Name: Stereotaktische Intrakranielle Implantation und In vivo Bioluminescent Imaging der Tumorxenotransplantaten in einem Maus-Modell-System des Glioblastoma multiforme (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-25T11:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 52 s
Description: Erfahren Sie die stereotaktische Implantation von Glioblastoma multiforme-Zellen in Nacktmäuse mit Biolumineszenz-Bildgebung. Diese Methode ermöglicht die präzise Tumormodellierung und nicht-invasive Überwachung des Therapieansprechens.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Wir sind dankbar, dass Dr. Andrew Hollander, Sara Davis, Lee Shuman, Tim Jenkins, und Dr. Xiangsheng Xu für ihre fachkundige Unterstützung. Wir erkennen die Unterstützung von Dr. Ann Kennedy. BCB wurde auf der Strahlenbiologie Training Grant C5T32CA009677 unterstützt. JFD wurde auf der Burroughs Wellcome Career Award for Medical Wissenschaftler (1006792) unterstützt. JLB wurde auf der Supers Zuschuss (5 R25 CA140116-03) unterstützt. Wir möchten Dr. Steve Hahn, deren Ermutigung und Unterstützung hat dazu beigetragen, dass unsere Forschung möglich anzuerkennen. Wir möchten auch die University of Pennsylvania Nano-Bio-Interface Center (NBIC) und Dr. Dennis Discher für Ermutigung und hilfreiche Kommentare. Wir erkennen die Small Animal Imaging Facility (SAIF) an der University of Pennsylvania für die Nutzung ihrer MRI und optische / Biolumineszenz Core Facilities. Diese Techniken wurden im Rahmen von Projekten, die von den National Institutes of Health (RC1 CA145075 und K08 unterstützt wurden entwickelt NS076548-01).

