Name: Ein Cre-Lox P Rekombination Ansatz für den Nachweis von Cell Fusion In Vivo /em (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-04T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 13 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie Zellfusionen in vivo mit Cre-LoxP-Rekombination nachweisen. Diese Methode nutzt Lumineszenz-Signale zur Echtzeit-Visualisierung und Analyse von Zell-Zell-Interaktionen in lebenden Mäusen.

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Die Autoren bedanken sich bei Dr. Peyman Hemmati (Department of Medicine, University of Wisconsin-Madison) für die großzügige Bereitstellung der H1 MSCs und Dr. Tim Hacker, Dr. Gouqing Song und Frau Jill Koch von der University of Wisconsin Kardiovaskuläre Physiologie danken Core Facility für die Durchführung von Operationen mit der Maus. Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation durch eine Graduate Research Fellowship an Brian Freeman und NIH R21 HL089679 unterstützt.

1. Donor Zelltransfektion <ol><li> Ernte-mesenchymale Stammzellen (MSCs aus H1 embryonalen Stammzellen freundlicherweise von Dr. Peyman Hematti gespendet abgeleitet, alternativ jeden Zelltyp jeder Art angenommen, dass sie in vivo-Sicherung eingesetzt werden könnten), wenn 70 bis 80% konfluent mit 1X Trypsin (Mediatech, Manassas VA) für 5 min. inaktivieren Trypsin mit α-MEM Vollmedium (Antibiotikum frei, Invitrogen, Carlsbad CA) 18. Zentrifuge bei 300 xg für 5 min. </li><li> Sorgfältig Überstand absaugen und resuspendieren Pellet in 1 ml 1X PBS und Zählen von Zellen unter Verwendung eines Hämozytometers. </li><li> Transfer 1,5 x 10 6 Zellen in ein 1,5 ml Zentrifugenröhrchen. Zentrifuge bei 300 xg für 5 min. </li><li> Vorsichtig absaugen Überstand. Pellet in 300 ul R Buffer (Neon Transfektion System, Invitrogen) und 6 pg (2 ug / 5,0 x 10 5 Zellen) von P231 pCMVe-betaAc-STOP-luc (Addgene, Cambridge, MA). Platz 3 ml E-Puffer (Invitrogen) in die Elektroporation Docking-Anschluss per Protokoll des Herstellers (Neon Transfektion System, Invitrogen). </li><li> Transfer-Zell-Plasmid-Lösung für ein 100 ul Neon Pipettenspitze und elektroporieren mit einer Pulsdauer von 20 ms und einer Höhe von 1500 Volt. Legen Sie elektroporiert Zellen in ein 15 mL konische Röhrchen mit 9,7 mL α-MEM Vollmedium. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 1.5 zwei weitere Male und Pool transfizierten Zellen auf ein Gesamtvolumen von 10 ml zu erhalten. Fügen Sie die 10 mL Zellsuspension (1,5 x 10 6 Zellen), eine T175 Flasche mit 10 ml α-MEM Vollmedium. Die Lebensfähigkeit der Zellen nach der Elektroporation ist etwa 30% auf ca. 4,5 x 10 5 vitale Zellen pro T175 liefern. </li><li> Ändern α-MEM Vollmedium 24 Stunden nach der Transfektion. </li><li> Ernte transfizierter Zellen bei 70 bis 80% konfluent (~ 2 bis 3 Tage nach der Elektroporation). Führen Zellzahl unter Verwendung eines Hämozytometers und Zellen in einer Konzentration von 1,0 x 10 6Zellen/50 ul von α-MEM Vollmedium. Minimieren der Zeit Zellen verbringen in Suspension zum Zelltod zu reduzieren, um vor Injektion. </li></ol> 2. Intramyokardialen Injection <ol><li> Induzieren Anästhesie durch Isofluran (Phoenix Pharmaceuticals, Inc., St. Joseph, MO) an transgenen Mäusen entwickelt, um konstitutiv Cre-Rekombinase in jeder Zelle (B6.C-Tg (CMV-cre) 1CGN / J, Jackson Laboratory in Bar Harbor, ME). </li><li> Entfernen Sie Haare aus Brustbereich mit Haarschneidemaschinen oder chemische Haarentferner. </li><li> Intubieren mit einem 18-Gauge-Katheter (Becton Dickinson &amp; Co, Franklin Lakes NJ) und am Maus-Ventilator bei 120 bis 130 Atemzüge pro Minute mit einem Hubvolumen von 