Name: Ein In Vitro Vorbereitung zur Auslösung und Aufzeichnung Feeding Motor Programme mit Physiologische Bewegungen in Aplysia californica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 49 s
Description: Lernen Sie die extrazelluläre Aufzeichnung von Nerven- und Muskelaktivität bei Fütterungsmotorprogrammen in Aplysia californica. Diese Methode ermöglicht die direkte Korrelation neuronaler Signale mit Bewegungen des Fütterungsapparates.

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Diese Arbeit wurde von NIH NS047073 und NSF DMS1010434 unterstützt.

<ol><li>Neustadter, D. M., Herman, R. L., Drushel, R. F., Chestek, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+kinematics+of+multifunctionality%3A+comparisons+of+biting+and+swallowing+in+Aplysia+californica%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">The kinematics of multifunctionality: comparisons of biting and swallowing in Aplysia californica.</a> J. Exp. Biol. 210, 238-260 (2007).</li>
<li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J. Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li>
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<li>Weiss, K. R., Chiel, H. J., Koch, U., Kupfermann, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity+of+an+identified+histaminergic+neuron%2C+and+its+possible+role+in+arousal+of+feeding+behavior+in+semi-intact+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Activity of an identified histaminergic neuron, and its possible role in arousal of feeding behavior in semi-intact Aplysia.</a> J. Neurosci. 6, 2403-2415 (1986).</li>
<li>Jing, J., Weiss, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+variants+of+a+motor+act+in+a+modular+and+hierarchical+motor+network%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Generation of variants of a motor act in a modular and hierarchical motor network.</a> Curr. Biol. 15, 1712-1721 (2005).</li>
<li>Jing, J., Weiss, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+mechanisms+of+motor+program+switching+in+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neural mechanisms of motor program switching in Aplysia.</a> J. Neurosci. 21, 7349-7362 (2001).</li>
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<li>Jing, J., Cropper, E. C., Hurwitz, I., Weiss, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+construction+of+movement+with+behavior-specific+and+behavior-independent+modules%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The construction of movement with behavior-specific and behavior-independent modules.</a> J. Neurosci. 24, 6315-6325 (2004).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Frühere Arbeiten haben Aplysia Motors Programme in dem intakten Tier und in reduzierter Zubereitungen wie isolierten Ganglien charakterisiert. Im intakten Tier, wobei Aufzeichnungen von einzelnen Neuronen wurden 5 erhalten wurden, sind solche Experimente sehr schwierig, und Elektroden können nicht von Neuron zu Neuron werden während der Zuführung verschoben. In isolierten Ganglien, können die Zustellbewegungen durch neuronale Aktivität induziert nicht beobachtet werden. Der suspendierte bukkalen Mass...