A. Pre-Operative Tumor Cell Preparation <ol><li> Transduzieren U251 Glioblastom multiforme Zellen mit einem lentiviralen Expressionsvektor (pGreenFire, System Biosciences), um stabil exprimieren, das Glühwürmchen-Luciferase-Gen. </li><li> Diese Zellen wurden in 10 ml komplettem Dulbeccos Modifikation von Eagle-Medium (DMEM), welches aus DMEM besteht, ergänzt mit 10% fötalem Kälberserum, 1% Penicillin-Streptomycin und 1% nicht-essentielle Aminosäuren in einem T75 Zellkulturflasche Inkubieren bei 5% C0 2 und 37 ° C. </li><li> Führen Standard-Zellkultur, beginnend mit dem Waschen der Zellen mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS), gefolgt von TRYPSINIERUNGSFLASCHEN. </li><li> Quench das Trypsin mit komplettem DMEM wird die Lösung auf eine 50 ml-Erlenmeyerkolben und bestimmen die zelluläre Konzentration unter Verwendung des Coulter Counter. </li><li> Zentrifugieren der geernteten Zellen in komplettem DMEM für 3 min bei etwa 3000 Umdrehungen pro Minute. </li><li> Nach Zentrifugation der anzusaugenf die Medien und nur ein Pellet von Zellen am Boden des 50 ml-Erlenmeyerkolben. </li><li> Arbeiten schnell, um die Zellen vor dem Austrocknen zu verhindern, erneut die Zellen in einem Volumen von frischem Komplettmedium DMEM um die gewünschte Konzentration von 50.000 Zellen / ul und Transfer zu einem 2 ml sterile Fläschchen auf Eis gelegt zu erreichen. </li><li> Zellen auf Eis sollte kurz auf eine niedrige Einstellung alle ~ 20 min, um die Zelladhäsion zu verhindern verwirbelt werden. Die Zellen können sicher für intrakranielle Implantationen werden bis zu zwei Stunden nach der Platzierung auf Eis verwendet. </li></ol> B. Orthotopische Xenograft Implantation <ol><li> Wiegen nackte athymischen NCr Maus (nu / nu), um eine Basis, vor der Implantation Gewicht herzustellen. Wir wählen normalerweise Mäusen 6-10 Wochen alt mit Gewichten zwischen 17 und 24 Gramm. </li><li> 1 Stunde vor der Implantation, pre-medicate die Maus mit 5 mg / kg des nicht-steroidalen entzündungshemmenden Wirkstoff Meloxicam als subkutane Injektion zur Behandlung von postoperativen Schmerzen und Entzündungen. </li><li> AnesthetizE das Tier mit einer intraperitonealen Injektion einer Ketamin / Xylazin Mischung bei einer Dosis von 140 mg / kg und 10 mg / kg. </li><li> Bestätigen Sie, dass die Maus ausreichend betäubt durch die Beurteilung des Tieres spontane Reaktion auf eine Zehe Prise ist. Wenn das Tier reagiert auf die Zehen Prise, verzögern den Vorgang, bis die Betäubung wirksam werden kann oder zu prüfen, Einbringung zusätzlicher Anästhesie (&lt;25% der ursprünglichen Menge). </li><li> Vorbereiten der anästhesierten Maus zur Positionierung im Stoelting Digitale Gerade für Mouse stereotaktische Plattform (Stoelting Inc.) durch Einhaken der Mäuse Schneidezähne im Beißstange der Schnauze Restrainer und Anziehen der Nase Klemme über der Schnauze, während sichergestellt wird, dass der Maus Kopf eingeschaltet ist eine Ebene Ebene. </li><li> Übertragen der zurückhaltende Maus nach Stoelting stereotaktischen Plattform Einstellen der Positionierung des Tieres, so daß die Spitzen der Stäbe Ohr am kaudalen Ende des Gehörgangs sind. Sobald das Tier Schädel-to-caudal Positionierung hat adjusted, sichern den Biss bar an den stereotaktischen Rahmen. Die Maus sollte auf einer festen Kunststoff-Heizplatte (Harvard Apparatus) mit Klebeband an den Stoelting Plattform, um Feedback-gesteuerte Temperaturregelung während der Operation stellen gesichert werden ruhen. </li><li> Stellen Sie die Höhe des Ohres Bars wie nötig und wechselt dann das Ohr Bars in den kaudalen Anteil des Gehörgangs und sichern Sie sie, so dass die Maus den Kopf in einer ebenen Fläche ist und immobilisiert auf Fingerdruck. Überwachen sorgfältig auf Anzeichen von Atemnot nach der Platzierung des Ohres Bars. Lösen und neu zu positionieren, wenn das Tier in Not ist. </li><li> Legen der geschmierten Spitze eines rektalen Temperaturfühler angeschlossen an die TCAT-2DF Temperaturregler (Harvard Apparatus) des Tieres Temperatur zu überwachen und eine Rückkopplungssteuerung auf der Heizplatte unterhalb des Maus positioniert, um den Körper des Tieres Temperatur bei 36 aufrechtzuerhalten ° C während die Prozedur. </li><li> Bewerben Augensalbe in die Augen zu prevent Trocknen. </li><li> Bewerben betadine Lösung der Oberseite der Maus den Kopf, um die Inzisionsstelle desinfizieren, wobei darauf zu achten die Augen zu vermeiden. </li><li> Führen Sie einen Zeh Prise zu bestätigen, dass die Maus bewusstlos ist, liefert eine kleine Menge von zusätzlichen Ketamin / Xylazin (&lt;25% der ursprünglichen Dosis), wenn nötig. </li><li> Reinigen 0,45 mm Grat Bohrmeißels (Stoelting), die an der Bohrmaschine (Foredom Mikrobohrers) unter Verwendung eines Alkohol-Pad und dann Sterilisieren der Bohrkrone in einer Glasperle Sterilisator (Germinator 500, CellPoint Scientific) für 15 sec, Eintauchen nur den Bohrer in die Sterilisator Perlen. </li><li> Verwendung einer sterilen Skalpell ein 0,75 cm Inzision in Längsrichtung in der Mitte der Kopfhaut, der sich von der Ebene der Augen kaudal. Bestätigen Visualisierung der bregma. </li><li> Befestigen Sie das Bohrfutter der Stoelting Plattform und legen