150 ul. </li><li> Machen seitlichen Schnitt über dem vierten Interkostalraum wodurch eine Thorakotomie. </li><li> Visualisierung des Herzens, machen zwei 25 ul Injektionen von transfizierten Zellsuspension mit einer 1 ml-Spritze (Temuro Medical Corporation, Somerset, NJ) und 28-Gauge-Nadel (BECTauf Dickinson &amp; Co, Franklin Lakes NJ). Zur Erleichterung der intramyokardialen Injektion und verhindern, dass übermäßige Schäden an der Orgel, biegen Sie die Nadel Kopf ~ 90 Grad. </li><li> Nach der Injektion verwenden resorbierbares Nahtmaterial (zB Vicryl) an den Rippen und Muskelschichten zu schließen. Suture Haut geschlossen mit 4-0 Nylon oder Seide. </li><li> Lassen Sie Maus, um aus der Narkose und Extubation erholen. </li><li> Kontrollgruppen sollten Cre Mäusen, die mittel-Injektionen nur, Empfangen Cre Mäusen die gleiche Konzentration an transfizierten Zellen und Wildtyp-Mäusen, die transfizierten Zellen (alternativ erhalten Cre Mäusen transfizierten Zellen nicht anfällig für Sicherung). </li></ol> 3. Biophotonic Imaging <ol><li> Fünf bis 15 Minuten vor der Belichtung, intraperitoneal (IP) zu injizieren 10 l pro Gramm Maus Körpergewicht von 15 mg / mL D-Luciferin (Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA). </li><li> Induzieren Anästhesie an Mäusen über Isofluran bei 4% für Induktion eind 1 bis 2% für die Wartung. </li><li> Legen Mäuse in Rückenlage in der Bildgebung Box mit Gesichtsmaske Verwaltung von 1 bis 2% Isofluran zur Aufrechterhaltung der Narkose (Xenogen Biophotonic Imaging System, Hopkinton, MA). Mehrere Mäuse können gleichzeitig abgebildet werden. Bild sham Kontroll-Maus mit experimentellen Mäuse für einen einfachen Vergleich der Lumineszenz-Signal. </li><li> Mit Lebens-Image Software (Xenogen), setzen entsprechende Belichtungszeit (in der Regel 60 Sekunden, siehe Ergebnisse). Set Bereich des Bildes, Mäuse fit und halten Bereich konsequent über Imaging, um Änderungen in der Empfindlichkeit zu verhindern. Set unterliegen Höhe von 4,5 cm. </li><li> Erwerben Sie Lumineszenzintensität entsprechendes Signal Maus oder Mäuse im Sichtfeld und speichern unveränderten Bilddateien. Bild bearbeiten zu entfernen Hintergrund entsprechendes Signal an eine Steuerung oder unmanipulierten Maus. Intensity-Werte über dem Hintergrund zu fusionierenden Zellen innerhalb des Tieres entsprechen. Intensity-Analyse kann unter Verwendung Wohnen Image Software (Xenogen) oder Open-Source-Bildanalyse-Software. Typically, einer Region of Interest (ROI) wird ausgewählt, um die Intensität von Daten zwischen Tieren und Experimenten zu vergleichen. </li></ol> 4. Repräsentative Ergebnisse Zur Bestimmung der Empfindlichkeit des Xenogen Biophotonic Imaging System, eine Zelllinie, die konstitutiv exprimiert Luziferase (231-LUC-D3H1, Xenogen) wurde in den Herzmuskel des C57/BL6-Mäusen (Jackson Laboratory) geliefert. Die Zellen wurden in einer Konzentration von 1 x gespritzt 10 6, 1 x 10 3, oder 1 x 10 1 Zellen. Sechs Stunden nach Zell Lieferung, Mäuse wurden intraperitoneal mit Luciferin injiziert und abgebildet mit den Xenogen System. Ein spezifisches Signal konnte mit 1.000 Zellen (2 von 6 Mäusen abgebildet, Abbildung 2) nachgewiesen werden, aber Detektion wurde mehr zuverlässig mit 10.000 Zellen (6 von 6 Mäusen abgebildet). Wichtig ist, dass diese Studie diente auch dazu, eine grobe Korrelation zwischen Anzahl der Luciferase-exprimierenden Zellen und Signalintensität zu etablieren. <p class="jove_content"&gt; Um den Nutzen des beschriebenen Protokolls bei der Aufdeckung und Verfolgung Zellfusion zu demonstrieren, wurden MSCs mit den loxP-Stop-loxP-Luciferase-Plasmid (Addgene) transfiziert