Name: Analyse der Solvent Zugänglichkeit des Cystein Rückstände auf Mais rayado fino-Virus Virus-ähnliche Partikel Produziert in Nicotiana benthamiana Pflanzen und Vernetzung der Peptide an VLPs (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-02-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 14 s
Description: Erfahren Sie die Analyse der Lösungsmittelzugänglichkeit von Cysteinresten auf Virus-ähnlichen Partikeln des Mais rayado fino-Virus in Nicotiana benthamiana. Diese Methode ermöglicht die gezielte Vernetzung von Peptiden für Nanotechnologie-Anwendungen.

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Ein. Virus Impfung und VLPs Reinigung aus Nicotiana benthamiana Pflanzen <ol><li> Produzieren verkappt T7-RNA-Transkripte von Kartoffelvirus X (PVX)-basierten Vektorplasmide tragenden MRFV Wildtyp (wt) und Cys-mutierte Hüllprotein (CP) Gene 12, unter Verwendung Ambions T7-mMessage mMachine Kit. </li><li> Für jeden T7-Transkript Reaktion inokulieren zwei voll ausgebaut Blätter von N. benthamiana mit 10 ul Reaktionen und bebrüten die Pflanzen für 10 Tage im Gewächshaus bei 60% Luftfeuchtigkeit für 16 Stunden mit Licht (25.000-30.000 lux) bei 25 ° C und 8 h Dunkelheit bei 20 ° C. </li><li> Harves t N. benthamiana virus-infizierten Blättern 10 Tage nach der Inokulation (dpi), wiegen das Pflanzengewebe (50 Gramm) und auf Eis stellen. </li><li> Homogenisieren das Pflanzenmaterial in einem Mixer in Gegenwart von 100 ml einer gekühlten Lösung von 0,5 M Na-Citrat-Puffer, pH 5,5 (Einsatz 2 ml Puffer pro Gramm Pflanzengewebe). </li><li> Filtern Homogenat bis 3 Schichten cheeseclOTH und Klärung durch Zentrifugieren bei 27.000 × g für 30 min. Den Überstand in ein gekühltes Messzylinder, messen die Lautstärke, und dann übertragen auf eine gekühlte sterile Becher. Entsorgen Sie die Pellets. </li><li> Verfahren Überstände durch Zugabe von 10% Polyethylenglykol 8000 (PEG 8000), Rühren für 15 min bei 4 ° C und Inkubation für weitere 45 min bei 4 ° C zur Ausfällung der Virus-ähnliche Partikel (VLP)-PEG-Matrix. </li><li> Zentrifugieren der Probe bei 27.000 × g für 20 min bei 4 ° C und Entfernen des Überstandes. </li><li> Verarbeiten das Pellet durch Zugabe von 8 ml von 0,05 M Na-Citrat, pH 5,5 mit 2% Triton X-100. Schwenken Sie die Röhrchen auch zum Lösen der Pellets. Übertragen Sie die Pellet-und Puffer, um ein gekühltes sterile Becher. Spülen Sie die Röhrchen sofort mit 2 ml des gleichen Puffers und fügen Sie den Becher. Man rührt die Suspension bei 4 ° C, bis die Pellets gelöst werden (im allgemeinen 1 Std.). </li><li> Klärung durch Zentrifugation für 5 min bei 27.000 × g, verwerfen des Pellets und prozess der Überstand durch Zentrifugation bei 140.000 × g für 2 Stunden bei 4 ° C. </li><li> Resuspendieren des Pellets in 1 ml 0,05 M Na-Citrat-Puffer, pH 5,5 und platzieren der Suspension auf einem 10-40% Saccharosegradienten in 0,05 M Na-Citrat-Puffer, pH 5,5 hergestellt. </li><li> Zentrifuge die Steigung für 3 Stunden bei 140.000 xg bei 4 ° C. </li><li> Ein Licht über die Oberseite des Zentrifugenrohres und sammelt das Licht streuenden obere Bande bei 4 cm von dem oberen