Sie eine Bohrmaschine (Foredom MicroDrill) mit einer 0,45 mm-Fräse Bohrer (Stölting) in die Bohrerhalterung, befestigen Sie sie in Position. </li><li> Setzen Sie den Bohrer genau über ter Bregma und dann Null-out die x-, y-, z-Koordinaten des digitalen stereotaktischen Display. Bewegen Sie die Spitze des Bohrers in eine Position 2 mm posterior und 1,5 mm lateral des bregma in der rechten Gehirnhälfte und Bohrer in das Tier den Schädel mit dem Foredom Bohrer, Durchstechen nur die Knochen. Ein steriler Wattetupfer kann verwendet werden, um sanft zurückzuziehen die Kanten des Einschnitts, um die Visualisierung des Schädels zu erleichtern. </li><li> Entfernen des Bohrers und der Bohrerhalterung vom stereotaktischen Plattform. </li><li> Bringen Sie die Nanomite Injektor Spritzenpumpe (Harvard Apparatus) der stereotaktischen Plattform. </li><li> Entfernen Sie die Zellen aus Eis und entweder vorsichtig vortexen das Fläschchen mit den Tumorzellen mit kurzen Impulsen oder sanft Flick das Fläschchen zu resuspendieren der Zellen. Ausarbeitung 7 ul der Zellsuspension durch eine 30-Gauge-1 &quot;langen, flachen Kegel Nadel an einer 10 &amp;mgr; l-Spritze (Hamilton Spritze). Vermeiden Sie große Luftblasen in der Spritze. Sicherstellen, dass sich keine Luftblasen in der Anfangsphase 6 ul des Fluids which will das Gesamtvolumen in die Maus injiziert werden. Kleine Luftblasen in den verbleibenden 1 ul sind ohne Bedeutung. Vermeiden Sie wiederholte draw-ups der Zellsuspension, wenn möglich, um Schäden an den Zellen zu minimieren. </li><li> Positionieren Sie den geladenen Spritze in der Spritze Injektor. Verwendung eines Alkohols Pad, einem Entfernen der Zellsuspension Fluid, die an der Spitze der Nadel, um eine Kontamination des Inzisionsstelle mit Krebszellen, die in Tumorzellen wachsen in der extrakraniellen Raum führen könnten erscheint. </li><li> Stellen Sie die Einspritzpumpe auf 6,0 ul bei einer Geschwindigkeit von 0,5 ul / min liefern. Die 1 ul Zellsuspension in der Spritze verbleibenden nach der Implantation sichergestellt, dass die Luftblasen, die häufig in der Spritze zu sammeln nicht in das Tier injiziert. Die Injektion von Luftblasen konnte in einer tödlichen Luftembolie führen. </li><li> Vorzurücken Nadel der Spritze durch das Bohrloch Aufrechterhalten der Nadel senkrecht (90 °) zu dem Schädel. Sobald die Nadel hat den Schädel, zero aus dem Koordinie durchlaufenates auf der stereotaktischen Digitalanzeige und dann langsam voran die Spitze der Nadel über einen Zeitraum von 4 min, bis er eine Tiefe von 2,5 mm erreicht hat. Die Nadel durch den Kortex und Abschnitte des hinteren Hippocampus. Die x-, y-, z-Koordinaten für die stereotaktische Implantation wurden gewählt, um eine seitlich angeordnete Tumor innerhalb des zerebralen Hemisphäre zu erzeugen, während die Vermeidung der Beschädigung kritischen Hirnstrukturen wie dem Thalamus und Nähe zu den Ventrikeln wodurch die Wahrscheinlichkeit von Impfen der Cerebrospinalflüssigkeit mit Tumorzellen das kann zu unerwünschten spinalen Tumoren geben. Ein hinterer Stelle relativ zum Bregma wurde ausgewählt, um die Wahrscheinlichkeit einer großen, lokal fortgeschrittenen Tumoren ulzerierenden in den Orbit zu reduzieren. Pause mit der Nadel in der Tiefe für 2 min und starten dann die Implantation von Zellen. </li><li> Während der Implantation, trocknen den Schädel wiederholt mit einem mikrochirurgischen Schwamm Speer jede Tumor enthaltenden Flüssigkeit, die aus dem Bohrloch kann refluxiert während entfernenImplantation. Verhindern, dass die Nadel mit der mikrochirurgischen Schwamm. Das Entfernen dieser Flüssigkeit sollte die Wahrscheinlichkeit verringern, der Tumor wächst in der extrakraniellen Raum. </li><li> Nach der Injektion abgeschlossen ist, lassen Sie die Nadel im Gehirn für ca. 2 min und dann langsam ziehen Sie die Nadel über einen Zeitraum von 3-4 min. </li><li> Lösen Sie die Ohr Bars und Schnauze restrainer und entfernen Sie die Maus aus der stereotaktischen Apparat. </li><li> Schließen Sie das Bohrloch im Schädel mit steriler Knochenwachs hinterlegt durch Reiben Wachs hin und her über dem Bohrloch aus dem hölzernen Ende einer sterilen Wattestäbchen. Weiterhin anwenden Knochenwachs bis das Loch vollständig abgedichtet ist und das Knochenwachs Abdichten des Bohrlochs ist bündig mit der benachbarten Schädel. </li><li> Re-Angleichung der Kanten des Einschnitts mit sterilen Wattestäbchen und wenden Veterinär Gewebekleber, um die Wunde zu versiegeln, wobei darauf zu achten Kleber Exposition gegenüber die Augen des Tieres zu vermeiden. </li><li> Schließlich legen Sie die Maus auf einem Heizkissen auf 37 °C, bis das Tier wieder das Bewusstsein. Übertragen Sie das Tier wieder in seinen ursprünglichen Käfig, sobald die Maus ist wach und ansprechbar. </li></ol> C. Bioluminescent Imaging (BLI) zur Überwachung Tumorwachstum und Ansprechen auf die Therapie Kurze Anweisungen für Biolumineszenz-Bildgebung. <ol><li> Anästhesieren Mäuse mit Tumor zuvor in einer Kammer implantierten mit 2% Isofluran und Sauerstoff. </li><li> Während die Mäuse betäubt sind, injizieren sie entweder subkutan oder intraperitoneal mit 60 ul D-Luciferin Kaliumsalz in PBS auf eine Konzentration