Name: High Content Screening in Neurodegenerative Diseases (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 32 s
Description: Erfahren Sie High-Content-Screening für neurodegenerative Erkrankungen mit automatisierten Zellkulturen und hochauflösender Bildgebung. Diese Methode quantifiziert neuronale Auswuchs- und Mitochondrienfunktionen.

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Wir danken dem Hamilton-Programmierer und Spezialisten für anhaltende Unterstützung und Eva Blaas für die technische Unterstützung. T5-207: SJ wird durch Ti-Pharma unterstützt; Diese Arbeit wurde von zwei NWO Investitionszuschüsse (911-07-031 und 40-00506-98-10011), The Prinses Beatrix Fonds Wetenschapsprijs 2009 und der Neuroscience Campus Amsterdam unterstützt.

1. Automatisierte adhärente Zellkultur-Verfahren (Abbildung 1) 20 <ol><li> Bereiten Sie die automatisierte Zellkultur-System für die Eingabe von Zellkultur-Platten. Legen Sie Verbrauchsmaterialien (z. B. Pipettenspitzen, Zellkultur-Platten, Assay-Platten) in das System mit Hilfe der grafischen Benutzeroberfläche (GUI). Für ausreichende Zellkulturmedien, Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) und Trypsin in das Robot-System. </li><li> Manuelles Samen zwei OmniTray Platten mit 2 x 10 6 Zellen pro Platte, der SH-SY5Y Neuroblastom-Zelllinie. Pflegen Sie Zellen in Opti-MEM mit 10% fötalem Rinderserum (FBS). Legen Sie die Platten in der Zellkultur Roboters über das GUI. Die Zellen werden bei 37 ° C und 5% CO 2 inkubiert werden. </li><li> Wählen Sie die Zellkultur-Protokoll eingeleitet 20 sein muss. Man kann von einem adhärente Zellkultur-Prozess 22, Kultivierung und Expansion von embryonalen Stammzellen (ES-Zellen) der Maus Feeder-Zellen 23 oder Kultivierung der Aussetzung cel wähltels 22. </li><li> Wählen Sie die adhärente Zellkultur-Protokoll (Abbildung 1) und sorgen für adhärente Zelllinie spezifische Parameter-Dateien sind so eingestellt, dass die Einmündung Schwelle (Bereich der OmniTray Platte, die Zellen enthält) auf 70% gesetzt wird. Set insgesamt Trypsinierung Zeit, um zwei Minuten. </li><li> Weisen Sie den Roboter zu neuen OmniTray Platten vorzubereiten, mit einer Aussaat Zellzahl von 2 x 10 6 Zellen pro Platte. </li><li> Eingang OmniTray Platten in die Zellkultur in einem automatisierten adhärente Zellkultur-Protokoll (Abbildung 1). Dieses Protokoll umfasst die folgenden Schritte aus: Platten werden inkubiert und abgebildet, bis sie den vordefinierten Zusammenfluss Schwelle zu erreichen. Wenn Zellen nicht erreichen Zusammenfluss Schwelle innerhalb von 5 Lesungen, sind Platten aus dem System entfernt. Beim Erreichen der benutzerdefinierten Zusammenfluss Schwelle, werden die Zellen gewaschen, trypsiniert und gezählt. Eine vordefinierte Anzahl von Zellen zu neuen OmniTray Platten gegeben und wenn es eine ausreichende Anzahl von Zellen, einer bestimmten tauber von Assay-Platten sind an Deck transportiert und eine definierte Anzahl von Zellen verzichtet in jedes Well. Assay-Platten können direkt abgebildet werden mit dem integrierten Mikroskop oder Output aus dem System zur weiteren Verarbeitung. </li><li> Weisen Sie das System auf 4 Assay-Platten pro OmniTray Platte vorbereiten, mit einer Gesamtfläche von 5.000 Zellen pro Vertiefung. </li></ol> 2. shRNA Virus Produktion und Beschichtung in Assay-Platten (Dauer: 6 Tage) <ol><li> Wachsen Bakterien Glycerin Aktien, welche die shRNA-Vektoren (Open Biosystems, TRC1) über Nacht in 2 ml Luria-Bertani-Medium Medien mit 100 ug / ml Ampicillin (Sigma-Aldrich). </li><li> Auszug Plasmide nach dem Protokoll des Herstellers (Promega Wizard MagneSil Tfx). </li><li> Produce Virus mit dem RNAi Consortium High-Throughput Lentivirale Produktion (96-Well-Platte) Protokoll 24. Arbeiten mit Lentivirus ist relativ sicher, weil die Viruspartikel zur Transduktion verwendet replikationsdefizient und Split-Gen Verpackung Strategien sind für ihre Produktion verwendet. Doch bei der Arbeit mit Lentivirus, sind zusätzliche biologische Sicherheit erforderlichen Verfahren, um das Risiko, sich selbst und andere 25 zu minimieren. Alle Experimente müssen in einem MLII oder BSL2 Sicherheitsniveau Labor durchgeführt werden. Alle Kunststoffe (Pipetten, Plastikgeschirr, Medien), die in Kontakt mit Lentivirus Partikel hätte sein sollen mit Bleichmittel für 24 Stunden vor der Entsorgung inkubiert werden. </li><li> Berechnen Sie die Multiplizität der Infektion (MOI) der Lentivirus durch Ermittlung des Prozentsatzes der GFP-positiven Zellen mit dem pLKO.1 GFP-Plasmid (Sigma-Aldrich). </li><li> Platte Lentivirus in Assay-Platten, mit einer MOI von 3. </li></ol> 3. Lentivirale Transduktion und neuronale Differenzierung von SH-SY5Y Zellen (Dauer: 6 Tage) <ol><li> Die Zellen werden auf die Assay-Platten gegeben (siehe Schritt 1.7). Last-Assay-Platten, die shRNA Lentivirus in die automatisierte Zellkultur-System. </li><li> Nach 24 Stunden, die Medien auf dieAssay-Platten werden Opti-MEM geändert werden, das 0,5% FBS und 0,1 uM Retinsäure auf die Differenzierung zu beginnen. Differenzierung von SH-SY5Y Zellen ermöglicht die Visualisierung von neuritischen Strukturen und synchronisiert die Zellteilung. </li><li> Weiter Inkubation der Testplatten bei der Differenzierung Medien für 5 Tage. Dies gewährleistet maximale Zuschlag von Ziel-Gen-Expression. </li><li> Am Tag 5 mit 50 uM H 2 O 2 auf die Hälfte der Assay-Platten für 24 Stunden auf die Translokation von DJ1 zu den Mitochondrien stimulieren. </li><li> Am Tag 6, fügen Mitotracker CmxROS (Invitrogen) zu den Zellen, in