Name: A Simple Protocol für das Extrahieren Hämozyten von Wild Caterpillars (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-15T11:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 35 s
Description: Lernen Sie eine Methode zur Extraktion, Visualisierung und Quantifizierung von Hämozyten aus wilden Raupen. Dieses Verfahren ermöglicht die Untersuchung zellulärer Immunantworten bei Insekten.

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TMS wurde von der Harlan Trust Fellowship (GWU) in dieser Studie unterstützt. Die Finanzierung für Feldauflistung und Zucht L. Fasciola und E. delphinii wurde von NSF DEB 0642438 zu JTL vorgesehen.

Ein. Materialvorbereitung <ol><li> Bereiten Nadeln (1-2 um Spitze und 3-4 mm Konus) mit Borosilikatglas Kapillaren und eine Feinpipettenziehvorrichtung. Geräteeinstellungen: Rampe: 561; Geschwindigkeit: 20; Wärme: 560; Verzögerung: 1; Zugkraft: 100; Druck: 500. </li><li> Bereiten Sie die Sammlung Lösung: 60% der Grace-Medium (GM) mit 10% fötalem Rinderserum (FBS) und 20% der Gerinnungshemmer Buffer (98 mM NaOH, 186 mM NaCl, 1,7 mM EDTA und 41 mM Zitronensäure, pH 4,5 ergänzt ). Die obige Lösung wird unter sterilen Bedingungen hergestellt frischen und auf Eis gehalten zu allen Zeiten. </li><li> Bereiten Sie die Inkubationspuffer Lösung: 90% der GM ergänzt mit 10% FBS. Diese Lösung wird ebenfalls frisch hergestellt und auf Eis gehalten zu allen Zeiten. </li><li> Bereiten Sie eine Gesamtmenge von mindestens 15 ul × die Anzahl der Insekten sowohl für die Sammlung und den Inkubationslösungen. </li></ol> 2. Die Injektion von Raupen mit Collection-Lösung <ol><li> Anesthetize vorletzten insTeer Larven durch Abkühlen auf Eis für 20 min vor der Hämozyten Extraktion. </li><li> Passen das stumpfe Ende eines sauberen Kapillarnadel (16-Gauge) in die Rohrleitung, die zu einer 20 ml Glasspritze (Abbildung 2) verbunden ist. Lassen Sie das Röhrchen mit der Sammlung Lösung auf dem Labortisch zu öffnen und langsam füllen die Kapillare mit dem Puffer. Die Kapillare ist in der Regel mit etwa 10 bis 15 ul Sammlung Lösung gefüllt, abhängig von der Größe der Raupe (ungefähr 1 ul Lösung pro 10 mg Raupe gesamten Körpermasse = 0,01% der gesamten Körpermasse). Ruhen die Nadel auf einer Kugel von Ton, die neben dem Präpariermikroskop platziert ist. </li><li> Legen Sie die Raupe in einer Petrischale. Das Insekt sollte auf der Seite positioniert werden, so dass die Luftlöcher gut sichtbar sind (Abb. 3). </li><li> Während sich unter einem Binokular, halten Sie die Raupe im Ort mit einer Pinzette und legen Sie die Nadel in der Nähe eines der Luftlöcher, wo die inSekte Schuppenschicht ist in der Regel weicher. Drücken Sie vorsichtig die Kapillarnadel gegen den Körper des Insekts. Sobald die Nadel das Häutchen durchdrungen hat, einzuspritzen das Gesamtvolumen der Lösung in die Raupe (Abbildung 3). Es ist wichtig zu vermeiden, Einblasen von Luft Blasen in die Raupe. Die Raupe Körper quillt (zB im Volumen um 20%) nach der Injektion sollte aber nicht platzen oder sickern. </li><li> Bringen Sie die Raupe auf dem Eis, die Positionierung des Insekts dorsal Puffer aus undichten aus der Wunde (Abbildung 3) zu verhindern. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2,1-2,4 für jede Raupe zum Hämolymphe Extraktion verwendet. In dieser Phase können alle Insekten auf Eis für 30 min vor dem Fortfahren kühlen. </li></ol> 3. Extraktion von Blutzellen <ol><li> Legen Sie die Raupe in einer Petrischale unter dem Binokular. </li><li> Einen flachen (2-3 mm lang) Schnitt in der hinteren Region der Raupe mit einem sterilen scalpe<html> l (Abbildung 3). Achten Sie darauf, den Darm oder andere interne Organe schädigen; das Ziel ist die Punktion der Nagelhaut sorgfältig und sammeln die Puffer / Hämolymphe Mix mit Blutzellen aus einzelnen Insekten. </li><li> Drücken Sie die Raupe vorsichtig mit flexiblem Kunststoff Pinzette beim Sammeln der Hämolymphe Mix (ca. 10-20 ul) mit einem 10 ul Pipettenspitze wieder dabei nicht um die inneren Geweben (Abbildung 3) verletzen. Hämolymphe von dem Tröpfchen aus der Raupe Körper gepresst gesammelt. Entsorgen der Raupe bleibt. </li><li> Sammle Hämolymphe von jedem einzelnen Raupe in separaten bezeichnet silikonisiert 0,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> Hinzufügen gleichen Volumen der Inkubationslösung (ungefähr 10-20 ul) miteinander Hämolymphe Probe von einem Individuum Raupe gesammelt. Halten Hämolymphe Proben auf Eis zu allen Zeiten. </li><li> Die Schritte für jede 3,1 bis 3,5 Raupe in dem Experiment verwendet. </li></ol>le &quot;&gt; 4. Quantifizierung von Blutzellen <ol><li> Mischen Sie die Hämolymphe Probe und die Inkubationszeit Lösung sofort vor dem Zählen Blutzellen. Diese Behandlung ermöglicht eine ordnungsgemäße Trennung von Blutzellen und verhindert Verklumpen. </li><li> Verwenden Sie ein sauberes Pipettenspitze 10 ul Hämolymphe Probe mit der Inkubation Lösung auf einem Hämocytometer gemischt übertragen. </li><li> Mit einer Verbindung Mikroskop zählen und notieren Sie die Anzahl der Blutzellen in mindestens 15 von den großen Plätzen (Fläche von einem Quadratmeter: 0,04 mm 2, Tiefe: 0,1 mm) des mittleren Raster der Zählkammer (Abbildung 3). Hinzufügen dieser Werte, um eine Gesamtsumme der Anzahl von Hämocyten in den 15 Plätzen zu erhalten. </li><li> Spülen Sie die Zählkammer und Deckglas gründlich mit einer Waschflasche mit destilliertem und entionisiertem Wasser und trocknen mit Kimwipes (Kimberly-Clark) zwischen jeder Probe. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 4,1-4,4 für jeden Hämolymphe Probe. </li><li> Berechnen Sie die durchschnittliche Anzahl der Blutzellen pro ml Hämolymphe volume für jede Raupe, wie folgt: </li></ol> Gesamtvolumen jedes Quadrat der Zählkammer Raster: (0,04 mm 2 Fläche) × (0,1 mm Tiefe) = 0,004 mm 3 × 15 Quadrate = 0,06 mm 3 = das Gesamtvolumen aller 15 gezählt Plätzen. (Summe der Gesamtzahl der in den 15 Hämocyten Quadrate gezählt / das Gesamtvolumen aller 15 gezählt Quadrate) x 2 Verdünnungsfaktor = die Anzahl von Hämocyten / mm 3 x 1000 = die Anzahl von Hämocyten / ml Hämolymphe.