und an das Myokard des Cre-exprimierenden Mäusen. Etwa eine Woche nach Zell Lieferung, wurden Mäuse ersten abgebildet mit den Xenogen System ohne D-Luciferin Injektion. Wie zu erwarten, ohne die enzymatische Substrat wurde keine Intensität detektiert (Abbildung 3). Als nächstes wurde D-Luciferin intraperitoneal und ein entsprechendes Signal Luciferase Intensität injiziert und damit Zellfusion wurde in zwei von vier Mäusen getestet erkannt. Ein ähnliches Signal gefunden wurde eine Woche später (Abbildung 3), was darauf hindeutet MSC-coupled Fusionsprodukte in vivo aufrechterhalten werden kann. In diesem Fall wird die Studie beendet wurde, für die Auswertung des Herzens und des umgebenden Gewebes ermöglichen, aber man könnte sich vorstellen, längerfristig Analysen und häufiger Bildgebung zur Erhaltung, Vermehrung Titel in derd vielleicht Migration von Fusion-Produkte in Mäusen. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3581/3581fig1.jpg" /> Abbildung 1. Schematische Darstellung der Technik to Cell Fusion in vivo nachzuweisen. Wenn Fusion zwischen Cre-exprimierenden Zellen der Maus und transplantierten Zellen, die ein floxed Luciferase Plasmid auftritt, Luciferase exprimiert werden. Luciferase kann durch die Injektion der enzymatischen Substrat, D-Luciferin, in die Maus und dann die Abbildung der Maus über einen Xenogen Biophotonic Imaging System (Übernommen von 19) erkannt werden <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3581/3581fig2.jpg" /> Abbildung 2. Die Empfindlichkeit der Detektion von Luciferase-exprimierenden Zellen im Herzgewebe mit biophotonischen Bildgebung. Eine Zelllinie, die konstitutiv exprimiert Luziferase (231-LUC-D3H1, Xenogen) war es, die intramyokardialen Raum C57/BL6-Mäusen an verschiedenen insgesamt Zellzahlen geliefert. Repräsentative Bilder von Mäusen receiving 1 x 10 6, 1 x 10 3 und 1 x 10 1-Zellen (von links nach rechts) gezeigt wurde Bildgebung ca. 6 Stunden nach der Injektion durchgeführt. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3581/3581fig3.jpg" /> Abbildung 3. Die Quantifizierung der In-vivo-Lumineszenz Indikativ of Cell Fusion. MSCs wurden mit der loxP-Stop-loxP-Luciferase-Plasmid und an das Myokard des Cre-exprimierenden Mäusen transfiziert. Etwa eine Woche und zwei Wochen nach Lieferung Zelle wurden Cre Mäusen abgebildet mit den Xenogen Biophotonic Imaging System, um die Intensität der Lumineszenz bezeichnend für Zellfusion zu messen. (A) Überlagerung von Bild und Intensität der Lumineszenz von Schein-und Mäuse 1-4 (von links nach rechts) 17 Tage nach Lieferung Zelle. (B) Intensität der Lumineszenz von Schein-und Mäuse 1-4 (von links nach rechts) 17 Tage nach Lieferung Zelle. Eine Region von Interesse ausgewählt wurde (gelb) entspricht der Injektionsstelle und Intensität levels wurden mittels ImageJ (kostenlos source) Software 20. (C) Die Intensität der Lumineszenz wurde auf die gleiche Region von Interesse am sham Maus für alle experimentellen Bedingungen normalisiert. In einer Woche, zeigten die Mäuse 3 und 4 positive Lumineszenzsignal darauf hindeutet, spontane Fusion einer Maus Zelle und transplantierten MSC. Das Signal blieb in der Maus 3 auf 2 Wochen. Um festzustellen, Organ-spezifische Lokalisation des Signals entsprechend Maus 3 wurde die Brusthöhle ausgesetzt und primären Organe herausgeschnitten und abgebildet. (D) Überlagerung von Bild und Intensität der Lumineszenz der Maus 3. Hinweis Lokalisierung von Intensität Signal in den Dünndarm. (E) Intensität der Lumineszenz der Maus 3. (F) Überlagerung von Bild und Intensität der Lumineszenz von Schein-Maus. (G) Intensität der Lumineszenz von Schein-Maus.

