Name: Generierung von Organotypische Floßkulturen aus primären humanen Keratinozyten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-02-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 26 s
Description: Lernen Sie die Erzeugung von organotypischen Floßkulturen aus primären humanen Keratinozyten. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung epithelialer Differenzierung und Virus-Wirt-Interaktionen unter in vivo-ähnlichen Bedingungen.

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Die Autoren bedanken sich bei Sally Roberts (University of Birmingham, Birmingham UK) für die freundliche Gabe des Antikörpers E1E4 danken. Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium der National Cancer Institute (4R00CA137160-03) unterstützt.

1. Vorbereitung für Organotypische Floßkulturen <ol><li> Die Metall-Gitter viel Floß zuerst mit Chromsäure Schwefelsäure behandelt werden, um alle Rückstände, die mit der Differenzierung können, zu entfernen. Tauchen Sie ein Metallgitter in einem Becherglas mit Schwefelsäure für eine Stunde, dann kontinuierlich über Nacht mit Leitungswasser abgespült. Nach der Nacht spülen, sollte Floß Grids für 3-5 Stunden in doppelt destilliertem Wasser abgespült werden. </li><li> Um die Unterstützung für den Flößen bereitzustellen, biegen drei Seiten des Floßes etwa 0,5 cm in gleichem Abstand voneinander. Die Metallgitter sollten dann autoklaviert werden. </li><li> Bereiten Sie die 10X Rekonstitutionspuffer durch Zugabe von 2,2 g NaHCO3 und 4,8 g HEPES. Gelöst in 100 ml 0,05 M NaOH. Filtern sterilisieren und lagern in 5 ml Aliquots bei -20 ° C. </li><li> Bereiten Sie die 10X DMEM ohne Natriumbicarbonat. Filtern sterilisieren und lagern in 5 ml Aliquots bei -20 ° C. </li><li> Planen Maus epidermalen Wachstumsfaktor: 100 mg von EGF und 10 mg BSA jeweils in 10 ml entionisiertem ddH 2 0. Kombinieren Sie EGF und BSA und fügen Sie zu 80 ml ​​deionisiertem ddH 2 0 für ein Gesamtvolumen von 100 ml. Filter-sterilisiert, Aliquot (5 ml) und Laden in der -20 ° C. Für jeden Liter E-Medium mit 5 ml von 1 mg / ml EGF (Endkonzentration 5 ng / ml). </li></ol> 2. Herstellung von Kollagen-Gelen <ol><li> Ein Kollagengel für jede Reihe erforderlich. Das Kollagen sollten auf Eis, um es von Verfestigung zu verhindern gehalten werden. Jeder Kollagengel erfordert 3 ml Collagen Mischung bestehend aus: 2,4 ml kaltem Rattenschwanz Kollagen Typ I (Endkonzentration 3-4 mg / ml), 0,3 ml 10X Rekonstitutionspuffer, 0,3 ml DMEM 10X and1-2 x 10 6 Maus 3T3 J2 Fibroblasten als Feeder-Zellen. Für hohe Konzentration von Lösungen Rattenschwanzkollagen, in 0,02 M Essigsäure verdünnen, um die korrekte Arbeit Konzentration zu erreichen. </li><li> Bestimmen Sie die Anzahl der Kollagen-Gelen (Flöße) Sie brauchen, und berechnet dann einen Master-Mix für den Betrag von Kollagen, 10X reconstitution Puffer, 10x DMEM und J2 Fibroblasten erforderlich. Einschließen genug in jeder Master-Mix für 3-4 zusätzliche Gele aufgrund der Viskosität des Kollagens. </li><li> Um das Kollagen-Gel vorzubereiten, trypsinieren die J2 Fibroblasten und neutralisieren mit Medium. Kombinieren Sie alle Fibroblasten und in einem 50 ml konischen Röhrchen. Zählen der Zellen, um die Anzahl von Flößen, die gemacht werden können bestimmen. Wiederum sind 1-2x10 6 Fibroblasten pro Kollagengel erforderlich, und somit pro Floß. Spin-Down der Zellen bei niedrigen Drehzahlen. </li><li> Absaugen des Mediums aus dem Fibroblasten-Pellets und Resuspendieren in der entsprechenden Menge der Rekonstitutionspuffer 10X, 10X DMEM und Kollagen für die Anzahl von