<ol><li>Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+cells+and+blood+cell+development+in+the+animal+kingdom%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Cell+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Blood cells and blood cell development in the animal kingdom.</a> Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 22, 677(2006).</li>
<li>Wood, W., Jacinto, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+melanogaster+embryonic+haemocytes%3A+masters+of+multitasking%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Drosophila melanogaster embryonic haemocytes: masters of multitasking.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 8 (7), 542(2007).</li>
<li>Strand, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+insect+cellular+immune+response%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">The insect cellular immune response.</a> Insect Sci. 15 (1), 1(2008).</li>
<li>Fauvarque, M. O., Williams, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+cellular+immunity%3A+a+story+of+migration+and+adhesion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Drosophila cellular immunity: a story of migration and adhesion.</a> J. Cell Sci. 124 (9), 1373(2011).</li>
<li>Nehme, N. T., Quintin, J., Cho, J. H., Lee, J., Lafarge, M. C., Kocks, C., Ferrandon, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relative+roles+of+the+cellular+and+humoral+responses+in+the+Drosophila+host+defense+against+three+gram-positive+bacterial+infections%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Relative roles of the cellular and humoral responses in the Drosophila host defense against three gram-positive bacterial infections.</a> PLoS One. 6 (3), e14743(2011).</li>
<li>Ulvila, J., Vanha-Aho, L. M., Rämet, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+phagocytosis+-+still+many+unknowns+under+the+surface%5BTitle%5D)+AND+%22APMIS%22%5BJournal%5D)">Drosophila phagocytosis - still many unknowns under the surface.</a> APMIS. 119 (10), 651(2011).</li>
<li>Moreira, C. G., Regan, J. C., Zaidman-Remy, A., Jacinto, A., Praq, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+hemocyte+migration%3A+an+in+vivo+assay+for+directional+cell+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Drosophila hemocyte migration: an in vivo assay for directional cell migration.</a> Methods Mol. Biol. 769, 249(2011).</li>
<li>Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mosquito+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Exp.+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Mosquito immunity.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 708, 218(2010).</li>
<li>Castillo, J. C., Robertson, A. E., Strand, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+hemocytes+from+the+mosquitoes+Anopheles+gambiae+and+Aedes+aegypti%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochem.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Characterization of hemocytes from the mosquitoes Anopheles gambiae and Aedes aegypti.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 36 (12), 891(2006).</li>
<li>Jiang, H., Vilcinskas, A., Kanost, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunity+in+lepidopteran+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Exp.+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Immunity in lepidopteran insects.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 708, 181(2010).</li>
<li>Eleftherianos, I., Xu, M., Yadi, H., ffrench-Constant, R. H., Reynolds, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasmatocyte-spreading+peptide+%28PSP%29+plays+a+central+role+in+insect+cellular+immune+defenses+against+bacterial+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Plasmatocyte-spreading peptide (PSP) plays a central role in insect cellular immune defenses against bacterial infection.</a> J. Exp. Biol. 212 (12), 1840(2009).</li>
<li>Ribeiro, C., Brehélin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+haemocytes%3A+what+type+of+cell+is+that%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Insect haemocytes: what type of cell is that.</a> J. Insect Physiol. 52 (5), 417(2006).</li>
<li>Beetz, S., Brinkmann, M., Trenczek, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+between+larval+and+pupal+hemocytes+of+the+tobacco+hornworm%2C+Manduca+sexta%2C+determined+by+monoclonal+antibodies+and+density+centrifugation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Differences between larval and pupal hemocytes of the tobacco hornworm, Manduca sexta, determined by monoclonal antibodies and density centrifugation.</a> J. Insect Physiol. 50 (9), 805(2004).</li>
<li>Beetz, S., Holthusen, T. K., Koolman, J., Trenczek, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+hemocyte+counts+with+different+developmental+parameters+during+the+last+larval+instar+of+the+tobacco+hornworm%2C+Manduca+sexta%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Insect+Biochem.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Correlation of hemocyte counts with different developmental parameters during the last larval instar of the tobacco hornworm, Manduca sexta.</a> Arch. Insect Biochem. Physiol. 67 (2), 63(2008).</li>
<li>Eleftherianos, I., Joyce, S., ffrench-Constant, R. H., Clarke, D. J., Reynolds, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+the+tri-trophic+interaction+between+insects%2C+nematodes+and+Photorhabdus%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology%22%5BJournal%5D)">Probing the tri-trophic interaction between insects, nematodes and Photorhabdus.</a> Parasitology. 137 (11), 1695(2010).</li>
<li>Qayum, A. A., Telang, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Protocol+for+Collecting+and+Staining+Hemocytes+from+the+Yellow+Fever+Mosquito+Aedes+aegypti%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A Protocol for Collecting and Staining Hemocytes from the Yellow Fever Mosquito Aedes aegypti.</a> J. Vis. Exp. (51), e2772(2011).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Methoden zur Extraktion von Blutzellen aus medizinisch wichtige Insekten und Faltern Modell Insekten wurden bisher 9, 14 berichtet. Hemocyte Extraktionsmethoden sind nach den Insektenarten angepasst, das Entwicklungsstadium der Insekten und ihre morphologischen Merkmale. Beispielsweise kann isoliert von Hämolymphe Manduca Larven leicht durch den gekrümmten Horn snipping nahe dem Ende des Bauches 15 durchgeführt werden. Weil Butzen Raupen (Limacodidae) dieses abdominalen Struktur fehlt, hab...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Feinpipettenziehvorrichtung </td><td> Sutter Instruments </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Borosilikatglasröhrchen </td><td> Sutter Instruments </td><td> B100-50-10 </td><td> OD: 1,0, ID: 0,50 mm </td></tr><tr><td> Grace Medium </td><td> Sigma </td><td> G8142 </td><td></td></tr><tr><td> Fötales Rinderserum </td><td> Thermo Fisher Scientific </td><td> SH3007102 </td><td> Hitzeinaktiviertem </td></tr><tr><td> Dumont Nr. 5 Zange </td><td> Fine Science Tools </td><td> 11252-40 </td><td></td></tr><tr><td> Neubauer Zählkammer </td><td> Hausser Scientific </td><td> 3200 </td><td></td></tr><tr><td> Plastic tubing </td><td> Tri-Tech </td><td> TT-3-32OD </td><td> OD: 3/32&#39;&#39;, ID: 1/32 &#39; </td></tr><tr><td> Glass medizinische Spritze </td><td> Fortuna Optima </td><td> D-97877 </td><td> 50 ml Volumen </td></tr><tr><td> Blunt Ende Nadel </td><td> Kleinteile </td><td> NE-162PL-25 </td><td> 16 Gauge x 1 &quot;Länge </td></tr></tbody></table>