einer Endkonzentration von 200 nM pro Vertiefung und inkubieren bei 37 ° C für 30 Minuten. </li><li> Man kann das System Speicherfolien direkt mit dem HC-Imager oder Platten können aus dem System zur weiteren Verarbeitung exportiert werden zu unterweisen. </li></ol> 4. Automatisierte Immunfärbung von Assay-Platten (Dauer: 2 Tage) Die Bildqualität ist paramount für die Durchführung eines empfindlichen und zuverlässigen HCS. Schäden an der zellulären Monoschicht durch ungenaue Pipettieren kann zu schlechter Bildqualität und reproduzierbare Ergebnisse führen. Um Zellschicht Schaden zu minimieren, wurde die Immunfärbung unter Verwendung eines Roboter-Station. Das Verfahren ist ähnlich wie eine, die zuvor 26 beschrieben, sondern wurde angepasst, um den Durchsatz zu erhöhen und Verbrauchsmaterialien Nutzung. <ol><li> Fix-Zellen mit 100 ul 4% Paraformaldehyd auf 37 vorgewärmten ° C. Inkubieren für 20 Minuten bei Raumtemperatur. </li><li> Wash-Zellen mit 200 ul PBS für 5 Minuten, 3 mal. </li><li> Inkubieren Testplatten mit 200 ul PBS mit 0,1% Triton (PBST) für 10 Minuten. </li><li> Wash-Zellen mit 200 ul PBS für 5 Minuten, 3 mal. </li><li> Inkubieren Assay-Platten mit 200 pl Blockpuffer (PBST mit 5% FBS) für 1 Stunde bei Raumtemperatur. </li><li> Wash-Zellen mit 200 ul PBS für 5 Minuten, 3 mal. </li><li> Inkubieren mit dem follaufgrund Primärantikörper über Nacht bei 4 ° C: <ol><li> Goat DJ1 N20 (Santa Cruz, 5 pg / ml) </li><li> Kaninchen β-III Tubulin (Sigma-Aldrich, 1 pg / ml) </li></ol></li><li> Am folgenden Tag, waschen Sie die Zellen mit 200 ul PBS für 5 Minuten, 3 mal. </li><li> Inkubieren Testplatten mit den folgenden Sekundärantikörper 1 Stunde bei Raumtemperatur: <ol><li> AlexaFluor 488 Esel anti-Ziege (Invitrogen, 2 pg / ml) </li><li> AlexaFluor 647 Ziege Anti-Kaninchen (Invitrogen, 2 pg / ml </li></ol></li><li> Wash-Zellen mit 200 ul PBS für 5 Minuten, 3 mal. </li><li> Inkubieren Zellen mit Hoechst (Invitrogen, 1 pg / ml) für 10 Minuten. </li><li> Wash-Zellen mit 200 ul PBS für 5 Minuten, 3 mal. </li><li> Shop-Platten bei 4 ° C, bis sie abgebildet werden kann. </li></ol> 5. Hoher Gehalt Bildaufnahme und Bildanalyse (Dauer: 5 Tage) <ol><li> Bild insgesamt 30 Felder pro Well mit dem 20x Objektiv. Visualisieren Sie DJ1 mit dem FITC-Filter gesetzt, die Mitochondrien mit der TRITC-Filter gesetzt, β-III Tubulin mit dem Cy5 Filter gesetzt und die Kerne mit dem UV-Filter-Set (Abbildung 3). </li><li> Analysieren Sie die Bilder mit der Compartmental Analysis BioApplication (Cellomics, ThermoFisher), um die durchschnittliche Intensität der Mitotracker Signal innerhalb der Mitochondrien zu bestimmen. (4B, F). </li><li> Zur Bestimmung der durchschnittlichen Überlappung Koeffizient zwischen DJ1 und den Mitochondrien, analysieren die Bilder mit der Cellomics Kolokalisation BioApplication (Cellomics, ThermoFisher). Definieren regions of interest (ROI) wie folgt: ROI A - Kern (Abbildung 4A, E), ROI B - Mitochondrien (Abbildung 4 B, F). Ausschließen ROI A von ROI B der Analyse von nur das Zytoplasma zu gewährleisten. Definieren Sie die Mitochondrien als Zielregion I und DJ1 als Zielregion II (4C, G). </li><li> Analysieren Sie die Bilder mit Hilfe der neuronalen Profiling BioApplication (Cellomics, ThermoFisher), um die durchschnittliche Länge der Neuriten aus der β-III Tubulin-Färbung (Abbildung Spur4D, H). </li><li> Speicherfolien mit dem Opera LX automatisierte konfokalen Leser (Perkin-Elmer). Bild insgesamt 30 Felder pro Well mit dem 60x Objektiv mit Eintauchen in Wasser. Visualisieren Mitochondrien mit der 561 nm-Laser und Kerne mit UV-Anregung. </li><li> Analysieren Sie die Bilder mit der Spot-Edge-Ridge (SER) Texturmerkmalen Algorithmus. Die SER-Ridge-Filter überträgt Intensität in Pixel bilden Kamm-Mustern. Je fragmentierter die Mitochondrien, desto höher ist die SER-Ridge-Score (Abbildung 8). </li></ol> 6. Datennormalisierung und Analyse <ol><li> Importieren Sie die Daten aus der Bildanalyse-Software in die BioConductor CellHTS2-Paket für die R-Software-Umgebung (R-Version 2.11.1, BioConductor Version 2.6). </li><li> Logarithmus zur Basis (2) Transformation der Daten vor dem pro Platte Median basierte Normalisierung 27, 28. Wenden Sie nicht die Varianz Anpassung pro Platte. </li><li> Zur Identifizierung von Modifikatoren für einen Phänotyp, verwenden Sie eine Zwei-Wege-ANOVA zwischen den different Behandlungsgruppen dh Scrambled infizierten unbehandelten Zellen vs verschlüsselt Toxin behandelten Zellen vs Zielgen unbehandelten Zellen vs Zielgen behandelten Zellen (Abbildungen 5-7). </li></ol> 7. Repräsentative Ergebnisse Mutationen innerhalb DJ1 führen zu frühem Beginn-rezessiven Parkinson 21, aber es ist unklar, wie Verlust von DJ1 Anlass zu der Krankheits-Phänotyp. Es ist bekannt, dass defizienten Zellen von DJ1 anfälliger für oxidativen Stress induzierten Zelltod und in Reaktion auf oxidativen Stress, DJ1 transloziert aus dem Zytoplasma in die Mitochondrien 29, 30 sind. Mit dem Bau HC-Assays für diese Phänotypen zu überwachen, können wir Gene identifizieren, die oder regulieren beeinflussen Phänotypen mit DJ1 verbunden. Dieser Ansatz kann helfen, entschlüsseln die Signalwege innerhalb der DJ1 Funktionen und dass in der Krankheitsentstehung beteiligt sein könnten. Beispiel für eine epistatisch Interaktion mit DJ1 (Abbildung 5): Knockdown von DJ1 in Zellen ausgesetztauf Toxin führt zu einer größeren Verlust der Lebensfähigkeit der Zellen (BAR-B: image-B), um Zellen mit Rührei Lentivirus infiziert Vergleich (BAR-A: image-A). Knockdown des Zielgens