von 50 mg / ml verdünnt. </li><li> Schalten auf den Fluss von Anästhesie an die Bugspitze im biolumineszierenden Bildgebungsscanner und schnellen Übertragen der Mäuse mit dem Scanner die Schnauzen Anordnen in den Bugspitzen. </li><li> Positionieren schwarzen Trennwänden zwischen den Mäusen, die Blutung von biolumineszenten Signals von einem Tumor begrenzen mit hoher Signalintensität zu einem benachbarten Tumor mit viel niedrigeren Signal. </li><li> Mitthe Living Image Software, nehmen häufiger Serienaufnahmen bis zu einer Gesamtdauer von bis zu 30 Minuten nach dem Zeitpunkt der Injektion von D-Luciferin. Wir bevorzugen Einstellung der Belichtungszeit auf &quot;Auto&quot;, um die Wahrscheinlichkeit eines Unter-oder überbelichteten Bild zu begrenzen. Keine einzige Exposition sollte&gt; 5 min. </li><li> Führen Sie wiederholen Biolumineszenz Bildgebung in angemessenen Abständen. Serielle wöchentlichen Bildgebung ist eine vernünftige Option für viele Längs-Experimenten testen Ansprechen auf die Behandlung. </li><li> Nach Aufnahme von Bildern, mit der Lebens-Bild Softwareprogramm zu Tumoren, indem ein Bereich von Interesse (ROI) um jeden Tumor in jedem Bild während des biolumineszierenden Bildgebungssitzung erworbenen analysieren. Anwenden eines zweiten, kleineren Bereich von Interesse auf die untere Flanke jeder Maus in jedem Bild als Hintergrund Region von Interesse, um die biolumineszierende Signal des Tumors vom Grad der Hintergrund biolumineszierenden Signalintensität zu korrigieren. Wir bevorzugen mit der &quot;Radiance&quot;-Einstellung als &quot;Counts&quot; als AusgabeformatWerte für biolumineszenten Signals. </li><li> Exportieren Sie die ROI-Ergebnisse in Excel und bestimmen den maximalen Hintergrund-adjusted Biolumineszenz-Signal für jede Maus. </li><li> Wiederholen biolumineszierenden Bildgebung wie angegeben für serielle Überwachung des Tumorwachstums. In unseren Experimenten führen wir wöchentlich BLI. Wir bevorzugen Bestimmen der maximalen BLI Signal für eine gegebene Bildgebungssitzung indem häufige Belichtungen über 5 - 30 min nach der Injektion von D-Luciferin. </li></ol> D. Repräsentative Ergebnisse Diese stereotaktischen Implantationstechnik mit einem erfolgreichen Tumor-take Rate von 90-100% und mit geringem perioperative Mortalität, die in der Regel weniger als 5% beträgt verbunden. Die Gefahr des unbeabsichtigten Nebenwirkungen ist auch günstig bei dieser Technik, einschließlich Komplikationen wie Seeder des Rückenmarks aus Tumorzellen in die Ventrikel oder extrakraniellen Tumorwachstum entweder Aussaat der Einschnitt mit Tumorzellen oder unzureichende Schließung des Bohrlochs implantiert einllowing intrakranialen Tumoren, durch die Öffnung in den Schädel zu erweitern. Ex vivo Analyse von Tumor-Xenotransplantaten gezeigt erwarteten Bereichen Hypoxie, erhöhte Expression von VEGF und Nekrose. Fluoreszenzmikroskopie für grün fluoreszierendes Protein (GFP) stabil durch unsere GBM Zelllinie exprimiert offenbarte die infiltrative Natur dieser Xenotransplantate. Abbildung 1 zeigt die Ergebnisse einer typischen erfolgreichen stereotaktische Implantation von GBM Zellen in das Gehirn einer Maus. Dies ist ein T2-gewichteten MRT-Hirnscans einer Maus Gehirn mit einem 9,4 Tesla Magneten 21 Tage nach der Implantation mit der hier beschriebenen Technik durchgeführt. Abbildung 1 zeigt einen einzigen Fokus des Tumors in der rechten Hemisphäre (konturiert in pink) mit 19 mm 3 das lokalisiert auf den genauen Koordinaten des Implantationsstelle. Abbildung 2 zeigt die Ergebnisse der Biolumineszenz Bildgebung mit den techn<html> iques hier beschriebenen für eine Gruppe von 10 Mäusen mit stereotaktisch implantierte Tumore, die gleichmäßig stratifiziert basierend auf maximale biolumineszierenden Signalintensität um entweder Schädelbestrahlung (4 x 4 Gy pro Tag Fraktionen) oder überhaupt keine Behandlung erhalten. In diesem Versuch zeigt, daß biolumineszente Bildgebung Strahlentherapie Proliferation der implantierten Tumoren hemmt, was zu keiner Erhöhung der detektierten biolumineszenten Signals, während das Signal im wesentlichen zunimmt Mock-bestrahlten Kontrolle Tumoren, durch unkontrollierten Proliferation der Krebszellen. Abbildung 1 (Video). Coronal MRI Abschnitte einer Mäusehirn mit einem U251 Glioblastom multiforme Tumor mit Konturierung des Tumorvolumens (in pink). Der Scan wurde unter Verwendung eines Spin-Echo-T2-gewichteten Protokoll auf einem 9,4 Tesla-Scanner. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4089/4089movie1.m4v" target="_blank">Klicken Sie hier, um Film anzusehen</a> . re 2 &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/4089/4089fig2.jpg &quot;/&gt; Abbildung 2. 10 Mäuse mit implantierten stereotaktisch Glioblastoma multiforme Tumoren wurden entweder mit externer Strahlentherapie bis 16 Gy in 4 Fraktionen oder keiner Behandlung behandelt. Mäuse wurden mit biolumineszierenden Bildgebung vor der Behandlung und wöchentlich nach Beginn der Behandlung abgebildet. Der Graph zeigt relativen Biolumineszenz als Median fache Änderung wo fache Änderung als das Verhältnis der gegenwärtigen maximalen Wert BLI Vorbehandlung maximalen Wert definiert ist BLI berechnet.