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</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die hier beschriebene Methode ermöglicht es, zum ersten Mal, diskrete Identifikation und zeitliche Analyse von Zell-Fusion in Organismen, einschließlich der kleinen Tiere. Der Ansatz kombiniert Cre-loxP Rekombination mit anschließender biophotonischen Bildanalyse. Der Ansatz ist offen für Tracking nicht nur Zell-Zell-Fusion, sondern auch Virus-Zell-Fusion und so könnte sich als nützlich erweisen für die Verfolgung von viralen Infektionen. Die Bildanalyse ist schnell und es ist möglich, Bild mehrere kleine Tiere gleichze...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenz </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Neon Transfektionssystem </td><td> Invitrogen, Carlsbad, CA </td><td> MPK5000 </td><td></td></tr><tr><td> Neon 100 ul Kit </td><td> Invitrogen, Carlsbad, CA </td><td> MPK10025 </td><td> Enthält R und E Buffer </td></tr><tr><td> a-MEM-Pulver </td><td> Invitrogen, Carlsbad, CA </td><td> 12000-022 </td><td></td></tr><tr><td> Fetal Bovine Serum (FBS) </td><td> Hyclone, Logan UT </td><td> SH30070.03 </td><td></td></tr><tr><td> B6.C-Tg (CMV-cre) 1CGN / J </td><td> Jackson Laboratory in Bar Harbor, ME </td><td> 006054 </td><td></td></tr><tr><td> Trypsin 10X </td><td> Fisher Scientific, Forest Lawn, NJ </td&gt; <td> MT-25 bis 054-Cl </td><td></td></tr><tr><td> L-Glutamin </td><td> Fisher Scientific, Forest Lawn, NJ </td><td> 25030-081 </td><td></td></tr><tr><td> D-Luciferin </td><td> Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA </td><td> 122796 </td><td></td></tr><tr><td> Xenogen Biophotonic Imaging System </td><td> Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA </td><td> IVIS Spectrum </td><td></td></tr><tr><td> Sodium Biocarbonate </td><td> Sigma Aldrich, St. Louis, MO </td><td> S6014-500G </td><td></td></tr><tr><td> Nicht-essentielle Aminosäuren </td><td> Invitrogen, Carlsbad, CA </td><td> 11140-050 </td><td></td></tr></tbody></table>

ein cre-lox p rekombination ansatz für den nachweis von cell fusion in vivo</em

A Cre-Lox P Recombination Approach for the Detection of Cell Fusion In Vivo

Die Fähigkeit von zwei oder mehr Zellen des gleichen Typs zu verschmelzen hat in Metazoen im Laufe der Evolution verwendet worden, um viele komplexe Organe, einschließlich der Skelettmuskulatur, Knochen-und Plazenta bilden. Zeitgenössische Studien zeigen Fusion von Zellen des gleichen Typs verleiht erweiterte Funktion. Zum Beispiel, wenn die Trophoblastzellen der Plazenta Sicherung der Synzytiotrophoblasten Form ist die Synzytiotrophoblasten besser in der Lage, Nährstoffe und Hormone in der mütterlichen und fötalen Barriere als ungesichert Trophoblasten 1-4 transportieren. Neuere