A hat eine ähnliche Wirkung wie die in Zellen mit einer DJ1 Knockdown (BAR-C: image-C) beobachtet. Knockdown der beiden DJ1 und Zielgen A führt zu einer deutlich größeren Verlust der Lebensfähigkeit der Zellen als Verlust einer der beiden Gen allein (BAR-D:-D Bild). Dies deutet auf eine epistatisch Interaktion zwischen DJ1 und Zielgen A. Beispiel eines Gens regulieren DJ1 Translokation (Abbildung 6): Wenn die Zellen mit einem Toxin ausgesetzt sind, DJ1 transloziert aus dem Zytoplasma in die Mitochondrien, die durch eine höhere Überschneidung Koeffizient zwischen DJ1 und die Mitochondrien (BAR-A quantifiziert wird: image Ein Vergleich BAR-C: Bild C). In Zellen, in denen Zielgen B zum Schweigen gebracht worden ist, weniger DJ1 transloziert zu den Mitochondrien, wenn die Zellen sind, um das Toxin ausgesetzt. Dies deutet darauf hin, dass Zielgen B ist auf den Transport von DJ1 in die Mitochondrien beteiligt. (BAR-B: Bild B und BAR-D: Bild D) Beispiel für ein Gen in Neuronenauswuchs (Abbildung 7) beteiligt: ​​Knockdown des Zielgens C in Wildtyp-SH-SY5Y Zellen führt zu einer deutlichen Erhöhung der Neuritenlänge (BAR-B: image-B), um Zellen mit Lentiviren Ausdruck verschlüsselt infiziert Vergleich shRNA (BAR-A: Bild A). Dieser Effekt wird in Zellen mit Toxin (BAR-C und D) inkubiert verloren. Beispiel für ein Gen in der mitochondrialen Morphologie (Abbildung 8) beteiligt: ​​Die Infektion von Wildtyp-SH-SY5Y Zellen mit shRNA Targeting-Gen D führt zu einer Abnahme in der mitochondrialen SER-Ridge-Segmentierung Wert (Abbildung 8, Bild C und D) im Vergleich zu Zellen mit Rührei Lentivirus (Abbildung 8, Bild A und B) infiziert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3452/3452fig1_lg.jpg"><img alt="Abbildung 1." src="/files/ftp_upload/3452/3452fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 1."></a> Abbildung 1 Überblick über die automatisierte Zellkultur-Protokoll.: ntent "&gt; <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3452/3452fig2_lg.jpg"><img alt="Abbildung 2." src="/files/ftp_upload/3452/3452fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 2."></a> Abbildung 2 Schematische Darstellung der Screening-Prozess, Bildanalyse und statistischen Methoden während der Screening-Verfahren verwendet:. I) Die Zellen werden kultiviert, bis sie konfluent und anschließend vernickelt in der Assay-Platten, die die shRNA Lentivirus sind. Die Zellen werden für 5 Tage differenziert und Toxin wird dann auf die Platten für 24 Stunden zugegeben. Assay-Platten werden von dem System und immungefärbt. Die Zeit, für jeden der Prozesse genommen ist in Klammern angegeben. ii) Daten erfasst mit einem HC-Imager (Zelllebensfähigkeit, Protein-Translokation und Neuronenauswuchs) und einem automatisierten konfokalen Imager (mitochondriale Morphologie). Daten zu CellHTS2 Paket innerhalb R exportiert, Basis (2) transformiert und normalisiert anmelden. Zwei-Wege-ANOVA wird verwendet, um signifikante Wechselwirkungen zwischen den verschiedenen Variablen zu identifizieren. Abbildung 3. Composite-Bilder von Zellen durch HC Bildgebung erworben. A) Unbehandelte Zellen, B) Zellen mit H 2 O 2 behandelt. DJ1 ist grün, die Mitochondrien in rot und die Zellkerne in blau gekennzeichnet. Neuriten Färbung ist nicht hervorgehoben. <img alt="Abbildung 4." src="/files/ftp_upload/3452/3452fig4.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 4."> Abbildung 4. Quantifizierung der mehrere zelluläre Funktionen aus einer HCS erhalten. AD) Unbehandelte SH-SY5Y Zellen. EH) H 2 O 2 behandelt SH-SY5Y Zellen. A, E) Kerne Segmentierung und Definition von ROI A, B, F) Identifizierung und Quantifizierung von Mitochondrien, ROI B, C, G) Identifizierung von DJ1, Target-Kanal II; D, G) Identifizierung und Berechnung der durchschnittlichen Neuritenlänge. Cells nahe an den Rand des Bildes aus der Analyse ausgeschlossen. Inset sind Bilder vor der Analyse. <imgalt src='"/' files></imgalt> Abbildung 5. Identifizierung eines Gens in Epistase mit DJ1 (Briefe an den Stäben auf die Beschriftung der Bilder entsprechen). Bilder A bis D sind SH-SY5Y Zellen mit Mitotracker CMXRos (rot), die für die Quantifizierung von Zell-Gesundheit verwendet wurde beschriftet. <img alt="Abbildung 6." src="/files/ftp_upload/3452/3452fig6.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 6."> Abbildung 6. Identifizierung eines Gens regulieren DJ1 Translokation (Briefe an den Stäben auf die Beschriftung der Bilder entsprechen). Bilder A bis D sind SH-SY5Y Zellen für DJ1 (grün), Mitochondrien (rot) und Zellkerne (blau), die für die Quantifizierung der DJ1 Translokation in den Mitochondrien eingesetzt wurden beschriftet. <img alt="Abbildung 7." src="/files/ftp_upload/3452/3452fig7.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 7."> Abbildung 7. Identifizierung eines Gens in Neuronenauswuchs beteiligt (Briefe an den Stäben auf die Beschriftung der Bilder entsprechen). Bilder A bis D sind SH-SY5Y Zellen für β-III Tubulin (grün) und Zellkerne (blau), die für die Quantifizierung der Neuritenlänge verwendet wurden beschriftet. <img alt="Abbildung 8." src="/files/ftp_upload/3452/3452fig8.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 8."> Abbildung 8. Identifizierung eines Gens bei der Regulierung der mitochondrialen Morphologie beteiligt. Bild A und C sind zusammengesetzte Bilder von SH-SY5Y Zellen mit Rührei shRNA oder shRNA Targeting-Gen D bzw. infiziert. Mitochondrien sind rot gefärbt, während Kerne in blau gefärbt sind. Bild B und D sind Visualisierungen der SER-Ridge Quantifizierung.

