Name: DiI-Markierung von DRG-Neuronen zu Study Axonal Branching in einer Whole Mount Vorbereitung von embryonalen Maus-Spinal Cord (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-12-13T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Erfahren Sie die DiI-Markierung von DRG-Neuronen zur Analyse axonaler Verzweigungen in embryonalem Mäuserückenmark. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung individueller Axone und hilft bei der Identifikation regulierender Moleküle.

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Die Autoren danken Dr. Alistair Garratt (Max-Delbrück-Centrum, Berlin) für hilfreiche Kommentare. Diese Arbeit wurde von der SFB (SFB665) von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

1. Dissection Verfahren Hinweis: Experimentelle Verwendung von Mäusen sollten amtlich zugelassen folgen Richtlinien für die Pflege und Nutzung von Labortieren. <ol><li> Vor der Präparation, richten Sie Ihren Präpariermikroskop und legen die chirurgischen Instrumente für die Präparation, darunter grosse und kleine Schere, große Zahn-Zange, einer gebogenen Pinzette und vier Gruppen von Dumont No.5 Pinzette (von denen zwei inside-polierte Spitzen haben) notwendig ( für Details siehe die Tabelle der spezifischen Reagenzien und Geräte). Legen Sie ein Blatt Filterpapier in ein 100-mm Sylgard-beschichtete Petrischale. Gießen Sie kaltes PBS in die Vertiefungen einer 12-Well-Platte, ein 100-mm-Petrischale und einem 12-ml-Tube und lassen auf Eis. Pipette 2ml Fixierung Puffer (4% Paraformaldehyd in PBS, pH 7,4) in jede Vertiefung einer zweiten 12-Well-Platte und auf Eis stellen. </li><li> Nach Betäubung, opfern die zeitgesteuerte schwangere Mutter bei E12.5 (Nachweis von Vaginalpfropf wurde als E0.5 bezeichnet), platzieren Sie den Mauszeigermit seiner Bauchseite bis auf drei Blatt Papier Handtücher und genießen den Bauchbereich mit 70% Ethanol. </li><li> Öffnen Sie die Bauch-Hohlraum, isolieren die bilateralen Uterushörner und überführen sie in eine der 100-mm-Schalen mit eiskaltem PBS. </li><li> Unter mikroskopischer Kontrolle, machen Sie einen Längsschnitt der Gebärmutterwand mit kleinen, geraden Schere und schnitt jedes Fruchtblase aus der Plazenta. </li><li> Peel entfernt die Fruchtblase von jedem Embryo und die Nabelschnur. </li><li> Mit einer kleinen Schere, enthaupten die Embryonen und legte die Köpfe oder ein Teil von ihnen beiseite für die Isolierung genomischer DNA, wenn Genotypisierung erforderlich sein sollte. Anschließend übertragen Sie die Torsi, die entsprechenden Wells der 12-Well-Platte mit kaltem PBS. </li><li> Wet das Filterpapier in die Sylgard Teller mit ein paar Tropfen PBS und die Position eines embryonalen Torso mit seiner dorsalen Seite nach oben auf dem Papier. Für eine bessere Stabilität, gerade mit dem Schwanz und Extremitäten vom Körper weg. </li><li> Arbeitenunter einem Binokular mit einer Vergrößerung von ca. 16x, sorgfältig Sie die Haut des Embryos über das Rückenmark mit zwei Paaren von feinen Spitzen einer Pinzette und sanft zerreißen. Beginnend in der Mitte, zunächst weiter in Richtung Heck und dann die Wiederaufnahme von der Mitte in Richtung der vorderen Seite. </li><li> Wet der Embryo von Zeit zu Zeit mit zwei oder drei Tropfen PBS auf sie vor dem Austrocknen zu verhindern. </li><li> Um zu verhindern, dass DRG werden aus dem Rückenmark gerissen, wenn es aus dem Embryo entnommen wird lösen die DRG und das Rückenmark von den umgebenden knorpeligen