Studien zeigen, Verschmelzung von Zellen verschiedener Typen können Zellschicksal lenken. Die &quot;Rückkehr&quot; oder Modifikation von Zellen Schicksal durch die Fusion war einst als begrenzt an Zellkulturen. Aber das Aufkommen der Stammzelltransplantation führte zur Entdeckung von uns und anderen, dass Stammzellen mit somatischen Zellen in vivo Sicherung und dass die Fusion erleichtert Stammzell-Differenzierung 5-7. So ist Zellfusion einem geregelten Prozess capable fördern das Überleben der Zelle und die Differenzierung und somit könnte von zentraler Bedeutung für die Entwicklung, die Reparatur von Gewebe und auch die Pathogenese der Krankheit zu sein. Die Begrenzung der Untersuchung von Zell-Fusion, ist der Mangel an geeigneten Technologien zu 1) genau zu identifizieren Fusion Produkten und zu 2) verfolgen Fusion Produkte im Laufe der Zeit. Hier präsentieren wir einen neuen Ansatz für beide Einschränkungen über die Induktion von Biolumineszenz auf Fusion (Abbildung 1)-Adresse,. Biolumineszenz mit hoher Empfindlichkeit in vivo 8-15 erkannt werden wir nutzen ein Konstrukt, das die Firefly-Luciferase (Photinus pyralis)-Gen benachbart zu ein Stop-Codon durch loxP-Sequenzen flankiert. Wenn Zellen Expression dieses Gens Sicherung mit Zellen, die Cre-Rekombinase-Protein, das loxP-Stellen gespalten werden und das Stopp-Signal wird herausgeschnitten ermöglicht die Transkription von Luciferase. Da das Signal induciBLE, ist die Inzidenz von falsch-positive Signale sehr gering. Im Gegensatz zu bestehenden Verfahren, die die Cre / loxP-Systems 16, 17 zu nutzen, haben wir eine &quot;lebende&quot; Erfassungssignals integriert und damit zum ersten Mal die Gelegenheit, um die Kinetik der Zellfusion in vivo verfolgen leisten. Zur Demonstration der Vorgehensweise, Mäuse ubiquitär exprimiert die Cre-Rekombinase als Empfänger von Stammzellen mit einem Konstrukt zu Luciferase hinter einem floxed Stop-Codon ausdrückliche transfizierten serviert. Stammzellen wurden über intramyokardialen Injektion transplantiert und nach der Transplantation intravital Bildanalyse wurde durchgeführt, um die Anwesenheit von track Fusion-Produkte in das Herz und die umgebenden Gewebe im Laufe der Zeit. Dieser Ansatz könnte angepasst Zellfusion in jedem Gewebetyp analysieren in jedem Stadium der Entwicklung, Krankheit oder adultem Gewebe zu reparieren.

Ein Verfahren zur Zellfusion in lebenden Organismen im Laufe der Zeit verfolgen wird beschrieben. Der Ansatz nutzt Cre-<em&gt; LoxP</em&gt; Rekombination Luciferaseexpression auf Zellfusion induzieren. Die Lumineszenz-Signal erzeugt wird, kann in lebenden Organismen mit biophotonischen Imaging-Systeme mit einer Nachweisempfindlichkeit von ~ 1.000 Zellen im peripheren Gewebe nachgewiesen werden.