<ol><li>Stupp, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiotherapy+plus+concomitant+and+adjuvant+temozolomide+for+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma.</a> N. Engl. J. Med. 352, 987-996 (2005).</li>
<li>Jacobs, V. L., Valdes, P. A., Hickey, W. F., De Leo, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+review+of+in+vivo+GBM+rodent+models%3A+emphasis+on+the+CNS-1+tumour+model%5BTitle%5D)+AND+%22ASN+Neuro%22%5BJournal%5D)">Current review of in vivo GBM rodent models: emphasis on the CNS-1 tumour model.</a> ASN Neuro. 3, e00063(2011).</li>
<li>Shelton, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+pre-clinical+in+vivo+mouse+model+for+malignant+brain+tumor+growth+and+invasion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">A novel pre-clinical in vivo mouse model for malignant brain tumor growth and invasion.</a> J. Neurooncol. 99, 165-176 (2010).</li>
<li>Brehar, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+xenograft+glioblastoma+implants+in+nude+mice+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Life%22%5BJournal%5D)">The development of xenograft glioblastoma implants in nude mice brain.</a> J. Med. Life. 1, 275-286 (2008).</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+Intracranial+Brain+Tumor+Xenografts+With+Subsequent+Analysis+of+Tumor+Growth+and+Response+to+Therapy+using+Bioluminescence+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Establishing Intracranial Brain Tumor Xenografts With Subsequent Analysis of Tumor Growth and Response to Therapy using Bioluminescence Imaging.</a> J. Vis. Exp. (41), e1986(2010).</li>
<li>Radaelli, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunohistopathological+and+neuroimaging+characterization+of+murine+orthotopic+xenograft+models+of+glioblastoma+multiforme+recapitulating+the+most+salient+features+of+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Histol.+Histopathol%22%5BJournal%5D)">Immunohistopathological and neuroimaging characterization of murine orthotopic xenograft models of glioblastoma multiforme recapitulating the most salient features of human disease.</a> Histol. Histopathol. 24, 879-891 (2009).</li>
<li>Baumann, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancing+the+efficacy+of+drug-loaded+nanocarriers+against+brain+tumors+by+targeted+radiation+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Enhancing the efficacy of drug-loaded nanocarriers against brain tumors by targeted radiation therapy.</a> , Submitted (2012).</li>
<li>Baumann, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+integrated+method+for+reproducible+and+accurate+image-guided+stereotactic+cranial+irradiation+of+brain+tumors+using+the+Small+Animal+Radiation+Research+Platform+%28SARRP%29%5BTitle%5D)+AND+%22Transl.+Oncol%22%5BJournal%5D)">An integrated method for reproducible and accurate image-guided stereotactic cranial irradiation of brain tumors using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP).</a> Transl. Oncol. , Forthcoming (2012).</li>
<li>Park, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroPET%2FCT+imaging+of+an+orthotopic+model+of+human+glioblastoma+multiforme+and+evaluation+of+pulsed+low-dose+irradiation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Radiat.+Oncol.+Biol.+Phys%22%5BJournal%5D)">MicroPET/CT imaging of an orthotopic model of human glioblastoma multiforme and evaluation of pulsed low-dose irradiation.</a> Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 80, 885-892 (2011).</li>
<li>Szentirmai, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+bioluminescence+imaging+of+luciferase+expressing+intracranial+U87+xenografts%3A+correlation+with+magnetic+resonance+imaging+determined+tumor+volume+and+longitudinal+use+in+assessing+tumor+growth+and+antiangiogenic+treatment+effect%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Noninvasive bioluminescence imaging of luciferase expressing intracranial U87 xenografts: correlation with magnetic resonance imaging determined tumor volume and longitudinal use in assessing tumor growth and antiangiogenic treatment effect.</a> Neurosurgery. 58, 365-372 (2006).</li>
<li>Dinca, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescence+monitoring+of+intracranial+glioblastoma+xenograft%3A+response+to+primary+and+salvage+temozolomide+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Bioluminescence monitoring of intracranial glioblastoma xenograft: response to primary and salvage temozolomide therapy.</a> J. Neurosurg. 107, 610-616 (2007).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die Methode der stereotaktischen Implantation von Krebszellen bei Mäusen in diesem Papier beschrieben reproduzierbar erzeugt Tumoren, die vernünftigerweise zu rekapitulieren die infiltrative und schnelle Wachstum Muster der klinischen Glioblastoma multiforme 2, 6-8. Diese Technik eignet sich besonders für Experimente Stratifizierung Mäusen gleichmäßig auf verschiedenen Behandlungsgruppen, wo reproduzierbare Tumoren von vergleichbarer Größe und biologischen Eigenschaften und in bestimmten anatomischen Stellen ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Beschreibung </td><td> Lieferant </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Digitale Just for Maus Stereotaktische Instrument </td><td> Stoelting </td><td> 51730D </td><td> Stereotaktische Plattform für Maus-Implantation </td></tr><tr><td> Ketamin / Xylazin </td><td></td><td></td><td> Injizierbare Anästhesie </td></tr><tr><td> Puralube Vet Salbe (Augenheilkunde) </td><td> Amazon.com </td><td></td><td> Zum Trocknen der Maus in die Augen zu verhindern </td></tr><tr><td> Bohren Halter für die stereotaktische Plattform </td><td> Stoelting </td><td> 51681 </td><td></td></tr><tr><td> Mikromotor Bohrmaschine </td><td> Stoelting </td><td> 51449 </td><td> Zum Bohren durch den Schädel </td></tr><tr><td> 0,45 mm Hartmetall Bohrer </td><td> Stoelting </td><td> 514551 </td><td></td></tr><tr><td> Sterile Wattestäbchen </td><td> Fisher Scientific </td><td> 23-400-100 </td><td></td></tr><tr><td> Glasperle trocken Sterilisator (Germinator 500) </td><td> Braintree Scientific </td><td> GER-5287 </td><td> Auf Metall chirurgische Instrumente zu sterilisieren </td></tr><tr><td> Maus Rektalsonde </td><td> Braintree Scientific </td><td> RET-3-ISO </td><td> Kompatibel mit dem Temperaturregler </td></tr><tr><td> Temperaturregler (TCAT-2DF) </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 727561 </td><td> Temperaturregler auf tierische die Temperatur während der Operation zu erhalten </td></tr><tr><td> Kleine Heizplatte </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 727617 </td><td> Für den Einsatz mit Temperaturregler auf Maus während der Operation zu wärmen. Die Heizplatte passt unter der Maus auf den stereotaktischen Plattform. </td></tr><tr><td> Einmalskalpelle </td><td> BD Bard-Parker </td><td> 2015-11 </td><td> Nr. 10 Skalpell </td></tr><tr><td> 10 Mikroliterspritze </td><td> Hamilton </td><td> 7635-01 </td><td> Zur Injektion von Tumorzellen </td></tr><tr><td> 30-Gauge-Nadeln, 1 &quot;lang, mit Kegelkuppe </td><td> Hamilton </td><td> Verschiedene </td><td> Müssen kompatibel sein mit dem 10 &amp;mgr; l-Spritze </td></tr><tr><td> Nanomite Programmierbare Spritzenpumpe </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 704507 </td><td> Digitale motorisierte Spritze Injektor zur stereotaktischen Gerät </td></tr><tr><td> Cellulose sterilen chirurgischen Speer Schwämmen </td><td> Ultracell </td><td> 40410 </td><td> Um das OP-Feld trocknen </td></tr><tr><td> Knochenwachs </td><td> Ethicon </td><td> W31 </td><td> Um das Bohrloch abzudichten </td></tr><tr><td> Tissumend II synthetischen resorbierbaren Gewebekleber </td><td> Veterinary Products Laboratories </td><td> 3002931 </td><td> Um den Einschnitt abzudichten </td></tr><tr><td> Hot Wasserpumpe mit Erwärmung pad </td><td> Gaymar </td><td> TP-650 </td><td> Wärmt Mäuse in postoperativen Phase </td></tr><tr><td> IVIS Lumina II </td><td> Caliper Life Science </td><td></td><td> Bioluminescent Imager </td></tr><tr><td> D-Luciferin Kaliumsalz </td><td> Gold Biotechnologie </td><td> LUCK-1 </td><td> Luciferin für Biolumineszenz Bildgebung </td></tr></tbody></table>