Wirbelsäule durch Horizontal-Schiebe-Bewegungen mit der Klinge eines feinen Pinzette mit inside-polierte Spitzen. Ab in die Mitte des Embryos der rechten Seite, arbeiten Sie Ihren Weg in Richtung Schwanz und dann auf das vordere Ende. Danach wiederholen Sie den Vorgang auf der anderen Seite. Achten Sie darauf, rip off der zugehörigen DRG. </li><li> So trennen Sie völlig die gelösten Rückenmark aus dem Embryo, abholen seine cervical Teil mit feinen Pinzetten und ziehen Sie sie in einem Stück zu seinem kaudalen Ende. </li><li> Tauchen Sie die isolierten Rückenmark mit angeschlossenem DRG in eine Vertiefung der 12-Well-Platte mit Fixierung Puffer gefüllt und mit der Vorbereitung des Rückenmarks von den übrigen Embryonen. </li><li> Fix Rückenmark mindestens zwei Stunden auf dem Eis. </li></ol> 2. DiI-Markierung von DRG-Neuronen <ol><li> Für jedes Rückenmark gekennzeichnet werden, bereiten zwei Glas-Nadeln mit einer Mikropipette Abzieher. Wir verwenden eine Sutter Modell P-97-Elektrode Abzieher (Programm-Einstellung: 1 HEAT = 625, VEL = 35, TIME = 175, 2 HEAT = 600, VEL = 25, TIME = 175, 3 HEAT = 630, VEL =... 30, TIME = 150). </li><li> Unter mikroskopischer Kontrolle dip der Spitze jeder Glasnadel drei vor fünf Mal in einer 5% (w / v) Lösung von DiI in Ethanol. Die Verdampfung des Ethanol erzeugt eine dünne Schicht von DiI-Kristalle auf der Nadel. </li><li> Das Arbeiten unter einem Binokular mit einer Vergrößerung von ca. 40x, legen Sie ein Rückenmark mit seinen ventral Seite nach oben auf einer Folie. Mit Feder Schere, öffnen Sie das Netzkabel auf der Bauchseite auf seiner ganzen Länge durch einen Schnitt durch die Bodenplatte, damit die spätere Montage der Zubereitung in einer invertierten Open-Book-Modus (siehe Abschnitt C). </li><li> Position des Rückenmarks mit der dorsalen Seite nach oben auf einer Folie. Dann manuell Ansatz die Schnur mit der DiI verschneiten Spitze der Glas-Nadel unter mikroskopischer Visualisierung und sorgfältig durchdringen jede zweite DRG auf einer Seite des Rückenmarks. Fast keine Spuren von DiI sollte in die durchbohrte DRG sichtbar für die Kennzeichnung von nur einer kleinen Zahl von Neuronen sorgen. Nehmen Sie eine zweite Nadel für die andere Seite des Kabels. Aiming nur jede zweite DRG vermeidet eine Überschneidung der markierten axonalen Projektionen aus dem benachbarten DRG, die die Differenzierung einzelner Axone erschweren könnte. </li><li> Zurück im Rückenmark, die Fixierung Puffer und Inkubation im Dunkeln für mindestens sechs Stunden bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 ° C, um Zeit für den Farbstoff geben, diffuse entlang des Axons innerhalb der Plasmamembran. Lassen Sie für eine längere Inkubationszeit (bis zu zwei Tage bei 4 ° C), wenn die Analyse von Sicherheiten Wachstum in das Rückenmark ist erwünscht. </li></ol> 3. Montage-und mikroskopische Analyse <ol><li> Nach Farbstoffdiffusion, Position einer Rückenmark mit seiner dorsalen Seite nach unten auf einem Deckglas in einem Tropfen PBS. Achten Sie darauf, dass die angehängte DRG richtig ausgerichtet sind seitlich und nicht vermischen. Saugen Sie überschüssige Flüssigkeit und abflachen das Kabel in einem umgekehrten Open-Book-Modus mit einer Pinzette. </li><li> Montieren Sie die Vorbereitung auf einen Objektträger mit PBS. </li><li> Um zu verhindern, die Zunahme von unerwünschten Hintergrundfärbung fluoreszenzmikroskopische Analyse von markierten axonalen Projektionen sollte der Tag der