. Beginnen Sie mit dem Fasten der Mäuse fünf bis sechs Stunden vor Beginn des Klemmversuchs.Drei Stunden nach Beginn der Fastenphase das Mausgewicht bestimmen und die venöse sowie arterielle Katheter entsprechend mit den Infusions- und Probenahmeleitungen verbinden. 15 Minuten vor Beginn des Clamps einen Glukose-Blutabstrich ohne Probe in ein handgehaltenes Glukosemessgerät einführen. Danach etwa 50 Mikroliter Blut in die Spülspritze ziehen, um jegliches Salinum aus der Leitung zu entfernen, und die Spülspritze abnehmen.Messen Sie den Blutzuckerspiegel, indem Sie den Glukoseteststreifen mit dem Blutstropfen an der Endung der Schlauchleitung in Berührung bringen. Danach führen Sie eine Spritze mit einer stumpfen Nadel in die Probenahmeleitung ein und ziehen 50 Mikroliter Blut ab. Geben Sie das Blut in ein mit EDTA beschichtetes Röhrchen und zentrifugieren Sie es, um das Plasma für die Bestimmung von Basiswerten von Hormonen und Metaboliten zu gewinnen.Zu diesem Zeitpunkt die Spülkanüle erneut einsetzen und den Kolben hochziehen. Um Luftblasen zu entfernen, die ursprünglich entnommenen 50 Mikroliter Blut erneut infundieren. Den Blutzuckerwert des Glukometers notieren.10 Minuten später verwenden Sie das Glukometer und die Spülkanüle, um die Blutglukosemessung zu wiederholen, und entnehmen anschließend weitere 50 Mikroliter Blut, um eine weitere Plasmaprobe zu gewinnen. Nachdem die zweiten Basislinienmessungen durchgeführt wurden, füllen Sie die Infusionsleitungen für Glukose, Insulin und physiologische Kochsalzlösung mit gewaschenen Erythrozyten bis zum Vier-Wege-Verbinder auf. Schließen Sie den Vier-Wege-Verbinder an das an die Swivel-Infusionsöffnung angeschlossene Schlauchsystem an.Beginnen Sie mit der Infusion der salzge­wase­nen Erythrozyten. Stellen Sie die Infusionsge­schwin­dig­keit so ein, dass das gesamte Volumen des während der Studiendauer entnommenen Blutes ersetzt wird. Sobald die Erythrozyteninfusion die Maus erreicht, beginnen Sie mit der Insulin- und Glukoseinfusion.Dies ist der Zeitpunkt null Minuten. Insulin wird mit einer konstanten, vorab festgelegten Rate zugeführt. Die anfängliche Glukoseinfusionsrate wird anhand der Ausgangswerte der Blutglukosekonzentration und früherer Erfahrungen geschätzt.Über die nächsten zwei Stunden hinweg nehmen Sie mit dem Glukosemessgerät Blutglukosewerte vor und passen Sie die Glukoseinfusionsrate an, um die Zielglykämie aufrechtzuerhalten. Notieren Sie alle 10 Minuten die neuen Glukosewerte und Glukoseinfusionsraten bei 100 Minuten und 120 Minuten und sammeln Sie zusätzlich Blut zur Bestimmung von Plasma-Insulin sowie weiteren Hormonen oder Metaboliten. Dargestellt ist der zeitliche Verlauf der Glukosespiegel während des Clamp-Verfahrens, der zeigt, wie gut die Glykämie sowohl bei mit Normalkost als auch bei mit fettreicher Kost gefütterten Mäusen während des gesamten Clamps aufrechterhalten wurde. Der zeitliche Verlauf der Glukoseinfusionsrate zeigt, dass die zur Aufrechterhaltung der Glykämie erforderliche Rate in der Gruppe mit fettreicher Kost signifikant niedriger ist, was auf eine Beeinträchtigung der insulinvermittelten Ganzkörperwirkung hindeutet.Sowohl die nüchternen als auch die clamp-bedingten Insulinspiegel sind in der Gruppe mit fettreicher Ernährung ebenfalls erhöht, was die Existenz eines insulinresistenten Phänotyps weiter untermauert. Bei diesen Mäusen wird tritiiertes Glukose verwendet, um die Rate des endogenen Glukose-Appearances zu schätzen. Endo a ist ein Index der hepatischen Glukoseproduktion, wohingegen Insulin endo A in Kontrollmäusen vollständig unterdrückt.Die Hemmung ist bei Mäusen, die eine fettreiche Diät erhalten, beeinträchtigt. Ebenso wird TRID-Glukose verwendet, um die Rate des gesamtkörperlichen Glukoseverschwindens zu schätzen. Rd ist die Fähigkeit von Insulin, RD zu stimulieren, bei Mäusen, die eine fettreiche Diät erhalten, beeinträchtigt.Zwei Deoxyglucose, das Kohlenstoff-14 enthält, wird verwendet, um den Glukosemetabolieindex RG zu bestimmen, ein Maß für die gewebespezifische Glukoseaufnahme. Wie in diesem Beispiel zu sehen ist, ist die insulinstimulierte Glukoseaufnahme in die Skelettmuskulatur bei Mäusen, die mit einer fettreichen Diät gefüttert werden, beeinträchtigt. Im Allgemeinen haben Personen, die mit dieser Methode neu sind, Schwierigkeiten mit der Mikrochirurgie, die zur Implantation der arteriellen und venösen Katheter erforderlich ist.Die Operation erfordert sehr spezialisierte Fähigkeiten, und es bedarf einer konstanten Übung über mehrere Monate, um die Operation für den hyperinsulinämischen euglykämischen Clamp beherrschen zu können; die Schwierigkeit besteht erneut darin, die Euglykämie in einem Tiermodell mit einem sehr hohen Stoffwechsel aufrechtzuerhalten.