Flößen berechnet. In der letzten Kollagen, das Gel aus erstarrenden zu schnell zu verhindern. Sobald das Kollagen hinzugefügt wird, schnell mischen, sondern sanft, um die Einführung von Blasen in das Gel zu verhindern. Das Gel sollte eine rötlich-orange Farbe, was auf dem richtigen pH-Wert sein. Wenn das Gel Gemisch ist zu gelb, fügen Sie ein paar Tropfen sterilfiltriert 1NNaOH und vorsichtig mischen, um die richtige Farbe zu erhalten. </li><li> 3 ml des Kollagens: Fibroblasten-Gemisch auf die Vertiefungen einer 6-Well-Kulturschale. Die Kollagen-Mischung sollte langsam die Seite jedes Well pipettiert werden, um zu vermeiden, Erzeugen von Blasen. Die Platte wird in einem 37 ° C Gewebekultur-Inkubator und lassen Sie ihn 30 Minuten lang erstarren. </li><li> Nach 30 Minuten 3 ml Medium E mit EGF an der Spitze des Kollagen-Gel verfestigt und die Platte zurück in den Inkubator. Die Gele bei 37 ° C für mindestens einen Tag aufbewahrt werden, verwendet innerhalb von vier Tagen. Optimale Resultate kommen nach zwei Tagen Inkubation. </li></ol> 3. Vorbereiten Keratinozyten zur Differenzierung <ol><li> Niedrigen Gang Keratinozyten sollte auf etwa 70% Konfluenz gezüchtet werden. Jedes Floß erfordert 1-2x10 6 Keratinozyten. Trypsinieren die Keratinozyten und neutralisieren mit E-Medium mit EGF. Zählen der Zellen, um die Anzahl von Flößen, die gemacht werden können bestimmen. Spin-Down der Zellen bei niedrigen spehrsg. Das Pellet in 1 ml Medium mit EGF-E für jedes Floß Kultur berechnet. </li><li> Absaugen des Mediums aus den Kollagengelen durch Kippen der 6-Well-Platte. 2 ml frisches Medium E mit dem EGF bei jedem Gel. Für jedes Gel, vorsichtig 1 ml des resuspendierten Keratinozyten zur 2 ml E-Medium bereits in dem Bohrloch. Pipette vorsichtig die Keratinozyten plus die 2 ml Medien und dann fallen lassen tropfenweise wieder auf das Gel. Schütteln oder Schwenken der Platte kann zu einer ungleichmäßigen Verteilung der Zellen zu einer Seite des Kollagengels führen. Die Platte wird in der 37 ° C Inkubator. </li><li> Die Zellen sollten bis zur Konfluenz gezüchtet werden und ersetzt das Medium E täglich. Die Zellen konfluent sind, wenn das Medium eine gelbe Farbe einen Tag nach einer Änderung im Medium. Dies dauert in der Regel 2-4 Tage. Wenn das Medium nicht von Tag vier geändert, um dem nächsten Schritt fort. </li></ol> 4. Making the Floßkulturen <ol><li> Verwenden einer sterilen Pinzette, um ein steriles Metall Floß Netz zu stellen, beugte sich hinunter Seiten, In eine 10 cm-Schale. Saugen Sie das Medium aus Kollagen-Gel. Um das Gel von den Seiten des Bohrlochs zu lösen, um den Umfang des Gels gehen mit einem sterilen Spatel unter Verwendung eines Auf-und Abbewegung. Um das Kollagen-Gel entfernen, neigen Sie die Platte leicht und heben, indem Sie einen Spachtel darunter. Legen Sie den Kollagengel Auf dem Gitter ohne Erzeugen von Blasen zwischen dem Gitter und dem Gel. Zwei Gele können auf jedem Raster platziert werden. </li><li> Um eine Luft-/Flüssigkeits-Schnittstelle zu machen, fügen E-Medium ohne EGF langsam auf den Boden der Schale, so das Floß Gitter berührt die Medien, sondern das Kollagengel ist. Die Medien sollten nicht durch die Löcher in dem Gitter kommen. Fügen Sie das Medium langsam zu vermeiden Erzeugen von Blasen unter dem Raster, da diese einheitliche Differenzierung verhindern. Inkubieren der Flöße bei 37 ° C und ändern das Medium alle zwei Tage Aufrechterhaltung der Luft-/Flüssigkeits-Schnittstelle. Ernten Sie die Flöße nach 14 Tagen. </li></ol> 5. Repräsentative Ergebnisse Wenn ter Protokoll richtig mit primären