stereotaktische intrakranielle implantation und<em&gt; in vivo</em&gt; bioluminescent imaging der tumorxenotransplantaten in einem maus-modell-system des glioblastoma multiforme

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) ist ein hochwertiges primären bösartigen Hirntumors mit einer medianen Überlebenszeit von nur 14,6 Monate bei Menschen trotz Standard Tri-Modalität Behandlung, bestehend aus chirurgischen Resektion, postoperative Strahlentherapie und Temozolomid-Chemotherapie ein. Neue therapeutische Ansätze sind klar notwendig, um das Überleben der Patienten und die Lebensqualität zu verbessern. Die Entwicklung wirksamer Behandlungsstrategien würde Tiermodellen GBM, die menschliche Krankheiten zu rekapitulieren erlaubt noch serielle Bildgebung Tumorwachstum und Ansprechen auf die Behandlung zu überwachen unterstützt werden. In diesem Papier beschreiben wir unsere Technik zur präzisen stereotaktischen Implantation von bio-bebilderbare GBM Krebszellen in das Gehirn von Nacktmäusen was Tumorxenotransplantaten die wichtigsten klinischen Merkmale der GBM 2 rekapitulieren. Diese Methode führt zu Tumoren, die reproduzierbar sind und in präzise anatomische Standorten während es in vivo Biolumineszenz Bildgebung seriell zu überwachen intrakranialen Xenotransplantat Wachstum und ansprechend auf Behandlungen 3-5. Diese Methode wird auch von den Tieren mit niedrigem perioperative Morbidität und Mortalität gut vertragen.

