Name: Epidurale Intrakranielle Druckmessung in Ratten mit einem LWL-Druckaufnehmer (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-25T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 4 s
Description: Lernen Sie die epidurale Messung des intrakraniellen Drucks bei Ratten mit einem faseroptischen Druckaufnehmer. Diese minimal-invasive Technik ermöglicht präzise ICP-Aufzeichnungen ohne Hirntrauma.

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Dieses Projekt wurde von der National Stroke Foundation, Hunter Medical Research Institute (HMRI) und National Health and Medical Research Council (MRC &amp; NH), Australien finanziert. Besonderer Dank geht an der Fakultät für Gesundheitswissenschaften Werkstatt Mitarbeiter an der Universität Newcastle für ihre fachliche Unterstützung.

1. Schädel-Penetration <ol><li> Betäuben Ratten mit Isofluran (5% Induktion, 1,5-2% Wartung) in 70% N 2 und 30% O 2. Nach Einleitung der Narkose, legen Sie die Ratte in Bauchlage auf einer Warmhalteplatte, die Positionierung der Ratte Nase in ein Anästhetikum Bugspitze. </li><li> Unter Beibehaltung Anästhesie, sichern Sie den Kopf in einen stereotaktischen Rahmen, Einsetzen der Ohr-Bars, bis der Kopf wird stabilisiert. Stellen Sie sicher, Atmung nicht beeinträchtigt wird. (2-A). </li><li> Inject Kopfhaut subkutan mit langfristiger örtlicher Betäubung, Bupivacain 0,3 ml 0,5% (Pfizer, Australien), bevor sie eine 1,5 cm Haut Mittellinie Kopf Einschnitt. (Sterile Instrumente und Handschuhe sollten benutzt werden.) </li><li> Blunt sezieren das weiche Gewebe und die umliegenden Muskeln, klar zu lokalisieren Lambda und Bregma. Ziehen Sie die Haut und Bindegewebe. </li><li> Stem eine Blutung durch Druck auf den Schädel ausgesetzt. Übermäßige Schädel Blutungen können verödet werden. </li><li> Verwendung einer dentalen drill mit einem 1 mm Spitze Grat, Grat ein Loch von 2 mm Breite in das rechte Scheitelbein. Burr das Loch 2 mm lateral und 2 mm posterior von Bregma, um den Sinus sagittalis superior zu vermeiden und die Platzierung des ICP Sensor über das ischämische Bereich, für Hub Studien. Alternative Standorte wäre ebenso für andere Anwendungen geeignet. Burr das Loch bis zu einer Tiefe, wo der Schädel über der Dura wird durchscheinend. (2-B). </li><li> Ersetzen Sie den Grat mit einem 0,5 mm Spitze Grat auf den Schädel an der Basis der Bohrung zu entfernen. </li><li> Wenn der Schädel zu knacken beginnt, verwenden 45 ° Zange, um alle restlichen Schädel zu entfernen, wodurch die Basis des Loch wird von Trümmern geräumt. (Abbildung 3). </li></ol> 2. Schraube Umbau und Insertion <ol><li> Bohren Sie ein 0,7 mm Loch in einer hexagonalen Hammerschraube mit einer Drehbank und 0,7 mm-Bohrer. </li><li> Legen Sie die Monitoring-Schraube in das Loch, indem Sie es etwa 1,5 Umdrehungen (verwenden Sie den Mindestbetrag vondreht Schraube benötigt, um in Schädel zu sichern, um nicht zugrunde liegenden Gewebeschäden an). (Abbildung 2-C und Abbildung 4). </li><li> Burr ein zweites Loch für eine Ankerschraube im linken Scheitelbein, 2 mm und 2 mm lateral posterior von Bregma. Dieses Loch erfordert keine vollständige Durchdringung des Schädels, so dass der 1 mm Spitze Grat verwendet wird, um den Schädel für Schraubeninsertion verdünnen. </li><li> Legen Sie eine 2 x 4 mm Sechskant-Kopfschraube in das zweite Loch. Diese Schraube hilft, die Dentalzement und damit die Überwachung Schraube am Schädel zu verankern. </li><li> Mit Hilfe einer Pipette zu mischen und anzuwenden Zahnzement Monomer und Polymer auf der Basis der Kopf der Schrauben. </li><li> Erlauben Sie Zahnzement für mindestens 10 Minuten trocknen. </li></ol> 3. Hirndruck Transducer Insertion <ol><li> Mit weißen Korrekturflüssigkeit, markieren Sie den faseroptischen Sensor 4 mm von der Spitze. </li><li> Füllen