Ein Cre-Lox P Rekombination Ansatz für den Nachweis von Cell Fusion In Vivo</em

Die Fähigkeit von zwei oder mehr Zellen desselben Typs, zu fusionieren, wurde bei Metazoen im Laufe der Evolution genutzt, um viele komplexe Organe zu bilden, darunter ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Zell-Zell-Fusionsereignisse in vivo zu identifizieren und zu verfolgen. Dies wird erreicht, indem zunächst ein floxed Luciferase-Gen in Donorzellen eingeführt wird. Der zweite Schritt des Verfahrens besteht darin, transfizierte Zellen in Gewebe einer Maus zu übertragen, die genetisch so modifiziert wurde, dass sie konstitutiv Cre-Rekombinase exprimiert.Der dritte Schritt besteht darin, die Lumineszenz in den Geweben der Empfängermäuse abzubilden, die Zell-Zell-Fusionsereignissen entspricht. Anschließend erfolgt die Analyse der Signalintensitäten entsprechend den experimentellen Bedingungen. Letztendlich können die Ergebnisse die Lokalisation und den Transport von Produkten der Zell-Zell-Fusion in lebenden Mäusen durch den Nachweis einer mit der Zellfusion assoziierten induzierbaren Lumineszenz zeigen.Die Methode kann dabei helfen, zentrale Fragen in den Bereichen Entwicklung, Stammzellbiologie und Krebsbiologie zu beantworten, beispielsweise, ob Zellfusion die Programmierung von Stammzellen fördert oder ob die Metastasierung von Krebs auf Zellfusion angewiesen ist. Die Demonstration des Verfahrens erfolgt durch Anthony Springers, Nicholas Co und Brian Freeman, Studierende in unserem Labor, sowie gal queen song, eine wissenschaftliche Mitarbeiterin der Abteilung für Innere Medizin. Beginnen Sie mit Trypsin-Behandlung der Zellen für die in-vivo-Fusion, wenn sie 70 bis 80 % konfluent sind. In diesem Fall werden mesenchymale Stammzellen verwendet. Inaktivieren Sie das Trypsin mit einem antibiotikafreien, vollständigen alpha-MEM-Medium und zentrifugieren Sie die Zellen vorsichtig. Aspirieren Sie anschließend den Überstand und resuspendieren Sie das Zellpellet in einem Milliliter 1x PBS. Nachdem die Zellen mit einem Hämozytometer gezählt wurden, überführen Sie 1,5 Millionen Zellen in ein Zentrifugenröhrchen und pelletieren Sie diese Zellen.Nach sorgfältigem Absaugen des Überstands Resus. Das Pellet in 300 Mikrolitern R-Puffer, der sechs Mikrogramm Plasmid enthält, gemäß Herstellervorschrift resuspendieren. Drei Milliliter EBU in die Elektroporationsandockstation geben.Übertragen Sie dann 100 Mikroliter der Zell-Plasmid-Lösung in eine Neon-Pipettenspitze. Positionieren Sie die Pipettenspitze in das Elektroporationsgerät und führen Sie die Elektroporation durch. Die Zellen.Überführen Sie diese Zellen nun in ein kegelförmiges 15-Milliliter-Röhrchen, das 9,7 Milliliter alpha-MEM, komplettes Medium, enthält. Wiederholen Sie den Elektroporationsprozess zweimal, um insgesamt 300 Mikroliter elektroporierte Zellen zu erhalten, die alle im kompletten alpha-MEM-Medium gesammelt werden. Anschließend geben Sie die Zellen in einen T175-Flasken, der weitere 10 Milliliter alpha-MEM Complete enthält.Ersetzen Sie das Medium 24 Stunden nach der Transfektion. Die Zellüberlebensrate nach der Elektroporation liegt bei etwa 30 %, was etwa eine halbe Million vitaler Zellen pro Kolben ergibt. Nach zwei oder drei Tagen sind die Zellen zu 70 bis 80 % konfluent. Überführen und zählen Sie die Zellen dann unmittelbar vor der Injektion Resus.Suspendieren Sie die Zellen in vollständigem alpha MEM in einer Konzentration von einer Million Zellen pro 50 Mikroliter Medium und injizieren Sie sie so schnell wie möglich, um Zelltod zu minimieren. Dieses Verfahren verwendet Mäuse, die genetisch so verändert wurden, dass sie nach der Anästhesie eines Mäuses mit Isofluran ubiquitär Cre-Rekombinase exprimieren. Stellen Sie mithilfe eines Schmerztests sicher, dass sich die Maus in einer chirurgischen Narkosetiefe befindet.Entfernen Sie nun die Haare aus dem Brustbereich mithilfe eines Haarschneidegeräts oder eines chemischen Haarentfernungsmittels. Bereiten