Wir beschreiben eine integrierte Methode für die präzise, ​​stereotaktische Implantation von humanen Glioblastom multiforme Zellen in den Gehirnen von Nacktmäusen und anschließende serielle<em&gt; In vivo</em&gt; Bildgebung zu überwachen und Wachstum Ansprechen auf die Behandlung der resultierenden Xenotransplantate.

Stereotaktische Intrakranielle Implantation und<em&gt; In vivo</em&gt; Bioluminescent Imaging der Tumorxenotransplantaten in einem Maus-Modell-System des Glioblastoma multiforme

Das Glioblastoma multiforme (GBM) ist ein hochgradiger primärer Hirntumor mit einer medianen Überlebenszeit von nur 14,6 Monaten beim Menschen trotz einer standardmäßigen Trimodaltherapie ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, durch präzise stereotaktische Implantation von bioabbildbaren Glioblastom-Multiforme-Krebszellen in die Gehirne von Nude-Mäusen Tumor-Xenotransplantate zu erzeugen, die wichtige klinische Merkmale des Glioblastoms multiforme widerspiegeln. Dies wird erreicht, indem zunächst die Glioblastom-Multiforme-Tumorzellen so vorbereitet werden, dass sie stabil Luciferase exprimieren, um eine serielle, nicht-invasive biolumineszente Bildgebung zu ermöglichen. Der zweite Schritt besteht darin, die Maus zu anästhesieren und in der stereotaktischen Haltevorrichtung zu positionieren.Anschließend wird ein Schnitt in die Haut gemacht und ein Bohrloch an den exakten Koordinaten vom B bgma gebohrt. Der letzte Schritt ist die langsame Implantation von Tumorzellen in das Gehirn mittels stereotaktischer Techniken, gefolgt vom Herausziehen der Nadel und der Naht des Schnitts. Abschließend werden biolumineszente Bildgebung und Magnetresonanztomographie verwendet, um serielle, nicht-invasive Bildaufnahmen durchzuführen, um das Tumorwachstum und die Reaktion auf experimentelle Behandlungen zu verfolgen.Der Hauptvorteil dieser Technik im Vergleich zu be

stereotactic-intracranial-implantation-vivo-bioluminescent-imaging

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Luciferase-modifizierten menschlichen Gehirns Tumorxenotransplantaten können intrakraniell in athymischen Mäusen festgestellt werden, mit anschließender Überwachung des Tumorwachstums und Ansprechen auf die Therapie mit Biolumineszenz-Bildgebung. In Kombination mit dem Überleben Analyse wird Biolumineszenz Überwachung ein wesentliches Recherche-Tool für die präklinische Prüfung von Therapien, zur Behandlung von Gehirntumoren betrachtet.

Gründung Intrakranielle Brain Tumor Xenografts mit anschließender Analyse des Tumorwachstums und Ansprechen auf die Therapie mit Biolumineszenz-Bildgebung

Intrakranielle Implantation von GL261-Zellen in C57BL / 6 Mäusen produziert maligne Gliome, dass viele Merkmale der menschlichen Glioblastoma multiforme zu rekapitulieren. Wir verwendeten GL261-Zellen stabil exprimiert Luziferase, damit wir...