Montage durchgeführt. Bis dahin halten die Folien im Dunkeln bei 4 ° C. </li></ol> 4. Repräsentative Ergebnisse: Das Rückenmark der Maus empfängt afferente projections von 8 Paaren von Gebärmutterhalskrebs, 13 Paar Brust-, 5 Paar Lenden-und 4 Paar sakralen DRG insgesamt auf 60 Spinalganglien. Nach einigem Training ein Rückenmark mit den meisten DRG noch befestigt werden aus einem Embryo in unter 5 Minuten isoliert werden. Dieses Verfahren ist für die Isolierung von Rückenmark mit angeschlossenem DRG ab E11.5 E13.5 auf Maus-Embryonen geeignet. Allerdings sind die besten Ergebnisse aus E12.5 erreicht. Beispielhafte Ergebnisse der Kennzeichnung hier beschriebene Verfahren sind in Abbildung 3 dargestellt. Die Beschriftung der DRG über die gesamte Länge des Rückenmarks kann dann verwendet werden, um axonale Verzweigung Verhalten bei verschiedenen Wirbelkörper Ebenen (Abb. 4) zu quantifizieren. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3667/3667fig1.jpg" /> Abbildung 1. Scheme Darstellung der beiden wichtigsten Arten der axonalen Verzweigung. (A) Branching durch die Aktivitäten des Wachstums Kegel, die zu einer Bifurkation führen könnte - wie hier angedeutet - ebenso wie komplexe Klemme Lauben oder(B) Sicherheiten Formation in das Axon Welle (interstitielle Verzweigung). Letzterer Modus ist die dominierende Verzweigung Art der Projektion kortikalen und thalamokortikalen Axone 6,7. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3667/3667fig2.jpg" /> Abbildung 2 afferente Projektionen von DRG-Neuronen in den embryonalen Rückenmark zeigen beide Arten von axonalen Verzweigung:. Axone erste Filiale an der Drez durch Bifurkation (1) und aus dem resultierenden Tochter Niederlassungen Sicherheiten Form nach einer Wartezeit von interstitiellen Verzweigung (2). <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3667/3667fig3.jpg" /> Abbildung 3. Visualisierung der einzelnen axonalen Bahnen von embryonalen Maus-DRG-Neuronen. (A) des Rückenmarks mit angeschlossenem DRG aus einer E12.5 Maus-Embryo vorbereitet. (Scale bar, 1 mm.) (BD) Dorsale Ansichten von DiI-markierten DRG von Wildtyp-Mäusen bei zunehmender Vergrößerung dargestellt. In B jeden zweiten DRG ist labeled von DiI. Fluoreszenzbilder invertiert werden, ist caudal auf der linken Seite und in C und D, lateral ist am Boden. In C eine kleine Anzahl von Axonen gekennzeichnet ist und bei höherer Vergrößerung der Präsenz von T-like Zweige können in der Drez des Rückenmarks gekennzeichnet. (Scale Bars, 250 pm (B), 100 pm (C) und 50 um (D).) <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3667/3667fig4.jpg" /> Abbildung 4. Quantifizierung von T-förmige Verzweigungen, single rostralen oder kaudalen wird in Wildtyp-und C-Typ natriuretische Peptid (CNP)-defizienten Mäusen bei E13.5. Die Zahl der einzelnen Axone gezählt sind in Klammern für die verschiedenen Stamm Ebenen für jeden Genotyp gegeben. C-oder R-Kurven - Wachstum nur in caudal oder rostral Richtung. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/3667/3667fig5.jpg" /> Abbildung 5. A cGMP-Signalweg auslöst sensorischen Axon Bifurkation an der Drez des Rückenmarks. (A) Schema derdes cGMP-Signalweges des Liganden CNP, der Rezeptor Guanylylcyclase Npr2 und der Serin / Threonin-Kinase cGKIα in embryonalen DRG-Neuronen zusammen. Npr2 erzeugt cGMP aus GTP nach Stimulation durch CNP. (B) DiI Tracing einzelner Axone der DRG-Neuronen in Wildtyp-und CNP-defizienten Mäusen. (Scale bar, 25 um.)