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Research

Forschung

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Medicine

Medizin

Die hyperinsulinämische-euglykämische Clamp ist der "Goldstandard" für die Beurteilung der Wirkung von Insulin. Insulin ist mit einer konstanten Rate anregende Glukoseaufnahme infundiert. Die Höhe der exogenen Glucose infundiert, um diese Tropfenzähler ist ein Hinweis auf die Insulinsensitivität. Hier ist das Verfahren auf einer bewussten, hemmungslos Ratte durchgeführt.

Hyperinsulinämische-euglykämische Clamp in der Conscious Rat

Dieses Protokoll untersucht die Rolle der Chemokin (C-C-Motiv) Liganden 5 (CCL5) im Hypothalamus durch die Bereitstellung von Antagonist MetCCL5, in das Gehirn der Maus mit einem Mikro-osmotischen Pumpe Gehirn Infusion System. Diese vorübergehende Hemmung der CCL5 Aktivität unterbrochen Hypothalamus Insulin Signalisierung, Glukoseintoleranz und periphere systemische Insulinsensitivität führen.

Studium der Hypothalamus Insulin-Signal an peripheren Glukoseintoleranz mit einem kontinuierlichen Medikament Infusion System in das Gehirn der Maus

Eine hyperglykämische Klemme wird zur Messung der Insulinfreisetzung bei anhaltend höherer Blutzuckerkonzentration verwendet. Eine hypoglykämische Klemme dient zur Messung der Glukoseproduktion, die durch gegenregulatorische Reaktionen induziert wird. Beide Methoden verwenden das gleiche chirurgische Verfahren. Hier stellen wir eine Clamp-Technik zur Beurteilung des systemischen Glukosestoffwechsels vor.

Hyperglykämische Klemme und hypoglykämische Klemme bei bewussten Mäusen

Hier geben wir Details zur Durchführung der glukosestimulierten Insulinsekretion (GSIS) durch Perfusion durch das Gefäßsystem von Mäusen mit intakter Bauchspeicheldrüse als zusätzliche Technik zur Beurteilung der endokrinen Pankreasfunktion mit Reduktion möglicher Störfaktoren.

Glukosestimulierte Insulinsekretion über Perfusion durch das Gefäßsystem der Maus mit intakter Bauchspeicheldrüse

Programmierte elektrische Stimulation bietet die Möglichkeit, Leitungseigenschaften des Herzens zu bestimmen, und die Möglichkeit zu induzieren und zu beenden Herzrhythmusstörungen mit verschiedenen Stimulation Protokolle. Mit einem transvenösen Katheter kann intrakardialen Elektrogramm Aufnahmen in Mäusen nach programmierten Elektrostimulation Protokolle arrhythmogene Substrate zu identifizieren eingeholt werden.

Programmierte elektrische Stimulation in Mäuse

Transthorakale Echokardiographie bietet eine nichtinvasive Methode zur Beurteilung der Herzfunktion bei Mäusen. Eine Kombination aus Ultraschall und Doppler bildgebenden Verfahren kann verwendet werden, um dreidimensionale Messungen der Herz-und intrakardialen Blutflusses, die zusammen eine Beurteilung der kardialen systolischen und diastolischen Leistung zu erzielen.

Transthorakale Echokardiographie in Mäuse

Vaskuläre Zugänge zur Messung der Hämodynamik, zur Bereitstellung von Flüssigkeiten und zur Durchführung von Blutproben sind wichtig für jede Kleintiermodellstudie. Wir stellen eine Technik zur Implantation von Kathetern in die Halsschlagader und die Vena jugularis communis bei einer anästhesierten Ratte vor, um sie an ein System zur Durchführung von Monitoring, Infusionen und Probenahmen anzuschließen.

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

Dieses Verfahren wurde mit dem Ziel der Bereitstellung einer stabilen Arzneimittellösung über die Halsschlagader, die Pharmakokinetik von neuen Arzneimitteln in Mausmodellen zu bewerten entwickelt.

Halsschlagader Infusionen für pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Analyse von Taxanen in Mäusen

Die Bestimmung der glomerulären Filtrationsrate (GFR) ist der Goldstandard zur Beurteilung der allgemeinen Nierenfunktion. Herkömmliche Verfahren zur Messung dieses Parameters sind jedoch umständlich und erfordern einen großen Zeitaufwand. Hier beschreiben wir eine schnellere und minimalinvasive Methode, um die GFR transkutan zu bestimmen.

Transkutane Beurteilung der Nierenfunktion in Conscious Nagetiere

Narkotisierten Mäuse zeigen unphysiologischen systemischen Blutdruck, die aussagekräftige Beurteilung der autonomen Ton gegeben die intime Beziehung zwischen Blutdruck und das vegetative Nervensystem ausschließt. Somit ist eine neuartige Methode zur gleichzeitig aufzeichnen renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in bewusste Mäuse skizziert.

Neuer Ansatz zur gleichzeitigen Erfassung von renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in dem Bewusstsein, hemmungslose Mäuse.

Lernen Sie die hyperinsulinämisch-euglykämische Klemme bei wachen, unfixierten Mäusen zur Bewertung der Insulinwirkung in vivo. Diese Methode ermöglicht stressfreie Blutentnahmen über arterielle Katheter und liefert präzise Daten zur Insulinsensitivität.

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

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