Sie das Loch des Monitoring-Schraube mit einer sterilen Kochsalzlösung (0,9%) und sicherzustellen, dass keineLuftblasen vorhanden sind innerhalb der Schraube. </li><li> Legen Sie die ICP-Sonde 4 mm in der Schraube, so dass die Spitze der Sonde mit dem Ende der Schraube ist. Sicherstellen, dass die Spitze nicht durchbohren die Dura. </li><li> Passen Sie die Spitze der Sonde in der Schraube, bis ein ICP Spur reflektiert Lüftungs-und Blutdruck-Puls-Wellen beobachtet werden kann. (5). </li></ol> 4. Eine luftdichte Dichtung <ol><li> Eine luftdichte Abdichtung ist zwingend notwendig, zu einer genauen Lektüre ICP. Mischen eines viskosen Dichtungsmaterial biokompatiblen Monomeren und Polymeren in einem Verhältnis von 1:1. Da der Drucksensor an der Spitze der Sonde, und dies ist innerhalb des ausgehöhlten Schraube weist Anwendung Dichtungsmaterial an der Welle der faseroptischen Sonde keine Auswirkung auf Druck Empfindlichkeit des Sensors. </li><li> Tragen Sie eine dünne Schicht um die Sonde und der Leiter der Monitoring-Schraube. Vermeiden Verschieben des ICP-Sonde. </li><li> Lassen Sie es 5 Minuten eingestellt. </li><li> Tragen Sie eine zweite LaienER von Dichtungsmaterial um die gesamte Überwachung Schraube und Sonde. Stellen Sie sicher, dass keine Flüssigkeit wird von allen Spalten im Dichtungsmaterial undicht. (2-D). </li><li> Entfernen Sie Ohr-Bars. </li><li> Die Ratte kann in der Bauchlage zu bleiben, oder werden sorgfältig gedreht, in der Rückenlage während der ICP-Überwachung. </li><li> Eine schematische Darstellung der ausgeführten Prozedur wird in (6) dargestellt. </li></ol> 5. Hirndruck Transducer Entfernen und Wiedereinsetzen <ol><li> Nach Beendigung Hirndruckmessung kann die ICP-Sensor durch leichtes Ziehen der Katheter aus der Schraube und Dichtungsmaterial entfernt werden. </li><li> Die SAMBA-Sensor sollte sofort sein Platz in 1% Terg-A-Zyme Lösung bis zur Spitze Korrosion zu vermeiden. </li><li> Das Loch in der verbleibenden Dichtungsmaterial sollte mit einer zusätzlichen Schicht aus Dichtungsmaterial abgedeckt werden. (Rat kann in diesem Stadium geweckt werden). </li><li> Um den Samba-Katheter für zusätzliche Überwachung wieder einsetzen, in Scheiben schneidenDie Dichtungsmaterial auf der Ebene der Kopf der Schraube. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte von 3,2 bis 5,3. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse Abbildung 5 ist eine Darstellung des ICP-Werte über 10 Sekunden. Zu Beginn der Studie ist die durchschnittliche ICP in einer Wistar-Ratte 6 mmHg. Die Ereignisse des kürzeren Abständen in 5 dargestellt während Blutdruck Pulswellen. Die Ereignisse von mehr Periodizität zeigen, Lüftungs-Veranstaltungen. Beachten Sie, dass der Samba-Sensor eine Belüftung Amplitude von 3-4 mmHg und Pulsamplitude von 1-2 mmHg widerspiegelt. Um die Position des SAMBA-Sensor in jedem Experiment zu bestätigen, sollte ICP Spuren für das Ansprechen auf abdominale Kompressionen und respiratorische Ereignisse, wie zum Beispiel Perioden von Apnoe getestet werden. Ein Bauchkompressionsgurt ist in 7 dargestellt. Perioden von Apnoe (dargestellt in Abbildung 8) sind in den meisten Experimenten beobachtet invo<html> liebenden spontan atmenden Tieren. Diese Ereignisse werden auf die physiologischen Aufzeichnungen durch das Fehlen einer respiratorischen Ausschläge auf der Atemwege (Membrane Wandler) und arteriellen Drucks Spuren identifiziert. Eine entsprechende Änderung in der ICP-Trace validiert die ICP-Probe-Positionierung. 