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Stereotype Projektionsmuster aus beiden Arten von axonalen Verzweigung Bildung zusammen mit einfachen Herstellung in Kombination mit der Verwendung von fixiertem Gewebe für DiI Kennzeichnung macht die embryonalen Rückenmarks mit angeschlossenem DRG ein günstiges Modell zu studieren axonale Verzweigung. Die Anwendung von kleinsten Mengen an DiI mit beschichtetem Glas Nadeln ermöglicht - im Gegensatz zu den Bulk-Kennzeichnung von DRG - die Visualisierung von kleinen Gruppen von DRG-Neuronen und damit die Analyse einzelner...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr><td> Stereomikroskop Stemi DR Kongo </td><td> Zeiss </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Phosphat-gepufferte Lösung (PBS) </td><td> Biochrom AG </td><td> L182-50 </td><td></td></tr><tr><td> Paraformaldehyd </td><td> Merck </td><td> 8.18715.1000 </td><td></td></tr><tr><td> Standard-OP-Schere </td><td> Feine Science Tools </td><td> 14001-13 </td><td></td></tr><tr><td> Zahnriemen Standard Pinzette </td><td> Feine Science Tools </td><td> 11021-14 </td><td></td></tr><tr><td> Extra fine Iris Schere </td><td> Feine Science Tools </td><td> 14088-10 </td><td></td></tr><tr><td> Gebogene Pinzette </td><td> Feine Science Tools </td><td> 11003-13 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont No.5 feinen Spitzen einer Pinzette </td><td> Feine Science Tools </td><td> 11254-20 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont No.5 Hochglanz Zange </td><td> Feine Science Tools </td><td> 11252-23 </td><td></td></tr><tr><td> Vannas-Tübingen Frühjahr Schere </td><td> Feine Science Tools </td><td> 15008-08 </td><td></td></tr><tr><td> Filterpapier </td><td> Fisher Scientific </td><td> FB59041 </td><td></td></tr><tr><td> Sylgard 184 </td><td> Welt Precission Instruments </td><td> SYLG184 </td><td></td></tr><tr><td> 100-mm-Petrischalen </td><td> Greiner </td><td> 663102 </td><td></td></tr><tr><td> 12-ml Polypropylen-Röhrchen </td><td> Carl Roth GmbH </td><td> ECO3.1 &lt;/ Td&gt; <td></td></tr><tr><td> 12-Well-Zellkulturplatten </td><td> Becton Dickinson </td><td> 35-3043 </td><td></td></tr><tr><td> Ethanol </td><td> Merck </td><td> 1.00983.2500 </td><td></td></tr><tr><td> Flaming / Brown Mikropipette Puller P-97 </td><td> Sutter Instrument Co. </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Borosilikatglas Kapillaren </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 30-0066 </td><td></td></tr><tr><td> DiI (1,1 &#39;-Dioctadecyl-3, 3,3&#39;, 3&#39;-tetramethyl - indocarbocyanine Perchlorat) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 468495 </td><td></td></tr><tr><td> Objektträger SuperFrost Plus </td><td> Carl Roth GmbH </td><td> H867.1 </td><td></td></tr><tr><td> Glasdeckgläschen </td><td> Carl Roth GmbH </td><td> 1870,2 </td><td></td&gt; </tr></tbody></table>

dii-markierung von drg-neuronen zu study axonal branching in einer whole mount vorbereitung von embryonalen maus-spinal cord

DiI-Labeling of DRG Neurons to Study Axonal Branching in a Whole Mount Preparation of Mouse Embryonic Spinal Cord