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</ol>

Wir haben nichts zu offenbaren

Mit der sinkenden Kosten für HT / HC zelluläre Screening-Systeme, mit der Verfügbarkeit von leistungsfähigen genomweiten Werkzeuge, um Genfunktionen verändern kombiniert werden HT / HC-Bildschirme zum Alltag in der Wissenschaft. Der Ansatz wurde bereits erfolgreich auf den verschiedensten Bereichen der Forschung wie die Identifizierung von Drug Targets in der Krebstherapie 9, 31-33 und 34-36 der Embryonalentwicklung angelegt und hat sogar das Potenzial für den Einsatz in der Entschlüsselung der Signalwege in neuropsychiatrischen Störungen 37,38 beteiligt. Doch die Umsetzung eines solchen Systems erfordert einen erheblichen Aufwand an Zeit und Aufwand bei der Prozessoptimierung oft unter ein Minimum von 6 Monaten. Alle Schritte, wie Trypsinierung Zeiten, Pipettieren Geschwindigkeiten und Aussaatdichten müssen angepasst werden, um sicherzustellen, dass die Zellen gesund sind und wachsen ständig. Prävention von bakterieller Kontamination ist eine der schwierigsten Herausforderungen für automatisierte Zellkultur mit wöchentlicher Reinigung Protokolle in combination mit konstanter Spülung aller Gleitlagerröhre Linien mit 70% Ethanol, die für frei von Verunreinigungen Kulturen. Es wird auch notwendig sein, die Robotik zu verbessern, so dass zusätzliche Instrumente, wie die konfokale Mikroskope für eine höhere Auflösung und -80 ° C Tiefkühltruhen für Compound Storage integriert werden kann. Es gibt auch Einschränkungen, die angegangen, um die empfindlichen, Geschwindigkeit und Nutzen dieser Methode, um Gen-Netzwerke zu studieren und zu identifizieren Gene in pathogenen molekularen Mechanismen beteiligt zu verbessern werden müssen. Zur Durchführung einer HT / HC-Bildschirm und sicherstellen, dass zuverlässige Daten erhoben werden, haben verschiedene Aspekte optimiert werden. Erstens ist die Zuverlässigkeit der Messung entscheidend und ist abhängig von der Robustheit und Empfindlichkeit des Tests. Zum Beispiel sind die oben beschriebenen Assays geeignet für kleinere Bildschirme, sind aber schwierig, auf einer genomweiten Maßstab, aufgrund der Anzahl Verarbeitungsschritte vor der Bildaufnahme erforderlich sind, umzusetzen.So müsste man, um stabile Zelllinien, die Reporter-Gen, das für die direkte Bildgebung erlauben würde und zu einer verminderten Variation aufgrund der reduzierten Anzahl von Bearbeitungsschritten zu konstruieren. Derzeit Gestaltung eines Assays, die genau zeigt und zuverlässig quantifiziert einem Phänotyp von Interesse ist ein großer Engpass bei der HC Screening-Prozess. Viele Bildschirme sind in Säugetierzellen mit unterschiedlichen RNAi-Bibliotheken, die alle aus dem Off-Target-Effekte, begrenzt Gen-Silencing Effizienz und unvollständiger Genomabdeckung leiden durchgeführt. So Bibliotheken müssen gemacht, die sind spezifischer, potenter und haben eine bessere Abdeckung werden. Die Bemühungen sind im Gange, um zu schaffen, wie Es ist zu hoffen, solche Bemühungen wird die Reproduzierbarkeit der HT / HC Eindrehen verbessern<html> en Treffer. Eine Einschränkung der viele großformatige Zelle based screens sind, dass sie in Neuroblastom-Zellen durchgeführt werden, weil sie genetisch manipuliert werden kann und kultiviert, um eine große Anzahl mit relativer Leichtigkeit. Allerdings ist die Relevanz der &quot;Besucher&quot; in ex vivo Zellkultur-Modellen zu identifizieren in vivo-Funktion fragwürdig, zumal das Gehirn von hoch spezialisierten Zelltypen, die ein dichtes und kompliziertes Netzwerk von synaptischen Verbindungen zu funktionieren, wie eine hoch integrierte Einheit bilden besteht. Als Folge ist es üblich, dass Zugriffe, die anhand des Screening-Ansatzes oben beschrieben, sind in Sekundär-Bildschirme mit zusätzlichen Techniken und in mehr physiologisch relevanten Modelle 39 validiert. Zur Verbesserung der Übersetzung Zugriffe während HCS identifiziert, müssen repräsentativer und komplexer Modelle, wie zB primären Zellen und differenzierten Stammzellen oder Co-Kultur-Systemen entwickelt und angepasst für HT / HC Ansätze. ntent &quot;&gt; Mit einer Kombination aus automatisierten Zellkultur-und HC-Bildgebung kann man schnell gewinnen neue Einblicke, wie Neuronen funktionieren und welche Wege sind wichtig, um die Entwicklung der Krankheit. Kombinieren HCS / HTS-Daten mit Informationen aus anderen&quot; Gebieten der &quot;Ansätze generiert, wird es dann möglich sein, eine Systembiologie Überblick über Erkrankungen des Gehirns zu konstruieren, und erleichtert so therapeutischen Entwicklung.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenz </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> AI.CELLHOST </td><td> HAMILTON </td><td> <a href="http://www.hamiltonrobotics.com/en-uk/applications/cellomics/">http://www.hamiltonrobotics.com/en-uk/applications/cellomics/</a> </td></tr><tr><td> OPTI-MEM </td><td> INVITROGEN </td><td> 31985-054 </td></tr><tr><td> Retinsäure </td><td> SIGMA-ALDRICH </td><td> R2625 </td></tr><tr><td> OmniTray PLATES </td><td> NUNC </td><td> 465219 </td></tr><tr><td> 96 WELL Kulturplatten </td><td> GRENIER </td><td> 655086 </td></tr><tr><td> DJ1 N20 ANTIKÖRPER </td><td> SANTA CRUZ </td><td> SC27004 </td></tr><tr><td> BETA-III Tubulin-Antikörper </td><td> SIGMA-ALDRICH </td><td> T3952 </td></tr><tr><td> MitoTracker CMXROS </td><td> INVITROGEN </td><td> M-7512 </td></tr><tr><td> Hoechst-33342 </td><td> INVITROGEN </td><td> H1399 </td></tr><tr><td> WASSERSTOFFPEROXID </td><td> SIGMA-ALDRICH </td><td> 216763-100ML </td></tr><tr><td> TRYPSIN </td><td> INVITROGEN </td><td> 25050014 </td></tr><tr><td> Dulbeccos Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung </td><td> INVITROGEN </td><td> 14190086 </td></tr><tr><td> Promega Wizard MagneSil TFX </td><td> PROMEGA </td><td> A2380 </td></tr><tr><td> ShRNA CLONES </td><td> OPEN BIOSYSTEMS </td><td> <a href="http://www.openbiosystems.com/RNAi/shRNALibraries/TRCLibraryDetails/">http://www.openbiosystems</a>.com / RNAi / shRNALibraries / TRCLibraryDetails / </td></tr><tr><td> Cellomics Bioanwendungen </td><td> THERMO-FISHER </td><td> <a href="http://www.thermo.com/hcs">http://www.thermo.com/hcs</a> </td></tr></tbody></table>