<table><tbody><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Fisher Scientific</td><td>S671</td><td>Biologisch, zertifiziert</td></tr><tr><td>Kaliumchlorid</td><td>Fisher Scientific</td><td>P217</td><td>Zertifiziert nach ACS</td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid-Hexahydrat</td><td>Acros Organics</td><td>19753</td><td>99 %</td></tr><tr><td>Magnesiumsulfat-Heptahydrat</td><td>Fisher Scientific</td><td>M63</td><td>Zertifiziert nach ACS</td></tr><tr><td>Calciumchlorid-Dihydrat</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79</td><td>Zertifiziert nach ACS</td></tr><tr><td>Glukose (Dextrose)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G7528</td><td>BioXtra</td></tr><tr><td>MOPS-Puffer</td><td>Acros Organics</td><td>17263</td><td>99 %</td></tr><tr><td>Carbachol</td><td>Acros Organics</td><td>10824</td><td>99 %</td></tr><tr><td>Natriumhydroxid</td><td>Fisher Scientific</td><td>SS255</td><td>Zertifiziert</td></tr><tr><td>Salzsäure</td><td>Fisher Scientific</td><td>SA49</td><td>Zertifiziert</td></tr><tr><td>Einkanalige Kapillargläser</td><td>A-M Systems</td><td>6150</td><td></td></tr><tr><td>Flaming-Brown-Mikropipettenzieher Modell P-80/PC</td><td>Sutter Instruments</td><td></td><td>Verwendeter Faden: FT345B</td></tr><tr><td>Isoliertes Edelstahldraht</td><td>California Fine Wire</td><td></td><td>0,001D, Beschichtung h</td></tr><tr><td>Haushalts-Silikonkleber II</td><td>GE</td><td></td><td> </td></tr><tr><td>Duro Quick-Gel Sekundenkleber</td><td>Henkel corp.</td><td></td><td> </td></tr><tr><td>A-M Systems Modell 1700 Verstärker</td><td>A-M Systems</td><td></td><td>Filtereinstellungen: 300–500 Hz Nerven, 10–500 Hz I2-Muskel</td></tr><tr><td>Pulsemaster Multikanal-Stimulator</td><td>World Precision Instruments</td><td>A300</td><td></td></tr><tr><td>Stimulus-Isolator</td><td>World Precision Instruments</td><td>A360</td><td></td></tr><tr><td>AxoGraph X</td><td>AxoGraph Scientific</td><td></td><td> </td></tr><tr><td>Veeder-Root-Zähler</td><td>Danaher</td><td>C342-0562</td><td></td></tr><tr><td>Gold-Steckkontakte</td><td>Bulgin</td><td>SA3148/1</td><td></td></tr><tr><td>Gold-Steckbuchsen</td><td>Bulgin</td><td>SA3149/1</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 Silikon-Elastomer</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>100 × 50 mm Kristallisationsschale</td><td>Pyrex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hochvakuumfett</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipettenspitzen</td><td>Fisher Scientific</td><td>21-375D</td><td></td></tr><tr><td>Minutiennadeln</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td></td></tr><tr><td>Modellierknete</td><td>Sargent Art</td><td>22-4400</td><td></td></tr><tr><td>Seidennahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>K89OH</td><td></td></tr><tr><td>Whisper-Luftpumpe</td><td>Tetra</td><td>77849</td><td></td></tr><tr><td>Aquarienschlauch</td><td>Eheim</td><td>7783</td><td>12/16 mm</td></tr><tr><td>Elite-Lufter</td><td>Hagen</td><td>A962</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-Schneidspitzzange</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Feinzange</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Yaki Sushi Nori Algen</td><td>Rhee Bros</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark</td><td>34155</td><td></td></tr></tbody></table>

ein<em&gt; in vitro</em&gt; vorbereitung zur auslösung und aufzeichnung feeding motor programme mit physiologische bewegungen in<em&gt; aplysia californica</em