Keratinozyten durchgeführt wird dieses Verfahren in einem gut differenzierten Epithel, wo die verschiedenen Schichten der Haut ergeben sich führen. Diese durch die histologische Untersuchung durch Färbung Abschnitte Floß Kulturen für Hämatoxylin und Eosin (H &amp; E), wie in 1B gezeigt, erreicht werden. H &amp; E-Färbung ist auch nützlich, um die Morphologie der Flöße und die Wirkung von Viren oder antiviralen Verbindungen auf die Fähigkeit der Zellen zur Schichtung und Differenzierung zu untersuchen. Zum Beispiel werden Flöße aus HPV-immortalisierten primären humanen Keratinozyten (HFK-31) machte vor allem dicker auf Flößen aus normalen menschlichen Keratinozyten Vorhaut (HFK) verglichen, was auf eine erhöhte Rate von Proliferation und die Fähigkeit der HPV-Proteine ​​zu erhalten differenzierenden Zellen aktiv im Zellzyklus (1B) 10. Das führt zum Rückstau von Kernen im gesamten Epithel, während die normalen Keratinozyten Verlassen des Zellzyklus auf Differenzierung, was zu einem Zusammenbruch derKernhülle. Um genauer zu untersuchen Differenzierung kann Immunhistochemie durchgeführt, um spezifische Differenzierung Marker, einschließlich Zytokeratine sowie Involucrin und Filaggrin zu untersuchen. Verschiedene Zytokeratine sind in bestimmten Phasen der Differenzierung 7 ausgedrückt. Wie in 2 gezeigt ist, ist Cytokeratin 10 (K10) nicht in der Basalschicht ausgedrückt und wird nur in den Suprabasalschichten, der aus Zellen bestehen schrittweise Differenzierung vorhanden. In HPV-positiven Flöße, wird die Expression des K10 im Vergleich zu der normalen Keratinozyten, wiederum als den Einfluss von HPV-Proteinen auf Differenzierung der Keratinozyten verzögert. Immunhistochemie kann auch verwendet werden, um die Expression von viralen Genen zu untersuchen. In Abbildung 3 ist eine repräsentative Färbung, die Expression der HPV-Protein E1 ^ E4, die eine späte Protein, dessen Expression in die obersten Schichten des Epithels beschränkt ist. Wie erwartet, wird keine Färbung in Floß Kulturen von normalen Huma beobachtetn Vorhaut Keratinozyten. <img alt="1" src="/files/ftp_upload/3668/3668fig1.jpg" /> Abbildung 1. A) Darstellung von Verfahren zur Herstellung von organotypischen Kulturen Floß aus primären Keratinozyten oder epithelialen Zelllinien. B) Hämatoxylin-und Eosin-Färbung von organotypischen Kulturen Floß aus menschlicher Vorhaut Keratinozyten stabil halten HPV-31 (HFK-31) Episomen, oder aus normalen menschlichen Keratinozyten Vorhaut (HFK) generiert. Die einzelnen Epithelschichten identifiziert, sowie die Kollagen-Stecker. <img alt="2" src="/files/ftp_upload/3668/3668fig2.jpg" /> Abbildung 2. Cytokeratin 10 (K10) Ausdruck wird in den suprabasalen Schichten des Epithels beschränkt. Die Immunhistochemie wurde an Querschnitten von organotypischen Raft-Kulturen von HFK-31-Zellen, ebenso wie normale HFKs Verwendung eines Antikörpers gegen K10 erzeugt wird. Zelluläre DNA wurde mit DAPI gegengefärbt. Bilder wurden unter Verwendung confÖcal Fluoreszenzmikroskopie. Die Pfeile zeigen die Basalschicht des Epithels. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3668/3668fig3.jpg" /> Abbildung 3. Der HPV-E1 ^ E4-Protein wird spät in die produktive Phase des viralen Lebenszyklus produziert. Die Immunhistochemie wurde an Querschnitten von organotypischen Raft-Kulturen von HFK-31-Zellen, ebenso wie normale HFKs Verwendung von Antikörpern gegen E1E4 erzeugt wird. Zelluläre DNA wurde mit DAPI gegengefärbt. Bilder wurden unter Verwendung der konfokalen Fluoreszenzmikroskopie. Die Pfeile zeigen die Basalschicht des Epithels.