9 zeigt eine typische ICP Spur nach dem Entfernen der Ohr-Bars (Schritt 4.6). Das Einsetzen der Ohr-Bars in Schritt 1.2 ergibt sich eine leichte Kompression des Schädels und der daraus resultierenden Störungen in intrakraniellen Volumens und damit eine erhöhte ICP. Wenn der Sensor richtig positioniert ist, wird ICP lassen mindestens 4 bis 5 mmHg mit der Entfernung der Ohr-Bars. Die histologische Analyse verwendet werden, um für eventuelle Schäden an der kortikalen Bereich unmittelbar unter dem Drucksensor und Schraube zu überprüfen. Ein Beispiel eines traumatischen und nicht-traumatische Einschraubtiefe ist in 4 dargestellt. _upload/3689/3689fig1.jpg &quot;/&gt; Abbildung 1. Flüssigkeit gefüllt Vs SAMBA ICP Traces. ICP gleichzeitig wurde über die SAMBA LWL-Katheter (oben) und einer Flüssigkeit gefüllt Katheter (unten) aufgezeichnet. Die mittleren ICP-Werte waren in beiden Spuren, wie das Fluid gefüllten Katheters Signal wurde gedämpft insbesondere im Vergleich zu der klaren Atemwege und arteriellen Druck Wellenformen mit der faseroptischen Katheters zu sehen. <img alt="2" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig2.jpg" /> Abbildung 2. Hirndruck Kathetereinführung Vorgehensweise. Die Ratte wurde der Kopf in einen stereotaktischen Rahmen mit Ohr-Bars und ein Betäubungsmittel Nasenkonus [A] gesichert. Ein Loch, etwa 2 mm im Durchmesser, wurde in den rechten Scheitelbein [B] gebohrt. Ein 2 x 4 mm Schraube mit einem 0,7 mm Loch in der Welle eingesetzt wurde [C]. Eine Ankerschraube in die linke Scheitelbein und der Schädel und Operationsstelle in Dentalzement abgedeckt eingefügt. Die ICP cathetER (schwarzer Pfeil) wurde dann in das Schraubenloch und eine luftdichte Abdichtung mit dem Dichtungsmaterial (weißer Pfeil) [D] gemacht eingefügt. Staple (für Scale) = 12 mm x 5 mm. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig3.jpg" /> Abbildung 3. Abfrageschraube Bohrloch Orientierung. Der Schädel wurde von Bindegewebe gerodet, um Lambda (schwarzer Stern) und Bregma (weißer Stern) zu lokalisieren und das Loch gebohrt, 2 mm und 2 mm lateral posterior von Bregma. Das Loch wurde von Schutt Verlassen der Dura und Pia-Gefäße (schwarzer Pfeil) intakt gelöscht. Staple (für Scale) = 12 mm x 5 mm. <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig4.jpg" /> Abbildung 4. Histologie von Rattenhirn 24 Stunden nach der Instrumentierung von ICP-Monitoring-Schraube. Haemotoxylin und Eosin-Färbung, 6 um koronalen Abschnitte. Links: Nicht-traumatische Schraubeninsertion. Rechts: Traumatische Schraubeninsertion,Bereich der Blässe zeigt beschädigtes Gewebe mit ähnlichen Zellmorphologie zu streicheln beschädigt Bereich (Pfeil). Fügt mit 4x Ziel. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig5.jpg" /> Abbildung 5. Typische ICP Trace. Pulse Druckwellen werden durch Ereignisse kleinerer Amplitude (*) dargestellt. Die Belüftung erfolgt durch Veranstaltungen von mehr Periodizität (#) wider. <img alt="6" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig6.jpg" /> Abbildung 6. ICP Sondeneinbaulänge Schematische. Diagramm zeigt die Anordnung von Support-Schraube (rechts) und Dichtungsmaterial beschichtet ICP-Sonde in die Schraube (links). <img alt="7" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig7.jpg" /> Abbildung 7. Bauchpresse. Das Abdomen wurde vorübergehend komprimiert (~ 1 sec), um die Lebensfähigkeit des ICP-Signal zu validieren. Komprimierung führt zu einer verringerten zerebralen venösen Rückfluss,zunehmende intrakranielle Volumen und damit steigende ICP. Der arterielle Druck (Pa) wurde, kann nur nach dem ersten Anstieg ICP. <img alt="8" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig8.jpg" /> 8. Zeitraum der Apnoe. Die vorübergehende Einstellung der Atmung wird in der Technik gefertigte Wandler Spur wider, der arterielle Druck (Pa) Spur und die ICP-Trace. <img alt="Abbildung 9" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig9.jpg" /> Abbildung 9. Ear-Bar Entfernung. ICP sollten mit der Entfernung der stereotaktischen Rahmen Ohr-Bars fallen zu lassen.