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifunktionalität, die Fähigkeit einer Umfangsstruktur, um mehrere, unterschiedliche Verhaltensweisen 1 zu erzeugen, erlaubt eine rasche Anpassung Tieren ihr Verhalten an wechselnde Umweltbedingungen. Die Meeresschnecke Aplysia californica bietet eine tractable System zur Untersuchung der Multifunktionalität. Während der Nahrungsaufnahme erzeugt Aplysia mehrere verschiedene Arten von Verhaltensweisen mit dem gleichen Zuführvorrichtung, die bukkale Masse. Die Ganglien daß steuern diese Verhaltensweisen enthalten eine Reihe von großen, identifizierten Neuronen zugänglichen elektrophysiologische Untersuchung sind. Die Aktivität dieser Neuronen in Motor-Programme, die in zwei Arten, und Ingestiv egestive Programme, über den Zeitpunkt der neuronalen Aktivität, schließt das Lebensmittel Greifer relativ zu der neuronalen Aktivität basierend unterteilt werden beschrieben worden, dass protracts oder zurückzieht der Greifer 2. Allerdings in isolierten Ganglien, sind die Muskelbewegungen, die diese Verhaltensweisen erzeugen würde fehlen, so dass esschwerer zu sein, ob die Motor-Programme beobachtet Korrelate realen Verhalten sind. In vivo Nerv und Muskel Aufnahmen gewonnen wurden entsprechend Ernährungsprogramme 2,3,4, aber es ist sehr schwierig, direkt von einzelnen Neuronen 5 aufzuzeichnen. Zusätzlich in vivo kann ingestive Programmen weiter in beißt und verschlingt 1,2, eine Unterscheidung, die nur schwer in den meisten bisher in vitro beschriebenen Präparate machen, ist unterteilt werden. Der suspendierte bukkalen Masseaufbereitung (Abbildung 1) schließt die Lücke zwischen isolierten Ganglien und intakten Tieren. In dieser Vorbereitung ingestive Verhaltensweisen - sowohl Beißen und Schlucken - und können egestive Verhaltensweisen (Ablehnung) ausgelöst werden, zur gleichen Zeit als einzelne Neuronen aufgenommen werden können und angeregt mit extrazellulären Elektroden 6. Die Zustellbewegungen mit diesen verschiedenen Verhaltensweisen zugeordnet werden Recor seinded, quantifiziert und direkt an die motorischen Programmen verwandt. Die Motor-Programme in der aufgehängten Masse bukkalen Herstellung zu sein scheinen ähnlich zu denen in vivo als werden motorischen Programmen ausgelöste in isolierten Ganglien beobachtet. Somit können die Programme in diesem Motor Zubereitung betragen mehr direkt zu in vivo Verhalten in Bezug, zur gleichen Zeit, sind einzelne Neuronen besser zugänglich, um die Aufnahme und Stimulation als in intakten Tieren. Darüber, wie ein Zwischenschritt zwischen isolierten Ganglien und intakten Tieren, Erkenntnisse aus der abgehängten bukkalen Masse kann bei der Interpretation der Daten sowohl in reduzierter und intakte Einstellungen erhalten helfen. Der suspendierte bukkalen Masseaufbereitung ist ein nützliches Werkzeug für die Charakterisierung der neuronalen Steuerung der Multifunktionalität in Aplysia.

Wenn eine extrazelluläre Elektrode über dem Soma eines Neurons positioniert und zur Stimulation des Neurons verwendet wird, kann eine Eins-zu-Eins-Entsprechung zwischen Spikes auf dem Somakanal und auf dem bzw. den Nerven, mit denen das Neuron projiziert ist, beobachtet werden (Abbildung 6, linkes Panel, Stimulation des identifizierten Neurons B9). Der Somakanal (oberer Kanal) wird beim Anlegen des Stroms (Zeitpunkt 1 in der Abbildung) in den Stimulationsmodus geschaltet und anschließend schnell in den A...

Wir beschreiben eine Technik, um extrazellulär erfassen und zu stimulieren von Nerven, Muskeln und einzelnen identifizierten Neuronen<em&gt; In vitro</em&gt; Sobald Hervorrufen und Beobachten verschiedener Zuführen Verhalten in der Zuführvorrichtung der<em&gt; Aplysia</em&gt;.

Ein<em&gt; In Vitro</em&gt; Vorbereitung zur Auslösung und Aufzeichnung Feeding Motor Programme mit Physiologische Bewegungen in<em&gt; Aplysia californica</em