a simple protocol für das extrahieren hämozyten von wild caterpillars

A Simple Protocol for Extracting Hemocytes from Wild Caterpillars

Insect Blutzellen (äquivalent zu Säugetieren weißen Blutkörperchen) spielen eine wichtige Rolle in verschiedenen physiologischen Prozessen im gesamten eines Insekts Lebenszyklus 1. In Larvenstadien von Insekten gehören zu den Ordnungen Lepidoptera (Schmetterlinge) und Diptera (true entfernt) werden Blutzellen aus dem Lymphknoten (a spezialisierte hämatopoetische Orgel) oder embryonale Zellen gebildet und kann bis zum erwachsenen Stadium durchgeführt werden. Embryonale Blutzellen in Zellmigration während der Entwicklung und Chemotaxis Regelung bei Entzündungen beteiligt sind. Sie beteiligen sich auch an Zell-Apoptose und sind für Embryogenese 2 unerlässlich. Hämocyten vermitteln den zellulären Arm des Insekts angeborenen Immunantwort, die mehrere Funktionen, wie zum Beispiel Zell-Ausbreitung, Zellaggregation, Bildung von Knötchen, Phagozytose und Einkapselung Eindringlinge 3 umfasst. Sie sind auch verantwortlich für die Koordination bestimmtes Insekt humorale Abwehrmechanismen während der Infektion, wie die produktion von antimikrobiellen Peptiden und anderen Effektormoleküle 4, 5. Hemocyte Morphologie und Funktion wurden vor allem in der genetischen oder physiologischen Insektenmodelle untersucht worden, einschließlich der Fruchtfliege, Drosophila melanogaster 6, 7, die Moskitos Aedes aegypti und Anopheles gambiae 8, 9 und der Tabakschwärmer Manduca sexta 10, 11. Allerdings wenig Informationen existiert derzeit über die Vielfalt, Klassifizierung, Morphologie und Funktion von Blutzellen in nicht-Modell Insektenarten, vor allem diejenigen aus dem wilden 12 gesammelt. Hier beschreiben wir eine einfache und effiziente Protokoll zum Extrahieren Blutzellen von wilden Raupen. Wir verwenden vorletzten Larvenstadium Lithacodes Fasciola (gelb-geschultert slug Motten) (Abbildung 1) und Euclea delphinii (spiny Eiche slug) Raupen (Lepidoptera: Limacodidae) und zeigen, dass ausreichende Mengen Hämolymphe (Insekten Blut)können isoliert und Hämozyten Zahlen von einzelnen Larven gezählt. Dieses Verfahren kann verwendet werden, um effizient zu studieren Hämozyten Typen in diesen Arten sowie in anderen verwandten Lepidoptera Raupen vom Feld geerntet werden, oder er kann ohne weiteres mit immunologischen Tests zur Hämozyten Funktion nach Infektion mit mikrobiellen oder parasitischen Organismen untersuchen 13 kombiniert werden.