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</ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Das hier vorgestellte Verfahren ermöglicht eine sehr empfindliche und genaue Erfassung von Hirndruck. Diese minimal invasive Technik vermeidet erhebliche Hirn-Trauma, indem Sie den Drucksensor im Epiduralraum und nicht das Hirngewebe oder Herzkammern. Die entscheidenden Schritte sind: 1) Bohren durch den Schädel - darauf zu achten, nicht zu durchbohren die Dura oder Schäden zugrunde liegenden Hirngewebes werden; 2) sicherzustellen, dicht mit dem Dichtungsmaterial - wenn es irgendein Leck, wi...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Zahnzement Monomer </td><td> Henry Schein </td><td> VX-SC500MLL </td><td></td></tr><tr><td> Zahnzement Polymer </td><td> Henry Schein </td><td> VX-SC1000GCL4 </td><td></td></tr><tr><td> Dentalbohrmaschinen Burr-Größe 12 </td><td> Gunz Dental </td><td> EL104S001012/10 </td><td></td></tr><tr><td> Dentalbohrmaschinen Burr-Größe 6 </td><td> Gunz Dental </td><td> EL104S001006/10 </td><td></td></tr><tr><td> Blechschraube </td><td> Eisenwarengeschäft </td><td></td><td> 2 x 4 mm, Sechskantkopf. (Von 0,7 mm Loch durch den Schaft gebohrt Labor-modifiziert) </td></tr><tr><td> SAMBA Control Unit </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 50433102 </td><td></td></tr><tr><td> SAMBA-Sensor </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 50461122 </td><td> 420 LP, 15cm unisolierten Faser, Radio-opaken Beschichtung </td></tr><tr><td> Silagum AV Mono Dichtungsmaterial </td><td> Gunz Dental </td><td> RG 9152 </td><td> Vinylpolysiloxanen, Hydrogenpolysiloxane, Füllstoff, Pigmente, Additive, Plantinum Katalysators </td></tr><tr><td> Terg-A-Zyme </td><td> Alconox, Inc. </td><td> 1304 </td><td> Enzyme-aktiv Waschpulver </td></tr></tbody></table>