Multifunktionalität, die Fähigkeit einer peripheren Struktur, mehrere unterschiedliche Verhaltensweisen zu erzeugen1, ermöglicht es Tieren, ihr Verhalten schnell anzupassen ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die elektrische Aktivität von Nerven, Muskeln und Neuronen sowie die entsprechenden Bewegungen der Fressorgane während fressbezogener motorischer Programme zu erfassen. Dies wird erreicht, indem zunächst die bukkale Masse aus einer anesthetisierten Plegia entfernt und Hakenelektroden an wichtige Nerven und Muskeln angebracht werden. Der zweite Schritt besteht darin, die bukkale Masse in eine Ableitungsschale zu legen und die Ganglien für die extrazelluläre Ableitung vorzubereiten.Anschließend werden die Zielneuronen mithilfe extrazellulärer Elektroden lokalisiert. Der letzte Schritt besteht darin, fressassoziierte motorische Programme wie Beißen, Schlucken und Ablehnen auszulösen und aufzuzeichnen. Letztendlich dient die suspendierte bukkale Masse-Präparation dazu, die Aktivität von Nerven, Muskeln und einzelnen Neuronen während unterschiedlicher, dem Fressverhalten ähnlicher Bewegungen der bukkalen Masse darzustellen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie isolierten Ganglien-Studien liegt darin, dass Aufzeichnungen von Nerven, Muskeln und einzelnen Neuronen direkt mit den Bewegungen des Fressapparats verknüpft werden können. Bei der Demonstration des Verfahrens wird huu, ein Doktorand aus unserem Labor, assistieren. Beginnen Sie das Verfahren, indem Sie eine gesunde Plegia mit einem Gewicht von 200 bis 300 Gramm in einem Präparationsbehälter anästhesieren, wozu etwa 50 % des Körpergewichts an isotonischer Magnesiumchloridlösung injiziert werden. Nach der ersten Injektion in der Nähe des Schwanzes des Tieres sollte die Oberfläche des Tieres sanft massiert werden, um das Magnesiumchlorid zu verteilen.Geben Sie bei Bedarf zusätzliche Injektionen in der Nähe des Kopfes des Tieres vor. Sobald das Tier nicht mehr auf leichte taktile Reize reagiert, befestigen Sie es mit der dorsalen Seite nach oben auf dem Tablett. Stecken Sie eine Nadel in den Schwanz und jeweils eine Nadel in jeden vorderen Tentakel.Verwenden Sie dann die Pinzette, um die Haut des Tieres in der Kopfmitte zu greifen und anzuheben. Hinter den Rhino-Fours eine koronare Inzision quer über den Kopf des Tieres direkt hinter der gehaltenen Stelle durchführen. Danach eine mittlere sagittale Inzision zwischen den Rhino-Fours in Richtung Mund vornehmen, um die bukkale Muskulatur freizulegen.Ziehen Sie anschließend die Hautlasche vom Buccalamass ab und schneiden Sie durch die Nerven und das Bindegewebe, die mit der Körperwand verbunden sind. Um diese Hautlasche vollständig von der Buccalamass zu trennen, achten Sie darauf, keine Nerven oder Gewebe zu durchtrennen, die der Buccalamass selbst angehören. Danach greifen und halten Sie die Speiseröhre.Schneiden Sie durch die Speiseröhre hinter dem gehaltenen Punkt. Heben Sie die Speiseröhre an und ziehen Sie die bukkale Masse hinter der bukkalen Masse nach oben. Die Cerebralganglien, Plural- und Pedalganglien bilden einen Ring, wobei das Cerebralganglion über die cerebrobukkalen Verbindungsstränge mit den bukkalen Ganglien verbunden ist.Lassen Sie diese Ringganglien am Buccal-Mass angeheftet und durchtrennen Sie alle Nerven, die von diesen Ganglien zu anderen Körperteilen abzweigen. Durchtrennen Sie dann das Bindegewebe um die Buccal-Mass herum und heben Sie die Buccal-Mass weiter an, während sie zunehmend vom Körper gelöst wird. Sobald die Buccal-Mass nur noch am Mund befestigt ist, halten Sie die Speiseröhre und die Buccal-Mass fest.Geradeaus. Führen Sie einen letzten Schnitt unmittelbar vor den Kiefern durch, um den bukkalen Muskelkomplex vom Körper zu lösen. Legen Sie den bukkalen Muskelkomplex in eine Lösung aus 50 % isotonischer Magnesiumchloridlösung und 50 % SIA-Salzlösung, um eine teilweise Anästhesie aufrechtzuerhalten, während die Elektroden angebracht werden.Platzieren Sie anschließend die Buccalmasse mit der Lösung in eine Petrischale mit Zigarrenboden, wobei der Buccalarterie an der ventralen Oberfläche der Buccalmasse durchtrennt wird. Entfernen Sie dann die pleuralen und pedalen Ganglien, indem Sie deren Verbindungen zum zerebralen Ganglion durchtrennen. Lassen Sie das zerebrale Ganglion über die CBCs mit den Buccalganglien und der Buccalmasse verbunden und durchtrennen Sie alle anderen Verbindungen zwischen dem zerebralen Ganglion und der Buccalmasse.Kürzen Sie die Speiseröhre und die Speicheldrüsen auf eine geringe Länge. Befestigen Sie in diesem Schritt die Hakenelektroden am Ular-Nerv des Auges, an den beiden bukkalen Muskelnerven zwei und drei sowie am Ast A des bukkalen Nervs zwei. Verwenden Sie dazu ein Verfahren, das dem in der JoVE-Publikation von Collins und Shield gezeigten ähnelt und hier kurz zusammengefasst wird.Positionieren Sie für jede Elektrodenablösung die Elektrode nahe dem Nerv oder Muskel, platzieren Sie den Zielnerv in den Haken und heben Sie ihn vorsichtig mithilfe eines Manipulators an. Trocknen Sie anschließend den Nervenabschnitt mit einem Kim-Tuch ab. Geben Sie eine Portion Schnellkleber-Gel auf den befestigten Nerv und stellen Sie sicher, dass der Haken vollständig mit Kleber bedeckt ist, während die Spitze des Referenzdrahts nicht mit Kleber bedeckt ist.Als Nächstes wird eine Spritze mit einem Polyethylen-Schlauchaufsatz verwendet, um die Lösung aus der Schale auf den Kleber aufzutragen, wodurch die Oberfläche des Klebers aushärtet. Im nächsten Schritt wird eine runde Pyrex-Aufzeichnungsschale mit den Maßen 100 mal 50 Millimeter als Aufzeichnungskammer vorbereitet. Dazu wird mit einer Pipettenspitze eine dünne Schicht Vakuumfett in die Nut zwischen der Gehirn- und der Buckelkammer aufgetragen, um Leckagen zu minimieren. Anschließend wird die vordere Kammer mit einer Plescia-Salzlösung gefüllt.Übertragen Sie die Buccalmasse vorsichtig von der Petrischale in die vordere Kammer der runden Pyrex-Schale und achten Sie darauf, dass keine der Elektroden straff gezogen werden, was die Nerven beschädigen könnte. Seien Sie besonders vorsichtig mit den Hakenelektroden, falls die Schale unter ein anderes binokulares Zerlege­mikroskop verbracht werden muss. Zum Ausdünnen der Hülle.Gruppieren Sie die Elektroden auf jeder Seite des Buccalmasses zusammen. Halten Sie die Elektroden vorsichtig, indem Sie das Labortape anfassen, das die Anschlussstifte bedeckt, und stellen Sie erneut sicher, dass keine der Elektroden straff gezogen wird. Wenn die Petrischale unter dem Mikroskop positioniert ist, sollten die Elektroden sanft über die Ränder der Schale gelegt werden und während Pausen und zwischen den einzelnen Phasen des Experiments auf der Plattform aufliegen. Belüften Sie die Salzlösung in der Buccalmassenkammer mit einem Aquarienluftstein. Als Nächstes das Cerebralganglion in der hinteren Kammer fixieren, wobei die CBCs durch die Kerbe verlaufen. Tragen Sie zusätzliches Vakuumfett über den CBCs auf. Geben Sie anschließend mehr SIA-Salzlösung in beide Teile der Schale, sodass die Ganglien vollständig bedeckt sind.Stellen Sie sicher, dass der Salzspiegel niedriger ist als die Höhe der Vakuumfettabdichtung zwischen den zerebralen und bukkalen Kammern, damit kein Austreten zwischen den Kammern auftritt. Zu diesem Zeitpunkt sollte der bukkale Muskelkomplex auf dem Boden der vorderen Kammer liegen. Danach werden die bukkalen Ganglien auf der mittleren Plattform fixiert, um eine Beschädigung der Nerven zu vermeiden, die noch mit dem bukkalen Muskelkomplex verbunden sind.Platzieren Sie die Nadeln nur auf der Hülle zwischen zwei Nerven. Fügen Sie dann zwei weitere Nadeln an der Seite der CBCs hinzu, um sie zu dehnen und zu befestigen. Halten Sie die bukkalen