<ol><li>Andrei, G., Duraffour, S., VandenOord, J., Snoeck, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+raft+cultures+for+investigations+of+virus+growth%2C+pathogenesis+and+efficacy+of+antiviral+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Antiviral+Research%22%5BJournal%5D)">Epithelial raft cultures for investigations of virus growth, pathogenesis and efficacy of antiviral agents.</a> Antiviral Research. 85, 431-449 (2010).</li>
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</ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Wir beschreiben hier eine Methode, die verwendet werden, um epitheliale Differenzierung im allgemeinen studieren kann, kann aber auch einfach an viralen Pathogenese, sowie die Wirksamkeit von potenziellen Therapeutika zu studieren. Viele Viren Ziel Epithelzellen entweder als primäre Ort der Infektion, wie im Fall von HPV, oder an irgendeinem Punkt in dem viralen Lebenszyklus, wie bei Herpesviren. Obwohl wachsende organotypischen Kulturen Floß ist zeitaufwendig, die Fähigkeit, treu in vivo epithelialen Differenz...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenz </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Rattenschwanzkollagen Typ 1 (4-5mg/ml) </td><td> BD Biosciences </td><td> 354236 </td></tr><tr><td> DMEM ohne NaHC0 3 </td><td> Invitrogen </td><td> 12100-061 </td></tr><tr><td> NaHC0 3 </td><td> Sigma </td><td> S5761 </td></tr><tr><td> Hepes </td><td> Calbiochem </td><td> 391338 </td></tr><tr><td> Edelstahl-Metallgitter </td><td> Williams und Co. Mettle </td><td> CR-03063-040-100-S </td></tr><tr><td> E Medium 11 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Epidermal Growth Factor </td><td> BD Biosciences </td><td> 354010 </td></tr></tbody></table>