Hier präsentieren wir eine Technik, um die Flugbahnen der kleinen Gruppen von DRG-Neuronen in den embryonalen Rückenmark Label diffusive Färbung unter Verwendung des lipophilen Tracer 1,1 &#39;-Dioctadecyl-3, 3,3&#39;, 3&#39;-tetramethylindocarbocyanine Perchlorat (DiI) 1 . Der Vergleich der axonalen Bahnen von Wildtyp-mit denen der Maus Zeilen, in denen Gene mutiert sind erlaubt die Prüfung für eine funktionale Rolle der Kandidaten-Proteine ​​in der Kontrolle des axonalen Verzweigungen, die ein wesentlicher Mechanismus in der Verdrahtung des Nervensystems ist. Axonal Verzweigung ermöglicht ein einzelnes Neuron mit mehreren Zielen verbinden, wodurch die physikalische Grundlage für die parallele Verarbeitung von Informationen. Ramifications bei mittleren Zielregionen des axonalen Wachstums kann von Endverzweigung unterschieden werden. Darüber hinaus kann in verschiedenen Modi axonale Verzweigung Bildung abhängig davon, ob Verzweigung ergibt sich aus der Tätigkeit des Wachstums Kegel (Splitting oder verzögert BH klassifiziert werdennching) oder aus den Knospen von Sicherheiten aus dem Axon Welle in einem Prozess namens interstitielle Verzweigung 2 (Abb. 1). Die zentralen Projektionen von Neuronen aus dem DRG bieten ein nützliches experimentelles System, um beide Arten von axonalen Verzweigung Studie: wenn ihre afferenten Axone erreichen die Spinalganglien entry zone (Drez) des Rückenmarks zwischen embryonalen Tage 10 bis 13 (E10 - E13) sie Anzeige einer stereotypen Muster von T-oder Y-förmigen Verzweigung. Die beiden entstehenden Tochterzellen Axone dann in rostralen oder kaudalen Richtungen gehen jeweils an der dorsolateralen Rand der Schnur und erst nach einer Wartezeit Sicherheiten sprießen aus diesen Stammzellen Axone in die graue Substanz (interstitielle Verzweigung) und Projekt-Relais Nervenzellen in bestimmten eindringen Laminae des Rückenmarks, wo sie weiter verzweigen (Klemme Verzweigung) 3. DiI Kurven haben das Wachstum Kegel an der Spinalganglien Eingangszone des Rückenmarks, die in der pr sein schien enthülltocess der Aufspaltung darauf hindeutet, dass Bifurkation durch die Spaltung des Wachstums Konus selbst 4 (Abb. 2) verursacht wird, jedoch auch andere Optionen, wie gut 5 diskutiert worden. Dieses Video zeigt zunächst, wie man das Rückenmark von E12.5 Mäusen Verlassen des DRG befestigt sezieren. Nach der Fixierung des Prüflings winzige Mengen DiI angewendet werden, um DRG mit Glas Nadeln aus Kapillaren gezogen. Nach einer Inkubationszeit Schritt wird der markierte Rückenmark als ein umgekehrtes Open-Book Vorbereitung auf einzelne Axone mittels Fluoreszenzmikroskopie analysiert montiert.

Die stereotypen Projektionen von sensorischen Afferenzen in das Nagetier Rückenmark bieten eine leicht zugängliche experimentelle System zur axonalen Verzweigung durch die Verfolgung einzelner Axone zu studieren.

DiI-Markierung von DRG-Neuronen zu Study Axonal Branching in einer Whole Mount Vorbereitung von embryonalen Maus-Spinal Cord

Hier präsentieren wir eine Technik zur Markierung der Trajektorien kleiner Gruppen von DRG-Neuronen in das embryonale Rückenmark durch diffusive Färbung unter Verwendung von ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Verzweigungsmuster einzelner Axone von DRG-Neuronen in einer Ganzpräparat-Präparation des embryonalen Maus-Rückenmarks sichtbar zu machen. Um Moleküle zu identifizieren, die an der Axonverzweigung beteiligt sind, bieten die Projektionen von DRG-Neuronen in das Rückenmark der Maus ein einfaches, leicht zugängliches experimentelles System zur Untersuchung der Axonverzweigung. Wenn ENT-Axone von DRG-Neuronen die Eintrittszone der dorsalen Wurzel des Rückenmarks erreichen, zeigen sie ein stereotypisches Muster einer T- oder Y-förmigen Aufspaltung. Die beiden resultierenden Tochteraxonale verlaufen anschließend jeweils in rostraler oder kaudaler Richtung am dorsolateralen Rand des Rückenmarks. Erst nach einer Wartezeit zweigen Kollateraläste von diesen Stammaxonen ab, um in die graue Substanz einzudringen und Relaisneurone in spezifischen Laminen