epidurale intrakranielle druckmessung in ratten mit einem lwl-druckaufnehmer

Epidural Intracranial Pressure Measurement in Rats Using a Fiber-optic Pressure Transducer

Erhöhten intrakraniellen Druck (ICP) ist ein bedeutendes Problem in mehreren Formen von ischämischen Hirnschädigung wie Schlaganfall, Schädelhirntrauma und Herzstillstand. Diese Erhöhung kann zu einem weiteren neurologischen Verletzungen führen, in Form von transtentorielle Herniation 1,2,3,4, Mittelhirn Kompression, neurologische Defizite oder erhöhte Hirninfarkt 2,4. Aktuelle Therapien sind oft unzureichend, um erhöhten ICP im klinischen Umfeld 5,6,7 steuern. So gibt es einen Bedarf für eine genaue Methoden der ICP-Messung in Tiermodellen zu unserem Verständnis der grundlegenden Mechanismen zu fördern und zu neuen Behandlungen für erhöhten ICP zu entwickeln. Sowohl in der klinischen und experimentellen Einstellung ICP kann nicht ohne direkte Messung geschätzt werden. Mehrere Methoden der ICP-Katheter zur Zeit existieren. Davon sind der intraventrikulären Katheter hat sich der klinische &quot;Goldstandard&quot; der ICP-Messung beim Menschen 8. Diese Methode involves die teilweise Entfernung des Schädels und die Instrumentierung des Katheters durch Hirngewebe. Folglich haben intraventrikulären Katheter eine Infektionsrate von 11.6% 9. Aus diesem Grund haben subduralen und epidurale Kanülen werden die bevorzugten Verfahren in Tiermodellen von ischämischen Schädigung. Verschiedene Techniken wurden ICP-Messung für Tiermodelle angepasst, und von diesen sind mit Flüssigkeit gefüllte Telemetrie Katheter 10 und Katheter festen Zustand die am häufigsten verwendete 11,12,13,14,15. Die Flüssigkeit gefüllte Systeme sind anfällig für die Entwicklung von Luftblasen in der Leitung, was zu falschen Messungen ICP. Solid-State-Sonden dieses Problem vermeiden (Abbildung 1). Ein weiteres Problem ist passend Katheter unter dem Schädel oder in die Ventrikel, ohne dass eine Hirnschädigung, die die experimentellen Ergebnisse beeinflussen könnten. Deshalb haben wir eine Methode, die eine ICP-Katheter angrenzend an den Epiduralraum platziert entwickelt, aber vermeidet die need, um es zwischen Schädel und Gehirn einzufügen. Lichtleitfaser Druck Katheter (420LP, SAMBA Sensoren, Schweden) wurde verwendet, um ICP bei den Epiduralraum Ort zu messen, da die Lage des Drucksensors (an der äußersten Spitze des Katheters) wurde gefunden, dass eine High-Fidelity-ICP-Signal in diesem Modell zu erzeugen . Es gibt andere Hersteller von ähnlichen optischen Faser 13, die mit Technologien unsere Methode verwendet werden kann. Alternative festen Zustand Katheter, die den Drucksensor an der Seite der Katheterspitze angeordnet sind, nicht geeignet sein, dieses Modell an, wenn das Signal durch die Anwesenheit des Abfrageschraube gedämpft werden. Hier präsentieren wir eine relativ einfache und genaue Methode zur ICP zu messen. Dieses Verfahren kann in einem breiten Bereich von ICP erhältlichen Tiermodellen verwendet werden.

Eine neue Technik, um die Drücke innerhalb des Schädels aufnehmen beschrieben. Die minimal-invasive Methode verwendet eine Glasfaser-Druck-Sensing-System genau zu messen Hirndruck (ICP) in narkotisierten Ratten ohne wesentliche Hirn-Trauma. Die Technik kann in einem weiten Bereich von experimentellen Modellen verwendet werden.

Epidurale Intrakranielle Druckmessung in Ratten mit einem LWL-Druckaufnehmer

Ein erhöhter intrakranieller Druck (ICP) stellt ein erhebliches Problem bei verschiedenen Formen ischämischer Hirnschädigungen dar, darunter Schlaganfälle, Schädel-Hirn-Traumata und ...