generierung von organotypische floßkulturen aus primären humanen keratinozyten

Generation of Organotypic Raft Cultures from Primary Human Keratinocytes

Die Entwicklung von organotypischen Kulturen epithelialen Floß hat die Forscher mit einer effizienten In-vitro-System zur Verfügung gestellt, der naturgetreu rekapituliert epithelialen Differenzierung. Es gibt viele Einsatzmöglichkeiten für dieses System. So hat die Fähigkeit zur dreidimensionalen organotypischen Floß Kulturen von Keratinozyten wachsen war ein wichtiger Meilenstein in der Erforschung des humanen Papillomavirus (HPV) 1. Der Lebenszyklus des HPV ist eng mit der Differenzierung von Plattenepithel 2 verknüpft. Organotypische epithelialen Floß Kulturen wie hier gezeigt reproduzieren das gesamte Papillomavirus Lebenszyklus, einschließlich Virus-Produktion 3,4,5. Darüber hinaus weisen diese Floß Kulturen Dysplasien der vergleichbar, die sich auf In-vivo-Infektion mit HPV. Daher kann dieses System auch verwendet werden, um Epithelzellen Krebsarten, sowie die Wirkung von Medikamenten auf Epithelzellendifferenzierung im allgemeinen zu untersuchen. Zitat von Asselineau und Prunieras entwickelt <sbis&gt; 6 und modifiziert durch Kopan et al. 7, der organotypischen Kultur epithelialen Floß-System in einer allgemeinen, relativ leicht Kultur Modell, das das Wachstum von Zellen auf Kollagen umfasst reifen Stecker gehalten bei einem Luft-Flüssigkeits-Grenzfläche (1A). Im Laufe von 10-14 Tagen, die Zellen Schichtung und Differenzierung, die Bildung eines vollständigen Dicke Epithel, das differenzierungsspezifische Cytokeratine produziert. Geerntet Flöße können histologisch untersucht werden, sowie von Standard-molekularen und biochemischen Techniken. In diesem Artikel beschreiben wir eine Methode zur Erzeugung von Raft-Kulturen aus primären humanen Keratinozyten. Die gleiche Technik kann mit bestimmten epithelialen Zelllinien verwendet werden, und kann leicht für die Verwendung mit Epithelgewebe von normalen oder kranken Biopsien 8 angepasst werden. Viele Viren zielen entweder auf die Haut oder Schleimhaut Epithel als Teil ihrer replikativen Lebenszyklus. In den vergangenen Jahren mit der Machbarkeit von organotypischen Floß Kultnahmen als Methode zur Untersuchung Virus-Wirt-Zell-Wechselwirkungen seit mehreren Herpesviren, sowie Adenoviren, Parvoviren, und Pockenviren 9 gezeigt. Organotypische Floß Kulturen können somit an viralen Pathogenese zu untersuchen, und sind die einzigen Mittel, um neuartige antivirale Mittel für jene Viren, die nicht kultivierbaren in permanenten Zelllinien zu testen.

Ein<em&gt; In-vitro-</em&gt; Verfahren zu imitieren<em&gt; In-vivo-</em&gt; Epithelialen Differenzierung beschrieben. Viele Viren zielen Epithelzellen als Teil ihrer viralen Lebenszyklus, und diese Methode liefert ein Mittel zur Prüfung Virus: Wirt-Interaktionen, die ähnelt mehr dem, was kommt<em&gt; In-vivo-</em&gt;. Diese Technik kann mit primären Keratinozyten, etablierte Zelllinien, sowie normaler oder kranker Biopsie Gewebe verwendet werden.

Generierung von Organotypische Floßkulturen aus primären humanen Keratinozyten

Die Entwicklung organotypischer epithelialer Raft-Kulturen hat Forschern ein effizientes In-vitro-System zur Verfügung gestellt, das ... getreu rekapituliert.