des Rückenmarks zu versorgen, wo die terminale Verzweigung erfolgt. Dieses Video zeigt zuerst, wie man das Rückenmark präpariert.Mit dem angehängten DRG einer 12,5 Tage alten embryonalen Maus werden nach Fixierung des Präparats geringe Mengen von DII mittels aus Kapillarröhrchen gezogenen Glasnadeln auf das DRG aufgebracht. Nach einer Inkubationsphase wird das markierte Rückenmark als invertierte „Open-Book“-Präparation montiert, um einzelne Axone mittels Fluoreszenzmikroskopie zu analysieren. Die Verzweigung von Axonen ist ein wichtiger Aspekt bei der Entwicklung der neuronalen Vernetzung. Die hier vorgestellte Methode ermöglicht einen Vergleich der Verzweigungsmuster von Y-Typ mit denen von Mutanten-Mäusen und erlaubt somit die Identifizierung von Molekülen, die die axonale Verzweigung regulieren.Stellen Sie zunächst das Auflichtmikroskop ein und legen Sie die für die Dissektion benötigten chirurgischen Instrumente bereit. Legen Sie ein Filterpapier in eine mit Silikon beschichtete Petrischale mit 100 Millimeter Durchmesser. Gießen Sie anschließend kalte PBS in die Vertiefungen einer 12-Loch-Platte, in eine 100-Millimeter-Petrischale und in ein 12-Milliliter-Röhrchen und stellen Sie diese auf Eis.Pipettieren Sie zwei Milliliter Puffer mit 4 % Parafomaldehyd in jedes Loch einer zweiten 12-Loch-Platte und stellen Sie diese auf Eis. Nach der Isolierung der beidseitigen Uterushörner von einer Maus überführen Sie diese in die 100-Millimeter-Schale mit eiskaltem PBS. Nach der Enthauptung der Embryonen überführen Sie die Tozi der Embryonen in die 12.Die Mulde der Wellschale: Befeuchten Sie das Filterpapier in der S-Schutzschale mit einigen Tropfen PBS und platzieren Sie einen embryonalen Rumpf mit der dorsalen Seite nach oben auf dem Papier, um eine bessere Stabilität zu gewährleisten. Richten Sie den Schwanz und die Extremitäten unter dem Stereomikroskop bei einer Vergrößerung von etwa 16-fach vorsichtig von dem Körper weg. Greifen Sie mit zwei Paar feinspitziger Pinzette vorsichtig die Haut des Embryos oberhalb des Rückenmarks an, beginnend in der Mitte.Reißen Sie die Haut vorsichtig zuerst in Richtung Schwanz und dann vom Mittelstück aus in Richtung vordere Seite. Benetzen Sie das Embryo von Zeit zu Zeit mit zwei bis drei Tropfen PBS, um Austrocknung zu verhindern und sicherzustellen, dass die Spinalganglien oder DRG nicht vom Rückenmark abgerissen werden. Sobald es entfernt ist, lösen Sie die DRG und das Rückenmark von der umgebenden knorpeligen Wirbelsäule, indem Sie auf der rechten Seite des Embryos in der Mitte beginnen und zum Schwanz hin arbeiten und dann zum vorderen Ende, um das gelöste Rückenmark vollständig vom Embryo zu trennen.Greifen Sie den zervikalen Teil mit feinen Pinzetten auf und ziehen Sie ihn in einem Stück in Richtung des Cords heraus. Legen Sie das isolierte Rückenmark mit angehängten DRG in eine Vertiefung einer 12-Loch-Platte, die mit Fixierpuffer gefüllt ist, und fahren Sie mit der Aufbereitung der Rückenmarke der verbleibenden Embryonen fort.Fixieren Sie die Rückenmarksegmente für mindestens zwei Stunden auf Eis. Für jedes Vinylkabel, das markiert werden soll, bereiten Sie zwei Glasnadeln unter mikroskopischer Kontrolle mit einem Mikropipettenzieher vor. Tauchen Sie die Spitze jeder Glasnadel drei- bis fünfmal in eine 5 %ige Lösung des Farbstoffs in Ethanol, um eine dünne Schicht aus Farbstoffkristallen auf der Nadel zu erzeugen, wobei die Arbeit unter einem Stereomikroskop mit einer Vergrößerung von etwa 40-fach erfolgt. Legen Sie ein Rückenmarksegment mit der ventralen Seite nach oben mit Hilfe von Feder-Scheren auf einen Objektträger.