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, den intrakraniellen Druck an einem Tiermodell – in diesem Fall der Ratte – einfach und genau zu messen. Dies wird erreicht, indem zunächst zwei kleine Löcher in den Schädel gebohrt werden.Anschließend werden eine ICP-Überwachungsschraube und eine Verankerungsschraube in den Schädel eingesetzt und mit Zement fixiert. Nach dem Einsetzen der Schrauben wird ein faseroptischer Druckaufnehmer in die Überwachungsschraube eingeführt, um den ICP im epiduralen Raum zu messen. Im letzten Schritt wird um den Druckaufnehmer in der Überwachungsschraube herum eine luftdichte Abdichtung angebracht, um den Schädelraum abzuschließen. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die mithilfe eines epiduralen faseroptischen Druckaufnehmers eine physiologische Spur des intrakraniellen Drucks zeigen.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da die Schlüsselschritte schwer zu erlernen sind, da das Gehirn während des Eingriffs leicht beschädigt werden kann und dies die experimentellen Ergebnisse verfälschen würde. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie invasiven intraventrikulären oder intraparenchymalen ICP-Messungen besteht darin, dass unsere epidurale ICP-Messmethode das Gehirn schont, indem die Hirnhäute intakt bleiben. Nach Bestätigung der vollständigen Anästhesie mittels Zehenquetschreflex das Tier in Bauchlage auf eine Wärmeplatte legen, die Nase in eine Narkosenasenmaske einführen, die Kopfhaut rasieren, anschließend mit Chlorhexidin waschen und desinfizieren, die Haut an der Schnittstelle mit einem langwirksamen Lokalanästhetikum infiltrieren, während die Anästhesie aufrechterhalten wird.Befestigen Sie den Kopf in einem stereotaktischen Rahmen und setzen Sie die Ohrstifte ein, bis der Kopf stabilisiert ist. Stellen Sie sicher, dass die Atmung nicht beeinträchtigt wird. Sobald das Tier in Position ist, führen Sie einen 1,5 cm langen medianen Hautschnitt am Kopf durch.Schneiden Sie anschließend stumpf das Weichgewebe und die umgebenden Muskeln präparativ frei, um Lambda und Bgma deutlich zu lokalisieren. Ziehen Sie die Haut und das Bindegewebe zurück und stillen Sie etwaige Blutungen durch Anlegen von Druck auf den freigelegten Schädel mithilfe steriler Gazetupfer. Bohren Sie mit einem Zahnbohrer und einem Bohrer mit einem Millimeter Spitze ein zwei Millimeter breites Loch in den rechten Parietalknochen für Schlaganfallstudien.Bohren Sie ein Loch, zwei Millimeter lateral und zwei Millimeter posterior zum Bregma, um den sagittalen Sinus zu vermeiden und sicherzustellen, dass der ICP-Sensor über dem ischämischen Areal platziert wird. Bohren Sie das Loch bis zu einer Tiefe, an der der Schädel über der Dura lichtdurchlässig wird. Verwenden Sie dann einen Bohrer mit 0,5 Millimeter Spitze, um den Schädel am Boden des Lochs zu entfernen, sobald der Schädel zu reißen beginnt. Entfernen Sie mithilfe von 45-Grad-Zangen vollständig alle verbleibenden Knochensplitter, und stellen Sie sicher, dass der Boden des Lochs frei von Ablagerungen ist.Um die Überwachungsschraube herzustellen, bohren Sie mit einer Drehbank und einem 0,7-Millimeter-Bohrer ein 0,7-Millimeter-Loch durch eine sechskantige Schraube und setzen Sie die Überwachungsschraube ein, indem Sie sie etwa 1,5 Umdrehungen eindrehen, wobei Sie darauf achten, kein darunterliegendes Gewebe zu beschädigen. Verwenden Sie einen 1-Millimeter-Bohrer, um ein zweites Loch für eine Verankerungsschraube im linken Parietalknochen anzufertigen, zwei Millimeter lateral und zwei Millimeter posterior zur Bregma, durchbohren Sie den Schädel aber nicht vollständig.Fügen Sie eine zwei mal vier Millimeter große Schraube mit Sechskantkopf in das zweite Loch ein. Diese Schraube dient dazu, den Zahncement und die Überwachungsschraube am Schädel zu verankern. Mischen Sie mit einer Transferpipette Zahncement, Monomer und