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, organotypische Raft-Kulturen aus primären Keratinozyten oder etablierten epithelialen Zelllinien zu erzeugen. Dies wird erreicht, indem zunächst Fibroblasten-Kollagen-Stopfen hergestellt werden. Anschließend werden epitheliale Zellen auf die Stopfen aufgebracht.Anschließend werden die Plugs auf die Raft-Gitter übertragen und 10 bis 14 Tage lang an der Luft-Flüssigkeits-Grenzfläche kultiviert. Im letzten Schritt werden die Rafts geerntet. Letztendlich können Veränderungen in der epithelialen Differenzierung durch histologische oder immunhistochemische Analyse bewertet werden. Diese Methode kann Einblicke in die epitheliale Differenzierung liefern.Es kann auch auf andere Systeme angewendet werden, wie beispielsweise Viren, die im Rahmen ihres Lebenszyklus das kutane oder das Mukosepithel infizieren. Die Durchführung der Methode wird von Dan Anneker, einem Doktoranden in meinem Labor, demonstriert. Gießen Sie zunächst Chromschwefelsäure in ein Glasbecherglas und tauchen Sie die Metallrähmchen darin eine Stunde lang ein.Danach die Gitter kontinuierlich über Nacht mit Leitungswasser spülen. Nach dem nächtlichen Spülen die Gitter weitere drei bis fünf Stunden mit doppelt destilliertem Wasser spülen und die Floßgitter trocknen lassen. Anschließend drei Seiten des Floßes um etwa 0,5 Zentimeter nach oben biegen, wobei der Abstand zwischen den gebogenen Seiten gleich sein sollte, und die Floßgitter autoklavieren.Nach der Herstellung des Kollagengels wird Trypsin zugegeben, um die beiden Fibroblasten zu lösen, und anschließend wird das Trypsin mit Medium neutralisiert. Überführen Sie die Fibroblasten in ein 50-Milliliter-Konikalfläschchen und zählen Sie die Zellen, um die Anzahl der herstellbaren Rafts zu bestimmen. Nachdem die Zellen vier Minuten bei 244 ×g bei Raumtemperatur zentrifugiert wurden, aspirieren Sie das Medium vom Fibroblasten-Pellet und resuspendieren die Zellen in einer geeigneten Menge Rekonstitutionspuffer aus DMEM und Kollagen entsprechend der berechneten Anzahl an Rafts.Das Kollagen zuletzt hinzufügen, um zu verhindern, dass das Gel zu schnell gerinnt. Sobald das Kollagen hinzugefügt wurde, die Lösung schnell, aber vorsichtig mischen, um die Bildung von Blasen im Gel zu vermeiden. Falls die Gel-Mischung zu gelb ist, einige Tropfen filtersterilisiertes hinzufügen.Eine normale Natriumhydroxidlösung. Vorsichtig mischen, bis das Gel eine rötlich-orangefarbene Färbung annimmt, die auf den korrekten pH-Wert hinweist. Nun pipettieren Sie langsam drei Milliliter der Kollagen-Fibroblasten-Mischung an der Wand jeder Vertiefung einer sechswelligen Kulturschale entlang, wobei die Bildung von Blasen vermieden werden sollte, und inkubieren die Platte anschließend 30 Minuten bei 37 Grad Celsius, damit das Gel gerinnen kann.Wenn das Gel fest ist, drei Milliliter E-Medium mit EGF auf das erhärtete Kollagengel geben und die Platte in den Inkubator zurückstellen. Nachdem die Keratinozyten niedriger Passage etwa 70 % Konfluenz erreicht haben, werden die Keratinozyten mit Trypsin abgelöst und anschließend das Trypsin mit EED neutralisiert. In Anwesenheit von EGF die Zellen zählen, um die Anzahl der herstellbaren Rafts zu bestimmen.Nachdem die Zellen abzentrifugiert wurden, resuspendieren Sie das Pellet in einem Milliliter eed mit EGF pro berechnete Raft-Kultur. Entfernen Sie nun das Medium von den Kollagengelen, indem Sie die 6-Loch-Platte zur Seite kippen, und geben Sie anschließend zwei Milliliter frisches eed mit EGF zu jedem Gel hinzu. Fügen Sie danach vorsichtig ein Milliliter der resuspendierten Keratinozyten zu den zwei