Sie anschließend die Maus für die Operation vor, indem Sie sie mit einem Katheter der Größe 18 G intubieren, an einen Mausbeatmungsapparat anschließen und auf eine Wärmematte legen. Führen Sie nun eine Thorakotomie mit einem lateralen Schnitt durch den vierten Interkostalraum durch.Erhalten Sie einen freien Sichtwinkel auf das Herz. Biegen Sie die Spitze einer mit einer Ein-Milliliter-Spritze verbundenen 28-Gauge-Nadel auf nahezu 90 Grad. Füllen Sie die Spritze mit 50 µL der vorbereiteten Zellen, wobei etwas zusätzliche Luft mitaufgenommen werden sollte, damit das gesamte Zellvolumen aus der Nadel ausgestoßen werden kann.Nun führen Sie zwei intramyokardiale Injektionen mit jeweils 25&nbsp;Mikroliter der transfizierten Zellsuspension in den vorderen Bereich des linken Ventrikels durch. Es ist wichtig sicherzustellen, dass die Zellinjektion im Gewebe erfolgt. Dies kann bestätigt werden, indem man während der Injektion eine Aufwölbung des Gewebes beobachtet.Verwenden Sie resorbierbare Nähte wie Vicryl-Nähte, um die Rippen- und Muskelschichten zu verschließen. Schließen Sie die Operation durch Vernähen der Haut mit 4-0-Nylon oder Seide ab. Führen Sie die Operation und Injektion zügig durch, da der Erfolg von der Kürze des Eingriffs abhängt.Lassen Sie nun die Maus auf einer Wärmeplatte von der Anästhesie aufwachen und extubieren Sie die Maus, wenn sie hustet oder Reflexaktivität zeigt. Als Kontrollen sollte Cremeis mit alpha-MEM-Medium injiziert werden, das keine transfizierten Zellen enthält, und Wildtyp-Mäuse sollten mit den transfizierten Zellen injiziert werden. Betäuben Sie die zu bildgebenden Mäuse mit 4 % Isofluran.Bereiten Sie die Mäuse durch eine intraperitoneale Injektion von D-Luciferin vor. Legen Sie jede anästhesierte und mit Luciferin beladene Maus in Rückenlage. Im Bildgebungsgehäuse können mehrere Mäuse gleichzeitig untersucht werden, einschließlich einer Kontrollmaus mit Scheininjektion.Unter Verwendung einer Gasmaske die Anästhesie mit 1–2 % Isofluran aufrechterhalten. Die Abbildungskammer unter dem Mikroskop positionieren und ein handelsübliches Softwarepaket zur Bildaufnahme öffnen. Die Software vorbereiten, indem zunächst die geeignete Belichtungszeit eingestellt wird.Als Nächstes legen Sie die Form des abzubildenden Bereichs an einem Mausmodell fest und verwenden diese gleiche Abbildungsform für jedes weitere abgebildete Mausmodell. Danach stellen Sie die Objekthöhe auf 4,5 Zentimeter ein. Erfassen Sie ein Lumineszenzintensitätssignal, das der Maus oder den Mäusen im Sichtfeld entspricht.Speichern Sie dann die unveränderte Bilddatei. Bearbeiten Sie die Bilder, um das Hintergrundsignal zu entfernen, das den Kontrollmaus-Intensitätswerten entspricht; Werte oberhalb der Hintergrundlumineszenz entsprechen fusionierten Zellen innerhalb des Tieres. Wir stellen fest, dass die Open-Source-Software ImageJ leicht anpassbar und zuverlässig für die Bildnachbearbeitung ist.Um diese Analyse durchzuführen, ist es äußerst wichtig, dass die aus der Xeno-gen-Software gewonnenen Bilder als T-Dateien exportiert werden. Die Intensitätsanalyse kann mithilfe kommerziell verfügbarer oder quelloffener Bildanalyse-Software durchgeführt werden. Üblicherweise wird ein interessierender Bereich ausgewählt, um Intensitätsdaten zwischen Tieren und Experimenten zu vergleichen und so die Empfindlichkeit des Abbildungssystems zu bestimmen.Eine Zelllinie, die konstitutiv Luciferase exprimiert, wurde in unterschiedlichen Konzentrationen in das Myokard von C57BL/6-Mäusen injiziert. Sechs Stunden später wurden die Mäuse auf Lumineszenzsignal abgebildet. Ein Signal wurde bei zwei von sechs Mäusen nach Injektion von 1000 Zellen und bei allen sechs Tieren nach Injektion von 10.000 Zellen detektiert.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Zell-Zell-Fusionsprodukte in vivo durch den Nachweis induzierbarer Lumineszenz identifizieren und verfolgen kann.

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