Polymer und tragen Sie die Mischung auf den Schraubenkopf auf. Lassen Sie den Cement mindestens 10 Minuten trocknen. Markieren Sie den optischen Fasersensor mit weißer Korrekturflüssigkeit vier Millimeter von der Spitze entfernt, füllen Sie das Loch der Überwachungsschraube mit steriler Kochsalzlösung und stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen in der Schraube befinden.Führen Sie die intrakranielle Druck- oder ICP-Sonde vier Millimeter in die Schraube ein, sodass die Spitze der Sonde bündig mit dem Ende der Schraube abschließt. Stellen Sie sicher, dass die Spitze die Dura nicht durchsticht. Justieren Sie die Spitze der Sonde innerhalb der Schraube, bis eine ICP-Kurve sichtbar ist, die die Beatmungs- und Blutdruckpulswellen widerspiegelt.Um eine genaue ICP-Messung zu gewährleisten, ist eine luftdichte Abdichtung unerlässlich. Erstellen Sie zunächst eine Mischung aus viskosem biokompatiblem Dichtungsmaterial-Monomer und -Polymer im Verhältnis eins zu eins, und tragen Sie eine dünne Schicht der Dichtmasse um die Sonde und den Kopf der Überwachungsschraube herum auf. Achten Sie darauf, die ICP-Sonde nicht zu verrücken. Nachdem Sie die erste Schicht fünf Minuten lang aushärten lassen haben, tragen Sie eine zweite Schicht des Dichtungsmaterials um die gesamte Überwachungsschraube und die Sonde herum auf.Stellen Sie sicher, dass keine Flüssigkeit aus irgendwelchen Spalten im Dichtungsmaterial austritt. Entfernen Sie die Ohrstifte und lassen Sie die Ratte in Bauchlage verbleiben. Am Ende der ICP-Überwachung kann der ICP-Sensor vorsichtig herausgezogen werden, indem der Katheter aus der Schraube und dem Dichtungsmaterial gezogen wird; setzen Sie den faseroptischen Sensor unmittelbar in eine 1%-Zyme-Lösung ein, um eine Korrosion der Spitze zu verhindern.Die verbleibende Öffnung im Dichtungsmaterial sollte mit einer zusätzlichen Schicht des gezeigten Dichtungsmaterials abgedeckt werden. Hier ist eine Darstellung der ICP-Messwerte über 10 Sekunden im Grundzustand. Der durchschnittliche ICP bei einer Wistar-Ratte beträgt sechs Millimeter Quecksilber.Ereignisse mit geringerer Amplitude spiegeln Blutdruckpulswellen wider, während Ereignisse mit längerer Periodizität Atemereignisse anzeigen. Um die Position des faseroptischen Sensors in jedem Experiment zu überprüfen, sollten ICP-Spuren auf ihre Reaktion auf abdominelle Kompressionen getestet werden. Hier wurde der Bauch vorübergehend komprimiert, was zu einer verminderten zerebralen venösen Rückführung und einer damit verbundenen Zunahme des intrakraniellen Volumens führte und somit zu einem Anstieg des ICP. Der arterielle Druck sank erst nach dem initialen Anstieg des ICP. Atempausen werden in den meisten Experimenten mit spontan atmenden Tieren beobachtet.Diese Ereignisse zeigen sich in den hier dargestellten physiologischen Aufzeichnungen durch das Fehlen von Atembewegungen in den Spuren der Atmung und des arteriellen Drucks. Eine entsprechende Veränderung in der ICP-Spur bestätigt hier die korrekte Positionierung der ICP-Sonde. Eine typische ICP-Spur nach dem Entfernen der Ohrstifte ist dargestellt; die anfängliche Einführung der Ohrstifte führt zu einer leichten Kompression des Schädels und damit verbundener Störung des intrakraniellen Volumens, was infolgedessen einen erhöhten ICP verursacht.Wenn der Sensor korrekt positioniert ist, sinkt der ICP nach Beherrschung der Technik um mindestens vier bis fünf Millimeter Quecksilber, sobald die Ohrstangen entfernt werden. Diese Technik kann in etwa 30 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie der intrakranielle Druck mithilfe einer minimalinvasiven Technik korrekt und genau gemessen wird.Der schwierigste Teil dieser Technik betrifft hier die Schraubeneinlage. Es ist Vorsicht geboten, wenn durch den Schädel gebohrt wird, um Schäden an den darunterliegenden Hirnhäuten und am Gehirn zu vermeiden.