Millilitern eed hinzu, die bereits in jedem der Löcher vorhanden sind.Pipettieren Sie die Keratinozyten zusammen mit den zwei Millilitern Medium vorsichtig und lassen Sie die Lösung tropfenweise auf den Kollagenpfropfen fallen. Stellen Sie die Platte zwei bis vier Tage lang in den 37 °C-Inkubator, damit die Zellen bis zur Konfluenz wachsen können. Die Zellen sind bereit, wenn das Medium einen Tag nach dem Mediumwechsel gelb wird, oder spätestens am vierten Tag. Verwenden Sie sterile Pinzette, um ein steriles metallenes Rastergitter mit den gebogenen Seiten nach unten in eine 10 cm-Dish zu legen.Aspirieren Sie das Medium von einem Kollagengel und bewegen Sie dann einen sterilen Spatel im Auf-und-ab-Hebewechsel vorsichtig entlang des Randes des Gels, um das Gel von den Seiten der Vertiefung zu lösen. Das Übertragen des Kollagenpfropfens von der 6-Loch-Platte auf das Gitter ist der schwierigste Teil dieses Verfahrens. Achten Sie darauf, den Spatel vorsichtig unter den Pfropfen zu schieben, ohne ihn zu zerteilen, und legen Sie ihn flach auf das Gitter, ohne Luftblasen zwischen Pfropfen und Gitter entstehen zu lassen.Anschließend können Sie mit einem Spatel Bereiche glätten, die während dieses Vorgangs nach unten gefaltet wurden. Um das Gel zu entfernen, kippen Sie die Platte leicht und schieben den Spatel unter das Gel, um es anzuheben. Legen Sie das Kollagengel blasenfrei auf das Metallgitter.Um eine Luft-Flüssigkeits-Grenzfläche herzustellen, fügen Sie EED ohne EGF langsam an den Boden der Petrischale hinzu, sodass das Raft-Gitter das Medium berührt, das Kollagen-Gel jedoch nicht. Inkubieren Sie die Rafts abschließend bei 37 Grad Celsius. Bewahren Sie die Luft-Flüssigkeits-Grenzfläche auf und gewinnen Sie die Rafts nach 14 Tagen. Wie in dieser Abbildung zu sehen ist, sind Rafts, die aus mit HPV 31 immortalisierten primären humanen Keratinozyten oder H fk, 30 ones hergestellt wurden, deutlich dicker als Rafts, die aus normalen humanen Haut-Keratinozyten oder hks stammen.Daher besitzen HPV-Proteine die Fähigkeit, differenzierende Zellen im Zellzyklus aktiv zu halten. Hier wurde eine immunhistochemische Analyse an Querschnitten von organotypischen Raft-Kulturen durchgeführt, die aus HK 30 sowie normalen HKS generiert wurden, unter Verwendung eines Antikörpers gegen Cytokeratin 10 oder K 10 in grün. K 10 wurde in der basalen Schicht, die hier durch die Pfeile markiert ist, nicht exprimiert, sondern fand sich ausschließlich in den suprabasalen Schichten, die aus fortschreitend differenzierenden Zellen bestehen.In dieser Abbildung ist die Expression des HPV-Proteins E eins, E vier, eines späten Proteins, das auf die obersten Schichten des Epithels beschränkt ist und hier grün dargestellt wird, wie erwartet zu sehen. In Schwimmkulturen von normalen hks wird, wie in der vorherigen Abbildung, keine Färbung beobachtet.Die Pfeile zeigen erneut die basale Schicht des Epithels nach seiner Entwicklung an. Diese Technik ebnete den Forschern auf dem Gebiet der Krebsbiologie den Weg, die Pathogenese von humanen Papillomviren mithilfe eines Systems zu untersuchen, das der epithelialen Differenzierung in vivo nachempfunden ist. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man organotypische Raft-Kulturen aus primären Keratinozyten oder etablierten epithelialen Zelllinien herstellt.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Dieses Video beschreibt das detaillierte Protokoll zur Erstellung von in vitro 3D-Organotyp-Hautrekonstruktionen zur Untersuchung des Melanomverlaufs. Dieses Hautmodell ahmt sowohl die Architektur als auch die multizelluläre Komplexität von Organen in vivo nach.