Öffnen Sie das Rückenmark an der ventralen Seite über die gesamte Länge, indem Sie durch die Bodenplatte schneiden, um eine invertierte Open-Book-Montage zu ermöglichen. Positionieren Sie das Rückenmark mit der dorsalen Seite nach oben auf dem Objektträger. Nähern Sie sich dann manuell mit der mit Dai bedeckten Spitze der Glasnadel dem Rückenmark und durchstechen Sie vorsichtig jedes zweite DRG auf einer Seite des Rückenmarks.Nahezu keine Spuren von Dai sollten im durchstoßenen DRG sichtbar sein, um sicherzustellen, dass nur eine geringe Anzahl von Neuronen mit der zweiten Nadel markiert wird. Wiederholen Sie den Vorgang auf der anderen Seite des Rückenmarks, wobei nur jedes zweite DRG angepeilt wird, um eine Überlappung markierter axonaler Projektionen benachbarter DRGs zu vermeiden, was die Unterscheidung einzelner Axone erschweren könnte.Bringen Sie das Rückenmark in den Fixierpuffer zurück und inkubieren Sie es mindestens sechs Stunden bei Raumtemperatur oder über Nacht bei vier Grad Celsius, um ausreichend Zeit für das Eindringen der Markierung entlang des Axons innerhalb der Plasmamembran zu gewährleisten. Nach erfolgter Diffusion der Markierung positionieren Sie ein einzelnes Rückenmark mit der dorsalen Seite nach unten auf einem Deckglas in einem Tropfen PBS, saugen Sie überschüssige Flüssigkeit ab und entfalten Sie das Rückenmark in umgekehrter, offener Buchform mithilfe einer Pinzette.Stellen Sie sicher, dass die angehefteten DRG lateral korrekt orientiert sind und nicht durcheinandergeraten; montieren Sie die Präparation unter Verwendung von PBS auf einem Objektträger, um eine unerwünschte Erhöhung der Hintergrundfärbung zu verhindern. Die fluoreszenzmikroskopische Analyse der markierten axonalen Projektionen sollte am Tag des Aufbringens durchgeführt werden. Bis dahin bewahren Sie die Objektträger im Dunkeln bei vier Grad Celsius auf.Hier werden dorsale Ansichten von mit Dai markierten DRG von Wildtyp-Mäusen in zunehmender Vergrößerung gezeigt, wie alle zwei Sekunden beschrieben. Das DRG wurde von Dai markiert. Hier sind eine geringe Anzahl von Axonen markiert, und bei höherer Vergrößerung können T-förmige Verzweigungen in der Eintrittszone der dorsalen Wurzel des Rückenmarks identifiziert werden.T-förmige Äste. Einzelne rostrale R- oder kordale C-Wendungen werden hier auf verschiedenen Wirbelebenen sowohl bei Wildtyp- als auch bei Typ-C-Natriuretikum-Peptid-CNP-defizienten Mäusen quantifiziert. Bei E 13,5.Die Gesamtanzahl der gezählten Neuronen ist in Klammern angegeben, und der Prozentsatz des jeweiligen Verlauftyps wird unten dargestellt. Im Gegensatz zu den Wildtyp-Axonen von DRG-Neuronen lenken die Axone von CMP-Signalweg-Mutanten nur in eine Richtung, anstatt sich in der Eintrittszone der Rückenwurzel des Rückenmarks zu teilen. Mit dieser Methode konnten wir eine CGP-Signaltransduktionskaskade identifizieren, die für die Aufspaltung der sensorischen Axone in der Eintrittszone der Rückenwurzel unerlässlich ist.Im Gegensatz zu den Wildtyp-Akzenten von cgm weisen die CG-P-Signalwege nur eine Bewegung in eine Richtung auf, anstatt sich im dorsalen Wurzel-Eintrittsbereich zu verzweigen. Diese Studien zeigten außerdem, dass die Co-Bildung in CG-P-Signalwegen-Mutanten nicht beeinträchtigt ist, was darauf hinweist, dass die zweite Art der axonalen Verzweigung in DGen-Neuronen unterschiedlich reguliert wird.

dii-labeling-drg-neurons-to-study-axonal-branching-whole-mount

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

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