high content screening in neurodegenerative diseases

High Content Screening in Neurodegenerative Diseases

Die funktionellen Annotation von Genomen, Aufbau von molekularen Netzwerken und neuartige Drug-Target-Identifizierung, sind wichtige Herausforderungen, die als eine Angelegenheit von großer Dringlichkeit 1-4 angegangen werden müssen. Mehrere komplementäre den Gebieten der &quot;-Ansätze haben Hinweise auf die genetischen Risikofaktoren und pathogene Mechanismen zahlreicher neurodegenerativer Erkrankungen zur Verfügung gestellt, aber die meisten Ergebnisse noch erfordern eine funktionale Validierung 5. Zum Beispiel ist eine aktuelle genomweiten Assoziationsstudie für Parkinson (PD) identifizierten sich viele neue loci als Risikofaktoren für die Erkrankung, aber die zugrunde liegende ursächliche Variante (n) oder pathogenen Mechanismus nicht 6, 7 bekannt. Da jeder zugehörigen Bereich mehrere Gene enthalten können, wäre die funktionelle Bewertung der einzelnen Gene auf Phänotypen mit der Krankheit assoziiert, mit traditionellen zellbiologischen Techniken zu lange dauern. Es gibt auch eine Notwendigkeit, die molekularen Netzwerke zu verstehen, die aufGenmutationen, die Phänotypen sie verursachen. Es wird erwartet, dass Krankheitsphänotypen das Ergebnis der vielfältigen Wechselwirkungen, die gestört haben. Wiederaufbau dieser Netzwerke mit traditionellen molekularen Methoden würden zeitaufwendig sein. Darüber hinaus werden Netzwerk-Vorhersagen aus unabhängigen Studien der einzelnen Komponenten, den Reduktionismus Ansatz, wahrscheinlich unterschätzen die Komplexität des Netzwerks 8. Diese Unterschätzung könnte zum Teil erklären die niedrige Erfolgsquote der Arzneimittelzulassung aufgrund von unerwünschten oder toxischen Nebenwirkungen. Der Erwerb von einem Netzwerk Perspektive der Krankheit verbundenen Wege mit HT / HC zelluläre Screening-Methoden, und Feststellung der wichtigsten Knoten innerhalb dieser Signalwege könnte zur Identifizierung von Zielen, die besser geeignet für eine therapeutische Intervention sind zu führen. High-Throughput-Screening (HTS) ist eine ideale Methode, um diese Probleme 9-12 Adresse. aber die traditionellen Methoden wurden eindimensionale ganzen gut Zell-Assays, die Vereinfachung verwendetstic Anzeigen für komplexe biologische Prozesse. Sie waren nicht in der Lage, gleichzeitig zu quantifizieren viele Phänotypen bei neurodegenerativen Erkrankungen wie axonalen Transport Defizite oder Änderungen in der Morphologie Eigenschaften 13, 14 beobachtet. Dieser Ansatz konnte nicht verwendet werden, um die dynamische Natur der zellulären Prozessen oder pathogene Ereignisse, die in einer Untergruppe von Zellen auftreten zu untersuchen. Zur Quantifizierung solcher Merkmale muss man, um multi-dimensionale Phänotypen bewegen bezeichnet High-Content Screening (HCS) 4, 15-17. HCS ist die zell-basierte Quantifizierung von mehreren Prozessen gleichzeitig, das eine detailliertere Darstellung der zellulären Antwort auf verschiedene Störungen bietet im Vergleich zu HTS. HCS hat viele Vorteile gegenüber HTS 18, 19, aber die Durchführung einer Hochdurchsatz-(HT)-High-Content-(HC)-Bildschirm in neuronalen Modellen ist problematisch wegen der hohen Kosten, ökologische Vielfalt und menschliche Fehler. Um zelluläre Reaktionen auf eine &quot;phenomics &#39;scale erkennenmit HC Bildgebung muss man Variation und Fehler zu reduzieren, bei gleichzeitiger Erhöhung der Empfindlichkeit und Reproduzierbarkeit. Hier beschreiben wir eine Methode, um präzise und zuverlässig durchzuführen shRNA Bildschirme mit automatisierten Zellkultur 20 und HC Imaging in neuronalen Zellen Modellen. Wir beschreiben, wie wir diese Methode verwendet, um Modulatoren für ein bestimmtes Protein, DJ1, die, wenn mutiert Ursachen autosomal rezessiv Parkinsonismus 21 identifizieren. Die Kombination der Vielseitigkeit der HC-Bildgebung mit HT-Methoden ist es möglich, genau zu quantifizieren eine Vielzahl von Phänotypen. Dies könnte dann genutzt werden, um unser Verständnis des Genoms, die Wege in der Krankheitsentstehung beteiligt sind vorab zu identifizieren sowie potentielle therapeutische Targets werden.

Wir beschreiben eine Methode kombiniert automatisierte Zellkultur mit High-Content-Bildgebung zur Visualisierung und Quantifizierung von mehreren zellulären Prozessen und Strukturen, in einem High-Throughput Weise. Solche Methoden können in der weiteren funktionellen Annotation von Genomen Hilfe sowie zu identifizieren Krankheit Gen-Netzwerke und mögliche Angriffspunkte für Medikamente.