Das Protokoll beschrieben erlaubt die Erfassung von einem minimalen Volumen von 10-20 ul von Insekten Hämolymphe von einzelnen Raupen. Hämocyten gesammelt unter Verwendung dieses Verfahrens sind frei von Verklumpungen Zelle, Melanisierung Defekte Gewebereste oder anderen Verunreinigungen. Deshalb Hämozyten kann leicht beobachtet und gezählt werden unter dem Mikroskop, und einige Insekten können in wenigen Hosur beobachtet werden. Wir beobachteten, dass die Mehrzahl der in unserer Hämocyten Proben plasmatocytes 3</s...

Insect Blutzellen führen viele wichtige Funktionen, sowohl Immun-und Nicht-immune, in allen Phasen des Insekts Entwicklung. Unsere gegenwärtigen Kenntnisstand hemocyte Typen und Funktion kommt von Studien über Insekten genetischen Modellen. Hier stellen wir ein Verfahren zur Extraktion, Quantifizierung und Visualisierung von Blutzellen von wilden Raupen.

A Simple Protocol für das Extrahieren Hämozyten von Wild Caterpillars

Insektenhämozyten (entsprechend den weißen Blutkörperchen bei Säugetieren) spielen eine wichtige Rolle in verschiedenen physiologischen Prozessen während des gesamten Lebenszyklus eines Insekts ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Hämocyten aus wildlebenden Raupen zu extrahieren, sichtbar zu machen und zu zählen. Dies wird erreicht, indem die Raupe zunächst durch Platzieren auf Eis betäubt, dann mit einer Pufferlösung, die ein Antikoagulans enthält, injiziert und anschließend wieder auf das Eis zurückgelegt wird, um den Hämocyten zu ermöglichen, erneut in den Kreislauf einzutreten, bevor die Extraktion erfolgt. Der zweite Schritt besteht darin, am hinteren Ende der Raupe mit einem sauberen Skalpell einen flachen Einschnitt vorzunehmen.Anschließend wird die Raupe vorsichtig mit einer weichen Pinzette zusammengedrückt. Dann wird die Gemisch aus Pufferlösung und Hämolymphe mit einer Mikropipette abgesaugt und in einem Mikrozentrifugenröhrchen gesammelt. Im letzten Schritt wird die Hämolymphe-Lösung vorsichtig mit einem gleichen Volumen an Pufferlösung vermischt und 10 Mikroliter der Lösung auf ein Hämozytometer übertragen, um die Anzahl der Hämocyten sichtbar zu machen und zu zählen.Schließlich kann diese Hämocyten-Extraktionsmethode als schnelle und effektive Methode zur Zählung von Hämocyten verschiedener Raupearten verwendet werden und dient als Wer

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Forschung

JoVE Journal

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Biologie

Dieses Video wird zeigen, wie Blutzellen (Blutkörperchen) aus dem hawaiianischen Bobtail Squid zu...

Beziehen Blutzellen aus dem hawaiianischen Bobtail Squid Euprymna scolopes Und die Beobachtung ihrer Einhaltung Symbiotic und Non-symbiotischen Bakterien

Eine vereinfachte, aber genaue Methode zu sammeln und zu färben Mücke Blutzellen beschrieben. Unsere Methode kombiniert die Einfachheit der Perfusion mit der Genauigkeit der hohe Einspritzdruck Techniken zur sauberen Vorbereitung der Blutzellen in Aedes Moskitos zu isolieren. Diese Methode erleichtert Studien erfordern Kenntnisse über die Arten von Blutzellen und deren Hülle und Fülle.

Ein Protokoll für die Erfassung und Färbung Blutzellen aus dem Gelbfiebermücke Aedes aegypti</em

Dieses Video beschreibt die Drosophila-Lymphdrüse – die primäre Stelle der Hämatopoese in der Fliegenlarve – und zeigt ein Beispielprotokoll zum Sezieren und Montieren des Organs für Immunhistochemie und Fluoreszenzbildgebung.

Dissektion der Lymphdrüsenlarve: Isolierung des Drosophila-Hämozyten-produzierenden Organs

Die Drosophila-Hämolymphe dient sowohl als Blut als auch als interstitielle Flüssigkeit und zirkuliert während des Larven- und Erwachsenenstadiums durch den Körper. Dieses Video beschreibt ein Protokoll zur Entnahme von Hämolymphlarven, um die zirkulierenden Zellen zu quantifizieren.