Ganglien flach oder drehen Sie sie, abhängig von der Lage der interessierenden Neuronen. Um das bukkale Ganglion zu drehen, verwenden Sie ein feines Pinzettenpaar, um etwas überschüssige Hülle des CBC zu erfassen, und heften Sie sie zwischen dem zweiten und dritten bukkalen Nerv fest. Anschließend sind die meisten Zellkörper, die nahe der hinteren Kammer liegen und normalerweise nicht leicht von der Oberseite des bukkalen Ganglions aus zugänglich sind, nun sichtbar. Zuletzt befestigen Sie zwei Nadeln an der Hülle des bukkalen Ganglions in der Nähe der Seite der bukkalen Muskulatur.Um die Bewegung des Buccalganglions zu minimieren, halten Sie die Hülle des Buccalganglions nahe der hinteren Kammer fest und schneiden Sie die überschüssige Hülle mit einer feinen Schere ab, ohne die Zellkörper freizulegen. Um Schäden zu minimieren, entfernen Sie nur die Menge an Hülle, die notwendig ist, um die Zellkörper sichtbar zu machen, nachdem die Hülle ausgedünnt wurde. Befestigen Sie alle Elektrodenstifte in ihren Buchsen an den Kabeln, die mit den Verstärkern verbunden sind. Stellen Sie sicher, dass die Elektroden nicht straff gezogen sind und korrekt mit den entsprechenden Kabeln verbunden sind, und dass die Polaritäten richtig sind, um restliches Magnesiumchlorid auszuspülen. Ersetzen Sie das SIA-Salzlösung im Buccalamassengehäuse durch frische SIA-Salzlösung. Fädelen Sie anschließend einen Seidenfaden durch das Weichgewebe vorne an der Buccalamasse und dorsal zum Kieferknorpel. Verwenden Sie zwei Stücke Modelliermasse, um die Naht am Rand der Schale zu befestigen, wodurch die bukkale Masse an ihrer vorderen Endposition aufgehängt wird. Ein Manipulator hält eine gläserne extrazelluläre Elektrode so, dass die Elektrodenspitze in der Nähe des bukkalen Ganglions liegt. Um ein Neuron zu lokalisieren und zu identifizieren, senken Sie die Spitze der extrazellulären Elektrode vorsichtig auf die Hülle ab.Über dem Neuronensoma. Geben Sie einen stimulierenden Strom an und schalten Sie dann den Kanal, der zur Reizung des Somas verwendet wird, in den Aufnahmemodus um, um die Aktivität an der extrazellulären Elektrode und die entsprechende Aktivität an den Nerven zur Induktion einer Abstoßung aufzuzeichnen. Wie motorische Programme stimulieren Sie den Buccalnerv zwei A mit einer langen Serie von zwei Hertz, ein Millisekunde dauernden Impulsen, um EES-Muster zu erzeugen.Die Muster setzen sich während der gesamten Stimulationsdauer fort und können bis kurz nach Beendigung der Stimulation anhalten. Um beißenähnliche motorische Programme auszulösen, bringen Sie einige Kristalle festen Caracol direkt auf das zerebrale Ganglion auf.Wiederholte Muster beginnen im Allgemeinen innerhalb von fünf Minuten und dauern ungefähr 10 bis 15 Minuten an, bevor sie allmählich abnehmen, um das Schlucken auszulösen. Wie bei motorischen Programmen wird Caracol appliziert und abgewartet, bis die bukkale Masse starke Bissbewegungen erzeugt. Dann während einer Bissphase wird ein Streifen Alge in den Mund des Tieres gelegt, sodass es die Alge ergreift.Hier erfolgen die Stimulation und Ableitung des identifizierten Motoneurons B9 sowie die Ableitung von demselben Neuron, dem Muskel I2 und mehreren Nerven während fressbedingter motorischer Programme. Hier sind die Videobilder aus derselben Serie motorischer Programme. Schluckmuster wurden durch die Applikation von Carbachol auf das zerebrale Ganglion und die anschließende Platzierung eines Seetangstreifens in die Greifzange während des carbacholinduzierten Beißen ausgelöst.In diesem Bild ist die Radula vorgestreckt, um die Alge zu erfassen, und in diesem Bild hat sich die Radula zurückgezogen und zieht die Alge in den Mund. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie die suspendierte bukkale Präparation aufgebaut wird und wie Aufzeichnungen der in-vitro-Fressmotorprogramme erhalten werden können.