Die funktionelle Annotation von Genomen, der Aufbau molekularer Netzwerke und die Identifizierung neuer Wirkstofftargets sind wichtige Herausforderungen, die ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, Hochdurchsatzanalysen in zellulären Krankheitsmodellen zu nutzen, um die bei neurodegenerativen Erkrankungen beeinflussten Signalwege zu quantifizieren. Dazu wird ein zelluläres Modell des Krankheitsphänotyps in das automatisierte Zellkultursystem eingegeben, und die Zellen werden solange inkubiert, bis die erforderliche Zellanzahl erreicht ist. Anschließend werden die Zellen geteilt, gezählt und in 96-Loch-Platten pipettiert, die Lentiviren enthalten, die verschiedene SH-RNAs exprimieren.Nach sechs Tagen zellulärer Differenzierung werden die Zellen aus dem System entnommen, um sie immunhistochemisch zu färben und mittels hochauflösender Bildgebung zu analysieren. Abschließend werden die Bilder mithilfe verschiedener Analysealgorithmen ausgewertet, um Merkmale in Bezug auf die Zellgesundheit, neuronales Wachstum und mitochondriale Funktion zu quantifizieren.Die Ergebnisse werden außerdem mittels zweifaktorieller Varianzanalyse in Novas analysiert, um signifikante Interaktionseffekte zu identifizieren. Diese Methode kann die Beantwortung zentraler Fragen zur Funktion krankheitsbezogener Gene und der Signalwege, in denen sie insgesamt wirken, beschleunigen. Dies führt anschließend zu einem besseren Verständnis der pathogenen Mechanismen, die bei neurodegenerativen Erkrankungen beteiligt sind.Um den Zellkultivierungsprozess zu beginnen, bereiten Sie das automatisierte Zellkultivierungssystem für die Eingabe von Zellkulturplatten vor. Laden Sie Verbrauchsmaterialien wie Pipettenspitzen, Zellkulturplatten und Assayplatten in das System ein. Stellen Sie außerdem manuell sicher, dass ausreichend Zellkulturmedien, PBS und Trypsin im System vorhanden sind.Besäen Sie zwei Omni-Tray-Platten mit jeweils zwei mal 10 hoch sechs Zellen der SH-SY5Y-Neuroblastomzelllinie. Kultivieren Sie die Zellen in optimalem Medium mit 10 % fetalem Kälberserum (FBS) und stellen Sie die Platten in das Eingabefach des Zellkulturroboters. Wählen Sie über die grafische Benutzeroberfläche (GUI) das Protokoll für die adhärente Zellkultur (A adherent cell culture) aus und passen Sie die zelllinienspezifischen Parameterdateien für adhärente Zellen so an, dass die Konfluenzschwelle bei 70 % liegt.Gesamtinkubationszeit auf zwei Minuten einstellen. Das System anweisen, neue Omni-Tray-Platten mit einer Zellanzahl von zwei mal 10 hoch sechs Zellen pro Platte vorzubereiten. Das System anweisen, pro Omni-Tray-Platte Assay-Platten mit insgesamt 5.000 Zellen pro Vertiefung vorzubereiten und die Zellen bei 37 Grad Celsius und 5 %CO2 zu inkubieren.Die folgenden Schritte sind Teil dieses Zellkulturprotokolls zur Adhärenz. Die Platten werden inkubiert und abgebildet, bis die Zellen die vordefinierte Konfluenzschwelle erreichen. Falls die Zellen die Konfluenzschwelle innerhalb von fünf Messungen nicht erreichen, werden die Platten aus dem System entfernt.Nach Erreichen der benutzerdefinierten Konfluenzschwelle werden die Zellen gewaschen, trypsiniert und gezählt. Eine vordefinierte Anzahl von Zellen wird neuen Omni-Trait-Platten hinzugefügt, und falls eine ausreichende Anzahl von Zellen vorhanden ist, werden eine festgelegte Anzahl von Testplatten auf das Deck transportiert und eine definierte Anzahl von Zellen in jedes Loch übertragen. Abschließend können die Testplatten entweder direkt mit dem integrierten Mikroskop abgebildet oder aus dem System entnommen werden, um weitere Schritte zur Virusproduktion einzuleiten.Inokulieren Sie LB-Medium, das Ampicillin enthält, mit bakteriellen Glycerin-Stämmen, die die HRNA-Vektoren enthalten, und lassen Sie die Kulturen über Nacht wachsen. Am folgenden Tag zentrifugieren Sie die Zellen, entfernen den Überstand und extrahieren die Plasmide mithilfe des Wizard Magnus Cell Plasmid Purification Systems. Die endgültige, E EIT enthaltende Plasmid-DNA wird in 96-Loch-Platten gesammelt. Das S-H-R-N-A-Lentivirus wird unter Verwendung des RNAi-Konsortiums hergestellt, wobei die Lentivirus-Produktion in 96-Loch-Platten erfolgt. Alle Experimente müssen in einem ML-2- oder BSL-2-LA-Sicherheitslabor durchgeführt werden, und alle verwendeten Reagenzien und Verbrauchsmaterialien müssen nach Gebrauch mit 30 % Chlor deskontaminiert werden.Das Verfahren zur Lentivirus-Produktion wird in diesem Video nicht demonstriert, dauert jedoch vier Tage und besteht aus den folgenden Schritten. Zunächst werden die Verpackungszellen am Tag null am folgenden Nachmittag ausgesät. Am Tag eins werden die Verpackungszellen 18 Stunden nach der Transfektion mit drei Lentivirus-Plasmiden transfiziert.Tag zwei: Das Medium wird durch frisches Medium mit hohem BSA- oder hohem Serumgehalt ersetzt. 24 Stunden nach dem Mediumwechsel. Tag drei: Das Virus wird geerntet und das Medium erneut durch frisches Medium mit hohem BSA- oder hohem Serumgehalt ersetzt.Schließlich wird 24 Stunden nach der ersten Virusgewinnung, am vierten Tag, das Virus erneut geerntet und die Verpackungszellen verworfen, um die Multiplizität der Infektion oder MOI des Lentivirus zu berechnen. Transduzieren Sie SHSY5Y-Zellen mit seriellen Verdünnungen des Virus und inkubieren Sie die Zellen bei 37 Grad Celsius. Visualisieren Sie die GFP-Expression 72 Stunden nach der Transduktion unter dem Mikroskop und bestimmen Sie den Prozentsatz der GFP-positiven Zellen. Säen Sie das shRNA-Lentivirus mit einem MOI von drei in Assayplatten aus. Nachdem das shRNA-Lentivirus auf die Assayplatten aufgebracht wurde, laden Sie die Platten in das automatisierte Zellkultursystem für die lentivirale Transduktion.Nach 24 Stunden wird das Medium in den Assayplatten gewechselt zu Optimum mit 0,5 % FBS und 0,1 µM Retinsäure. Um den Differenzierungsprozess zu beginnen, wird die Inkubation der Assayplatten in dem Differenzierungsmedium für fünf Tage fortgesetzt, um eine maximale Herunterregulation der Zielgenexpression am fünften Tag sicherzustellen. Am sechsten Tag wird H2O zwei auf die Hälfte der Assayplatten für 24 Stunden zugegeben, um die Translokation des DJ1-Proteins in die Mitochondrien zu stimulieren. Anschließend wird MIT-Tracker in eine Endkonzentration von 200 nmol pro Bohrung zugegeben und 30 Minuten bei 37 °C inkubiert.Danach können die Platten zum Hochdurchsatz- oder HC-Imager