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Dieses Video zeigt die Isolierung und Stimulation des Nervus cavernosus bei einer anästhesierten Ratte, um Blutdruckänderungen im Schwellkörper zu untersuchen.

Durchführung einer Stimulation des Nervus cavernosus bei Ratten zur Messung des intrakavernösen Drucks

Quelle: Lani-Louzada, R., et al., Full-Circle Cauterization of Limbal Vascular Plexus for Surgically Induced Glaucoma in Nagetiers. J. Vis. Exp. (2022)Dieses Video zeigt die Induktion und Überwachung eines erhöhten Augeninnendrucks (IOD) in einem Rattenmodell. Bei diesem Verfahren werden die limbalen Blutgefäße kauterisiert, was zu einem Gefäßverschluss und einem erhöhten Augeninnendruck führt. Die Ratte kann sich dann erholen, und der Augeninnendruck wird zum Vergleich sowohl in den...

 Induktion eines erhöhten Augeninnendrucks im Rattenmodell

Intracavernosal ist Druck (ICP) eine wichtige Methode, die erektile Funktion von Versuchstieren zu bewerten. Hier wird ein detailliertes Protokoll für den Aufnahmevorgang ICP durch Katheterisierung des Schenkel Penis und dann elektrisch stimuliert die kavernösen Nerven bei Ratten gezeigt.

Intracavernosal Druck Aufnahme, erektile Funktion bei Nagetieren zu bewerten

Diese Studie beschreibt eine vereinfachte chirurgische Verfahren und Technik für die Durchführung von höhlenartigen Nervenstimulation mit der Isolation der Nerven-Elektrode Komplex mit Silikonkleber und intrakavernose Druckmessung.

Cavernosus Nervenstimulation und Aufzeichnung der Intrakavernose Druck in eine Ratte

Chronische okulärer Hypertension wird induziert durch die Anwendung einer Circumlimbal Naht bei Ratten und Mäusen, was zu funktionellen und strukturellen Verschlechterung der retinalen Ganglienzellen, die konsistent mit Glaukom.

Ein Modell des Glaukoms induziert durch Circumlimbal Naht bei Ratten und Mäusen

Wir entwickelten eine Technik, die gleichzeitig Electrocorticography und lokales Feld Potentiale in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten aufzeichnet. Diese Technik hilft, eine direkte Verbindung von Electrocortical Signalen auf mesoskopischen und makroskopischen Ebene aufzubauen, die erleichtert die Untersuchung der nozizeptiven Informationsverarbeitung im Gehirn.

Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten

Hier beschreiben wir eine Einrichtung zur gleichzeitigen Erfassung von Elektrokardiographie und intra-arterielle Blutdruck (BP) in experimentellen Ratten, die mit standard-Ausrüstung in Tierhaltung möglich ist und können auch auf physiologische oder pharmakologische Studien zur Pathogene oder therapeutische Mechanismen in der Herz-Kreislauf-Medizin zu untersuchen.

Gleichzeitige Elektrokardiographie Aufnahme und Invasive Blut Druckmessung bei Ratten

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um schweres TBI mit dem lateralen Fluid Percussion Injury (FPI) Modell bei erwachsenen, männlichen Wistar Ratten zu induzieren. Wir zeigen auch den Einsatz eines drahtlosen Telemetriesystems, um kontinuierliche Video-EEG-Aufnahmen zu sammeln und epileptiforme Entladungen zu überwachen, die mit der posttraumatischen Epileptogenese übereinstimmen.

Einsatz eines drahtlosen Video-EEG-Systems zur Überwachung von epileptiforlen Entladungen nach lateraler Fluid-Percussion-induzierter traumatischer Hirnverletzung

Die Überwachung des intrakraniellen Drucks in Nagetiermodellen nichttraumatischer intraventrikulärer Blutungen ist in der aktuellen Literatur nicht üblich. Hier demonstrieren wir eine Technik zur Messung des intrakraniellen Drucks, des mittleren arteriellen Drucks und des zerebralen Perfusionsdrucks während intraventrikulärer Blutungen in einem Rattentiermodell.

Intrakranielle Drucküberwachung im nichttraumatischen intraventrikulären Blutungsmodell

Eine automatisierte Mittellinienverlagerung Schätzung und intrakraniellen Drucks (ICP) Pre-Screening-System auf der Computertomographie (CT) für Patienten mit Schädel-Hirn-Trauma (SHT) basiert schlug mit Bildverarbeitung und Techniken des maschinellen Lernens.

Automatisierte Midline Shift und intrakranieller Druck Schätzung basierend auf Gehirn CT Images

Lernen Sie die epidurale Messung des intrakraniellen Drucks bei Ratten mit einem faseroptischen Druckaufnehmer. Diese minimal-invasive Technik ermöglicht präzise ICP-Aufzeichnungen ohne Hirntrauma.

Epidurale Intrakranielle Druckmessung in Ratten mit einem LWL-Druckaufnehmer

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