Generierung organotypischer Vollhautrekonstruktionen: Ein Verfahren zur Erstellung eines 3D-Hautmodells anhand menschlicher Hautproben

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Keratinozytenisolierung in der menschlichen Haut: Eine Methode zur Kultivierung primärer Keratinozyten aus Hautproben

Dieses Video beschreibt ein detailliertes Protokoll zur Herstellung von genetisch veränderten primären humanen Keratinozyten rekombinanten Retroviren. Diese Methode kann verwendet werden, um die Genexpression in Keratinozyten zu manipulieren.

Genetische Modifikation primärer humaner Keratinozyten: Eine Methode zur genetischen Manipulation von Keratinozyten mit rekombinanten Retroviren

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Organotypische 3D-Hautkultur: Eine kassettenbasierte In-vitro-Kulturtechnik zur Regeneration der menschlichen Epidermis auf azellulärer Dermis

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Herstellung von genetisch veränderten Organotypische Hautkulturen Mit devitalisierten Menschen Dermis

Die menschliche Haut wirkt als eine erste Verteidigungslinie gegen die Außenumgebung. Wir präsentieren Ihnen eine Methode zur Isolierung von primären menschlichen Keratinozyten von Erwachsenen. Diese isolierten Keratinozyten eignen sich zahlreiche Versuchsaufbauten und sind ein sehr geeignetes Modell für die Untersuchung der molekularer Mechanismen in kutane Biologie in-vitro-.

Generation und Kultivierung der primären menschlichen Keratinozyten von Erwachsenen

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um eine 3D organotypischen Melanom Sphäroid Hautmodell zu generieren, die sowohl die Architektur rekapituliert und mehrzelligen Komplexität einer Orgel/Tumor in Vivo aber gleichzeitig bietet Platz für systematische experimentelle Intervention.

Ein 3D organotypischen Melanom Sphäroid Hautmodell

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur primären menschlichen Keratinozyten aus Erwachsenen Hautgewebe effizient zu isolieren. Diese Methode vereinfacht das konventionelle Verfahren mithilfe der ROCK-Inhibitor Y-27632 Mittel-und Impfung spontan Epidermiszellen von dermalen Zellen zu trennen.

Eine vereinfachte und effiziente Methode zur primären menschlichen Keratinozyten aus Erwachsenen Hautgewebe zu isolieren

Wir schlagen eine Protokoll, die zeigt, wie man differenzieren induzierten pluripotenten Stammzellen abgeleitet Keratinozyten und Fibroblasten und generieren eine organoide 3D Haut mit diesen Keratinozyten und Fibroblasten. Dieses Protokoll enthält einen zusätzlichen Schritt einem humanisierten Mäuse-Modell zu erzeugen. Die hier vorgestellten Technik verbessert die dermatologische Forschung.

Generation von 3D Haut organoide aus Cord Blood-abgeleitete induzierte pluripotente Stammzellen

Hier beschreiben wir ein Protokoll zur systematischen Kultivierung epidermaler Sphäroide in 3D-Suspensionskultur. Dieses Protokoll hat weitreichende Anwendungen für den Einsatz in einer Vielzahl von epithelialen Gewebetypen und für die Modellierung mehrerer menschlicher Krankheiten und Zustände.

Etablierung eines epidermalen Sphäroidkultursystems mit hohem Durchsatz zur Modellierung der Plastizität von Keratinozyten-Stammzellen

Dieses Protokoll beschreibt die Kultivierung von frisch gewonnenen (Passage 0) Keratinozyten für die Verwendung in der Lebendzellbildgebung.

Generierung von Primärkulturen für die Bildgebung lebender Keratinozyten

Lernen Sie die Erzeugung von organotypischen Floßkulturen aus primären humanen Keratinozyten. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung epithelialer Differenzierung und Virus-Wirt-Interaktionen unter in vivo-ähnlichen Bedingungen.

Generierung von Organotypische Floßkulturen aus primären humanen Keratinozyten

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