zur Bildaufnahme transportiert werden. Alternativ können die Platten aus dem System entnommen und einer weiteren Verarbeitung, beispielsweise einer Immunfärbung, zugeführt werden. Für die Hochdurchsatz-Bildgebung werden insgesamt 30 Felder pro Mulde mit dem 20x-Objektiv aufgenommen: DJ eins mit dem Fitzy-Filterset, Mitochondrien mit dem Trixy-Filterset, Beta-drei-Tubulin mit dem S-fünf-Filterset und Zellkerne mit dem UV-Filterset.Dies ist ein Beispiel für zusammengesetzte Bilder von Zellen, die mittels hochauflösender Bildgebung gewonnen wurden. In Abbildung drei sind unbehandelte Zellen im Panel A und mit H2O zwei behandelte Zellen im Panel B dargestellt. DJ eins ist grün markiert, Mitochondrien rot und Kerne blau. Um den durchschnittlichen Überlappungskoeffizienten zwischen DJ eins und den Mitochondrien zu bestimmen, analysieren Sie die Bilder mithilfe der Bioanwendung zur Kolokalisation.Definieren Sie die Regionen von Interesse. ROI wie folgt: ROIA – Kern, Abbildung vier A und E; und ROIB – Mitochondrien, Abbildung vier B und F. Schließen Sie ROIA von ROIB aus. Um sicherzustellen, dass nur das Zytoplasma analysiert wird, definieren Sie die Mitochondrien als Zielregion eins und DJ eins als Zielregion zwei, Abbildung vier C und G. Analysieren Sie die Bilder mithilfe der Com-Compartmental-Analyse-Bio-Anwendung, um die durchschnittliche Intensität des MIT-Tracker-Signals innerhalb der Mitochondrien zu bestimmen.Abbildung vier B und F, um die durchschnittliche Länge der Neuriten aus der Beta-drei-Tubulin-Färbung zu verfolgen. Analysieren Sie die Bilder mithilfe der neuronalen Profilierungs-Bioanwendung, Abbildung vier D und H, sowie der folgenden Bildplatten mit dem Opera LX, einem automatisierten konfokalen Lesegerät.Visualisieren Sie Mitochondrien mit dem 561 Nanometer Laser und Kerne mit UV-Anregungsbildgebung. Erfassen Sie insgesamt 30 Felder pro Vertiefung unter Verwendung des 60x-Objektivs mit Wasserimmersion. Analysieren Sie die Bilder abschließend mit dem Spot-Edge-Ridge- oder SER-Texturmerkmals-Algorithmus.Der SER-Ridge-Filter überträgt die Intensität in Pixeln, die rückenartige Muster bilden. Je fragmentierter die Mitochondrien sind, desto höher ist der SER-Ridge-Score. In diesem Video wurden Hochdurchsatz- oder HC-Assays verwendet, um Modulatoren des DJ1A-Proteins zu identifizieren, dessen Verlust autosomal-rezessive Parkinson-Erkrankungen verursacht.Dieses erste repräsentative Ergebnis veranschaulicht eine epistatische Interaktion mit DJ1. Das Balkendiagramm auf der linken Seite zeigt normalisierte Fluoreszenzeinheiten, und die Bilder auf der rechten Seite zeigen SH-SY5Y-Zellen, die mit MitoTracker rot markiert sind, zur Quantifizierung der Zellviabilität.Es wurde beobachtet, dass die Herunterregulation von DJ one in Zellen, die einem Toxin ausgesetzt waren, zu einem stärkeren Verlust der Zellviabilität führte als bei Zellen, die mit einem „scrambled“ Lentivirus infiziert wurden. Die Herunterregulation des Zielgens A hatte einen ähnlichen Effekt wie die Herunterregulation von DJ one in Zellen. Die gleichzeitige Herunterregulation von DJ one und Zielgen A führte jedoch zu einem signifikant stärkeren Verlust der Zellviabilität als der Verlust jedes einzelnen Gens allein, was auf eine epistatische Interaktion zwischen DJ one und Zielgen A hindeutet. Dieses nächste Beispiel zeigt ein Gen, das die Translokation von DJ one reguliert.Das Balkendiagramm zeigt den normalisierten Überlappungskoeffizienten zwischen DJ1 und den Mitochondrien, der die Translokation von DJ1 aus dem Zytoplasma in die Mitochondrien widerspiegelt. Die Abbildungen A bis D zeigen Bilder von SH-SY5Y-Zellen, die grün für DJ1, rot für Mitochondrien und blau für Kerne markiert sind. Wenn die Zellen einem Toxin ausgesetzt werden, transloziert DJ1 aus dem Zytoplasma in die Mitochondrien, was durch einen höheren Überlappungskoeffizienten zwischen DJ1 und den Mitochondrien quantifiziert wird.In Zellen, in denen das Zielgen B stillgelegt wurde, transloziert sich weniger DJ-1 in die Mitochondrien, wenn die Zellen dem Toxin ausgesetzt werden. Dies legt nahe, dass das Zielgen B an dem Transport von DJ-1 in die Mitochondrien beteiligt ist. Ein Beispiel für ein Gen, das an der neuronalen Auswuchsformation beteiligt ist, wird hier gezeigt. Normalisierte Neuritenlängen sind im Balkendiagramm dargestellt, und die zur Quantifizierung der Neuritenlängen verwendeten Zellen sind in den Abbildungen mit Beta-3-Tubulin in Grün und Kernen in Blau zu sehen.Die Herunterregulation des Zielgens C in Wildtyp-SHSY5Y-Zellen führt im Vergleich zu Zellen, die mit Lentivirus exprimierendem scrambeltem shRNA infiziert wurden, zu einer signifikanten Zunahme der Neuritenlänge. Dieser Effekt geht in Zellen, die mit Toxin inkubiert wurden, verloren. Schließlich zeigen diese Ergebnisse ein Beispiel für ein Gen, das an der mitochondrialen Morphologie beteiligt ist.Die durchschnittlichen Werte für die Segmentierung der mitochondrialen SER-Rücken in SHSY-5Y-Zellen, die mit einer unspezifischen HRNA oder einer A-S-H-R-N-A, die das Gen D targetiert, infiziert wurden, sind im Diagramm dargestellt. Abbildung A und Abbildung C zeigen jeweils Zusammenschnittbilder von SHSY-5Y-Zellen, die mit einer unspezifischen HRNA beziehungsweise einer A-H-R-N-A, die das Gen D targetiert, infiziert wurden. Die Mitochondrien sind rot, die Kerne blau gefärbt.Bild B und D zeigen Visualisierungen der SER-Graten-Quantifizierung, wie hier beobachtet. Die Infektion von Wildtyp-SHSY-5Y-Zellen mit einem HRNA, das das Gen D gezielt anspricht, führt im Vergleich zu Zellen, die mit einem zufällig sortierten Lentivirus infiziert wurden, zu einem Anstieg des mitochondrialen SER-Graten-Segmentierungswerts. Dieser Ansatz kann Forschern auf dem Gebiet der Neurodegeneration den Weg ebnen, um die an der Krankheitspathogenese beteiligten Signalwege zeitnah zu untersuchen und zu annotieren.Dies wird anschließend zu besseren Zielstrukturen für die therapeutische Entwicklung führen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieser Artikel beschreibt ein neuartiges Protokoll und Reagenz-Set für empfindliche Messung der neurotoxischen Wirkungen von Verbindungen und Behandlungen auf Co-Kulturen von Neuronen und Astrozyten mit High Content Analyse entwickelt. Die Ergebnisse zeigen, dass High Content Analyse eine spannende neue Technologie für die Neurotoxizität Beurteilung darstellt.