Störung der Nagelhaut: Eine Methode zum Sammeln von Hämolymphe aus Drosophila-Larven

Dieses Video zeigt den Hämozytenstörungstest, der die erneute Adhäsion von Hämozyten in den hämatopoetischen Taschen von Drosophila-Larven bewertet. Mechanische Störungen setzen residente Hämozyten frei, wodurch die Anzahl der zirkulierenden Hämozyten erhöht wird. Nach der Genesung wird die erneute Adhärenz der residenten Hämozyten bestätigt, was die Reversibilität verdeutlicht.

Ein Hämozytenstörungstest zur Beurteilung der Readhäsion von Hämozyten an hämatopoetische Taschen

Drosophila-Blutzellen oder Hämozyten zirkulieren zwischen den ansässigen Stellen und der Zirkulation.  In der Larve sind residente (sitzende) Hämozyten in induktiven Mikroumgebungen, den hämatopoetischen Taschen, lokalisiert, während sich zirkulierende Hämozyten frei in der Hämolymphe bewegen. Das Ziel dieses Protokolls ist die standardisierte Isolierung und Quantifizierung dieser beiden verhaltensverschiedenen, aber sich gegenseitig verändernden Hämozytenpopulationen.

Untersuchung von Blut Zellpopulationen des<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larva

Drosophila und Säugetieren hämatopoetischen Systeme haben viele gemeinsame Merkmale, Drosophila ein attraktives genetisches Modell machen Hämatopoese zu studieren. Hier zeigen wir Präparation und Lagerung des großen Larven hämatopoetischen Organ für die Immunhistochemie. Wir beschreiben Methoden auch verschiedene Larven hämatopoetischen Fächer einschließlich zirkulierenden Blutzellen und sessile-Zellen zu untersuchen.

Methoden, um die Lymphdrüsen und Blutzellen zu prüfen, die in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvae

Diese Methode zeigt, wie Erreger Invasion in Insektenzellen mit dreidimensionalen (3D) Modellen zu visualisieren. Hemocytes von Drosophila Larven infiziert wurden mit viralen oder bakteriellen Erregern, Ex Vivo oder in Vivo. Infizierte Hemocytes wurden dann fixiert und für die Bildgebung mit einem confocal Mikroskop und anschließende zelluläre 3D-Rekonstruktion befleckt.

Extraktion von Hemocytes aus Drosophila Melanogaster Larven für mikrobielle Infektionen und Analyse

Die Analyse der Zeckenhemolymphe stellt eine wichtige Quelle für Informationen darüber dar, wie einige Krankheitserreger verursachen und wie Zecken immunologisch auf diese Infektion reagieren. Die vorliegende Studie zeigt, wie man Pilzpropagiolen impfen und die Hämatymphe von Rhipicephalus microplus verzierten Weibchen sammeln kann.

Die Sammlung der Häkolymphe und die Inokulation von Metarhizium-Blastospores in Rhipicephalus Microplus Ticks Towards Pathology Studies

Hier stellen wir Protokolle für 1) die Laborvermehrung des bundesweit gefährdeten Miami-Blaufalters (Cyclargus thomasi bethunebakeri) und 2) zur Bewertung grundlegender lebensgeschichtliche Informationen wie unreife Entwicklungszeit und Anzahl der Larvenstadien vor. Beide Methoden können für den Einsatz mit anderen Ex-situ-Konservierungsprogrammen angepasst werden.

Risikogefährdete Programme zur Vermehrung von Schmetterlingen, um das Wissen um die Lebensgeschichte und effektive Ex-Situ-Konservierungstechniken zu verbessern

Wir beschreiben eine Methode, um quantifizierbare Hämolymphe effizient aus kleinen Arthropoden für die anschließende Analyse zu gewinnen.

Eine präzise und quantifizierbare Methode zur Hämolymphentnahme von kleinen Gliederfüßern

Lernen Sie eine Methode zur Extraktion, Visualisierung und Quantifizierung von Hämozyten aus wilden Raupen. Dieses Verfahren ermöglicht die Untersuchung zellulärer Immunantworten bei Insekten.

A Simple Protocol für das Extrahieren Hämozyten von Wild Caterpillars

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