an-vitro-preparation-for-eliciting-recording-feeding-motor-programs

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

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Wir beschreiben die Dissektion des Nervensystems der Meeresumwelt...

Isolation von sensorischen Neuronen von<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Für Patch-Clamp-Recordings von Glutamaterge Currents

Meeresschnecke Aplysia californica wurde weithin als neurobiologisches Modell für die Studien auf zellulärer und molekularer Basis des Verhaltens verwendet. Hier wird eine Methodik zur Erforschung des Nervensystems von Aplysia für die elektrophysiologischen und molekularen Analysen einzelner Neuronen identifizierter neuronischer Schaltkreise beschrieben.

Aplysia Ganglien-Vorbereitung für elektrophysiologische und molekulare Analysen einzelner Neuronen

Verhaltensassays bieten leistungsstarke Werkzeuge zum Verständnis der neuronalen Funktion. Hier stellen wir mehrere Protokolle zur Quantifizierung des räuberischen Fressverhaltens vor, die beim Modellnematoden Pristionchus pacificus und seinen Verwandten gefunden wurden. Darüber hinaus stellen wir Methoden zur Analyse von räuberischen Fressanpassungen einschließlich Mundstrukturen und Zähnen zur Verfügung.

Die Untersuchung Räuberische Fütterung Behaviors in<em&gt; Pristionchus</em&gt; Und andere Nematoden

Dieses Protokoll beschreibt den Einsatz von genetisch codierte Ca2 + Reporter Datensatzänderungen in neuronale Aktivität im Verhalten Caenorhabditis Elegans Würmer.

Ratiometrischen Kalzium Imaging einzelner Neuronen im Verhalten Caenorhabditis Elegans

Hier stellen wir ein Protokoll zur minimalinvasiven chirurgischen Läsion von Muskeln vor, die dem Fütterungsapparat der Meeresmolluske Aplysia californica innewohnen, um die Rolle dieser Muskeln während des Fütterungsverhaltens zu verstehen.

Eine minimalinvasive Läsionstechnik für Muskeln, die dem Odontophore von Aplysia californica innewohnen

Dieses Protokoll stellt eine Methode zur Abbildung der neuronalen Populationsaktivität mit Einzelzellauflösung in nicht-transgenen wirbellosen Spezies unter Verwendung von absorptionsspannungsempfindlichen Farbstoffen und einem Photodiodenarray dar. Dieser Ansatz ermöglicht einen schnellen Workflow, bei dem Bildgebung und Analyse im Laufe eines einzigen Tages verfolgt werden können.

Photodiodenbasierte optische Bildgebung zur Aufzeichnung der Netzwerkdynamik mit Einzelneuronauflösung bei nicht-transgenen Wirbellosen

Dieses Protokoll beschreibt einen quantitativen Defäkationstest bei jungen RAC1/CED-10-mutierten Caenorhabditis elegans und bietet ein einfaches Modell zur Untersuchung der prodromalen Parkinson-Stadien. Es überwindet die Einschränkungen anderer Tiermodelle und erleichtert die Erprobung therapeutischer Strategien, die auf frühe Parkinsonsche Pathologie abzielen.

Bewertung der gastrointestinalen Motilität bei Caenorhabditis elegans RAC1/CED-10-Mutanten als Werkzeug zur Untersuchung der frühen Parkinson-Krankheit

Lernen Sie die extrazelluläre Aufzeichnung von Nerven- und Muskelaktivität bei Fütterungsmotorprogrammen in Aplysia californica. Diese Methode ermöglicht die direkte Korrelation neuronaler Signale mit Bewegungen des Fütterungsapparates.

Ein In Vitro Vorbereitung zur Auslösung und Aufzeichnung Feeding Motor Programme mit Physiologische Bewegungen in Aplysia californica (Video) | JoVE Journal

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