Eine Neuronale und Astrocyte Co-Kultur-Assay für High Content Analyse der Neurotoxizität

Quelle: Bétemps, D., et al.,  Nachweis von krankheitsassoziiertem α-Synuclein durch verstärkten ELISA im Gehirn transgener Mäuse, die humanes A53T-mutiertes α-Synuclein überexprimieren. J. Vis. Exp. (2015). Dieses Video zeigt das Verfahren zum Nachweis des neurodegenerativen krankheitsassoziierten Proteins α-Synuclein im Hirngewebe von transgenen Mäusen mittels ELISA. Die Schritte umfassen die Homogenisierung des Gewebes, die Zentrifugation und den ELISA-Nachweis des α-Synuclein-Proteins zur...

Nachweis von neurodegenerativem Protein α-Synuclein mittels ELISA

Wir präsentieren Ihnen eine schnelle und kostengünstige Screening-Methode zur Identifizierung von Transkriptionsregulatoren mit Hochdurchsatz-Roboter-Transfektionen und ein hausgemachtes Dual-Luciferase-Assay glühen. Dieses Protokoll erzeugt schnell direkten Seite-an-Seite funktionellen Daten für Tausende von Genen und ist leicht modifizierbar, um jedes Gen von Interesse zielen.

Hochdurchsatz-Screening mit einem Funktionshomemade Dual-Luciferase Assay-Schein

Wir beschreiben ein Hochdurchsatz-Multiplex, und gezielte proteomic Cerebrospinalflüssigkeit (CSF) -Assay mit Potential für klinische Umsetzung entwickelt. Der Test kann für Neurodegeneration, wie Apolipoprotein E-Varianten (E2, E3 und E4), und messen deren allelische Expression potentielle Marker und Risikofaktoren zu quantifizieren.

Ein hoher Durchsatz, Multiplexed und Proteom-CSF-Assay Gezielte Quantifizieren Neurodegenerative Biomarkers und Apolipoprotein E Isoformen-Status

Hier beschrieben handelt es sich um einen inszenierten, Verhaltens-Screening-Ansatz, der verwendet werden kann, um Verbindungen zu sehen, die in vivo Wirksamkeit auf kognitiven und funktionellen motorischen Verhaltensweisen in transgenen Mausmodellen von β-Amyloidose und Tauopathie zeigen. Diese Methoden sind optimiert, um Verbindungen für die Aktivität in kurzfristigen und Arbeitsspeicheraufgaben zu screenen.

Assessment of Spontane Alternation, neuartige Objekterkennung und Gliedmaßenverkürzung in transgenen Mausmodellen der Amyloid-β- und Tau-Neuropathologie

Wir beschreiben eine Methode zur Quantifizierung der Aggregation fehlgefaltete Proteine. Unsere Protokolldetails Lentivirale induzierte stabile Zellgeneration Linie, automatisierte konfokale Bildverarbeitung und Bildanalyse von Proteinaggregaten. Als anschauliche Anwendung haben wir untersucht die Wirkung kleiner Moleküle bei der Förderung der SOD1-Aggregation in einer Zeit und Dosis-abhängigen Weise.

Assay-Entwicklung für hohe Content Quantifizierung der Sod1 mutierten Proteins Aggregatbildung in lebenden Zellen

Diese Methode produziert Entscheidungsbäume, die auf Bevölkerungsgruppen abzielen, die anfälliger für leichte kognitive Beeinträchtigungen sind und für ein kostengünstiges selektives Screening der Krankheit nützlich sind.

Ein machine Learning-Ansatz zur Entwicklung eines effizienten selektiven Screenings leichter kognitiver Beeinträchtigungen

Wir präsentieren ein Protokoll mit einem vorwärts genetischen Ansatz, um Mutanten zu überprüfen, die Neurodegeneration in Drosophila melanogasterzeigen. Es beinhaltet einen Klettertest, histologische Analysen, Genkartierung und DNA-Sequenzierung, um letztendlich neue Gene im Zusammenhang mit dem Prozess des Neuroprotektions zu identifizieren.

In Vivo Forward Genetic Screen zur Identifizierung neuartiger neuroprotektive gene in Drosophila melanogaster

Wir beschreiben die Produktion von Mischkulturen von Astrozyten und Oligodendrozyten-Vorläuferzellen, die aus fetalen oder adulten neuralen Stammzellen gewonnen werden, die sich in reife Oligodendrozyten unterscheiden, und in vitro die Modellierung schädlicher Reize. Die Kopplung mit einer zellbasierten High-Content-Screening-Technik bildet ein zuverlässiges und robustes Wirkstoff-Screening-System.

High-Content-Screening-Differenzierungs- und Reifungsanalyse von fetalen und adulten neuralen Stammzellen-abgeleiteten Oligodendrozyten-Vorläuferzellkulturen

Fibroblasten von Patienten mit Mutationen in der Parkinson-Krankheit verursachenden Gene stellen ein leicht...

Die Verwendung von primären humanen Fibroblasten zur Überwachung Mitochondriale Phänotypen auf dem Gebiet der Parkinson-Krankheit

Erfahren Sie High-Content-Screening für neurodegenerative Erkrankungen mit automatisierten Zellkulturen und hochauflösender Bildgebung. Diese Methode quantifiziert neuronale Auswuchs- und Mitochondrienfunktionen.

High Content Screening in Neurodegenerative Diseases

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