Intrakranielle Implantation mit anschließender 3D In Vivo Bioluminescent Imaging von Murine Gliome

Quelle: Clark, A.J., et al. Biolumineszenz-Bildgebung eines immunkompetenten Tiermodells für Glioblastome. J. Vis. Exp. (2016)Dieses Video zeigt die Biolumineszenz-Bildgebung zur Verfolgung des Fortschreitens des Glioblastoms in einem immunkompetenten Mausmodell, wobei Luciferase-exprimierende Tumorzellen und Luciferin zur nicht-invasiven Quantifizierung des Tumorwachstums verwendet werden.

Biolumineszenz-Bildgebung eines immunkompetenten Mausmodells für Glioblastom

Wir haben eine kortikale orthotopen Glioblastom-Modell bei Mäusen für die Intravital Zwei-Photonen-Mikroskopie, die die biophysikalischen Einschränkungen im Spiel während des Wachstums des Tumors rekapituliert normalerweise etabliert. Eine chronische Glasfenster ersetzt den Schädel über dem Tumor ermöglicht die Follow-up der Tumorprogression über die Zeit durch Zwei-Photonen-Mikroskopie.

Ein Orthotopische Glioblastoma Maus-Modell Pflege Gehirn Parenchymale Körperliche Einschränkungen und geeignet für Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie

Das Gehirn ist ein einzigartiger Ort mit Eigenschaften, die nicht gut durch in vitro-oder Eileiter Analysen dargestellt. Orthotopen Mausmodellen mit reproduzierbaren Lage und Wachstumseigenschaften zuverlässig mit intrakraniellen Injektionen mit einem stereotaktischen Fixierung Instrument und eine Niederdruckspritzenpumpe erzeugt werden.

Erstellen Anatomisch genaue und reproduzierbare intrakranielle Xenografts der Menschen Hirntumoren

GL261 Gliomzellen stellen ein nützliches immunkompetentes Tiermodell des Glioblastoms dar. Die Ziele dieses Protokolls sind die Demonstration geeigneter Techniken zur Überwachung des intrakraniellen Tumorwachstums unter Verwendung von in vivo Biolumineszenz-Bildgebung und die Überprüfung des Nutzens von Luciferase-modifizierten GL261-Zellen für die Untersuchung der Tumorimmunologie und immuntherapeutischer Ansätze zur Behandlung von Glioblastomen.

Biolumineszenz-Bildgebung von einem immunkompetenten Tiermodell für Glioblastoma

Orthotopen intrakraniellen Injektion von Tumorzellen wurde in der Krebsforschung zur Gehirn Tumorbiologie, Fortschreiten, Evolution und therapeutische Reaktion zu studieren. Hier präsentieren wir Ihnen Fluoreszenz Molekulare Tomographie der Tumor Xenografts vorsieht, dass Echtzeit-intravitalen Bildgebung und Quantifizierung eines Tumors in präklinischen Glioblastom Modelle Masse.

Fluoreszenz Molekulare Computertomographie für die In-Vivo Bildgebung des Glioblastoms Xenotransplantate

In dieser Arbeit beschreiben wir ein präklinisches orthotopes Mausmodell für GBM, das durch intrakranielle Injektion von Zellen aus gentechnisch veränderten Mausmodelltumoren etabliert wurde. Dieses Modell zeigt die Krankheitsmerkmale des humanen GBM. Für translationale Studien wird der Hirntumor der Maus mittels In-vivo-MRT und Histopathologie verfolgt.

Translationale orthotope Modelle des Glioblastoma multiforme

Wir stellen einen neuartigen Ansatz für die Zwei-Photonen-Mikroskopie der Tumorabgabe von fluoreszenzmarkierten Eisenoxid-Nanopartikeln an das Glioblastom in einem Mausmodell vor.

Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie des Glioblastoms im Mausmodell

Ziel dieses Protokolls ist es, Forschern eine hochgradig reproduzierbare Technik für intrakranielle Implantationen bereitzustellen.

Stereotaktische intrakranielle Implantation von Glioblastom-Patienten-abgeleiteten Xenograftzelllinien bei Mäusen

Erfahren Sie die stereotaktische Implantation von Glioblastoma multiforme-Zellen in Nacktmäuse mit Biolumineszenz-Bildgebung. Diese Methode ermöglicht die präzise Tumormodellierung und nicht-invasive Überwachung des Therapieansprechens.

Stereotaktische Intrakranielle Implantation und In vivo Bioluminescent Imaging der Tumorxenotransplantaten in einem Maus-Modell-System des Glioblastoma multiforme (Video) | JoVE Journal

Stereotaktische Intrakranielle Implantation und

Weitere Videos entdecken