Ende des Rohres, verdünnt mit 0,05 M Na-Citrat-Puffer, pH 5,5, und Zentrifugieren für 3 Stunden bei 140.000 × g bei 4 ° C. </li><li> Das Pellet in 0,5 ml sterilem Wasser und bei 4 ° C für bis zu sechs Monate. </li><li> Quantifizierung der VLPs Konzentration durch Ausführen eines Bradford-Protein-Assay. Die Ausbeute an VLPs zwischen 1 und 3 g / g von Pflanzengewebe. </li></ol> 2. Fluorescein-5-Maleimid-Kennzeichnung Reaktionen von VLPs <ol><li> Eine 1 mM-Lösung von Fluorescein-5-maleimid (427,37 g / mol) in 50 mM Natrium-PhosphatE-Puffer, pH 7,0, 1 mM EDTA. Mix mit den Wirbel, und überprüfen Sie die vollständige Auflösung. Schützen Sie das Rohr aus Licht mit Aluminiumfolie. </li><li> Fügen Fluorescein-5-Maleimid zu VLPs in Schritt 1 und Mix produziert. Verwenden eines 25-fachen molaren Überschuss von Fluorescein-5-maleimid für Molmenge Sulfhydryle. Generell mit 30 ul VLPs in einer Konzentration von 1 ug / ul und 60 ul des Fluorescein-5-Maleimid Lösung erzeugt akzeptable Ergebnisse. </li><li> Inkubieren der Reaktion für 2 Stunden bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 ° C. </li><li> Abbruch der Reaktion durch Zugabe von Dithiothreitol (DTT) in einer Endkonzentration von 50 mM. </li><li> Entfernen nicht umgesetzten Fluorescein unter Verwendung einer Entsalzung Spinsäule (Thermo Scientific Inc., Rockford IL) und Zentrifugation für 2 min bei 1500 xg bei Raumtemperatur. </li><li> Für SDS-PAGE-Analyse, mit 10 ul 2 x Laemmli SDS-PAGE-Probenpuffer auf 10 ul jeder Reaktion. Bewahren Sie das markierte Protein von Licht bei 4 ° C geschützt bis zu einem Monat oderin Einzel-Aliquots bei -20 ° C bis zu 3 Monaten. </li></ol> 3. Markierungsreaktion und Bestimmung von Biotin Incorporation <ol><li> Verwenden Entsalzen Spinsäulen (Thermo Scientific Inc., Rockford IL), einen Puffer Austausch von Wasser zu Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS), pH 7,0 der VLPs in Schritt 1 erzeugten durchzuführen. </li><li> Bereiten Sie eine 20 mM Stammlösung von Maleimid-PEG2-Biotin durch Zugabe von 190 ul PBS im No-Weigh Maleimid-PEG2-Biotin und mischen Sie durch Auf-und Abpipettieren. </li><li> Fügen Maleimid-PEG2-Biotin an die VLPs und mischen. Verwenden eines 10-fachen molaren Überschuss an Reagenz zur VLP-Lösungen ≤ 2 mg / ml. </li><li> Inkubieren der Reaktion bei Raumtemperatur für 4 Stunden. </li><li> Entfernen nicht umgesetzten Maleimidbasis PEG2-Biotin unter Verwendung eines Spin-Säule entsalzt (Thermo Scientific Inc., Rockford IL) und Zentrifugation für 2 min bei 1500 xg bei Raumtemperatur. </li><li> Bestimmen Sie die Mol Biotin pro Mol VLPs mit dem Pierce Biotin Quantifizierung Kit (Thermo Scientific) und following Anweisungen des Herstellers. </li></ol> 4. Vernetzen von Cys 2-VLPs und F Peptid <ol><li> VLPs, welche im verfügbaren Cysteinreste zum Vernetzen in Schritt 2 (Cys 2-VLPs) geführt sind in der folgenden Stufe eingesetzt. Bereiten Sie eine neue Vernetzung Stammlösung (28,63 mM) durch Auflösen von 10 mg NHS-PEG4-Maleimid Vernetzer in 680 ul Dimethylsulfoxid. </li><li> Man löst eine 17 (F)-Aminosäuren langes Peptid (LLPNMOKDKEACAKAPL) in 50 ul Konjugationspuffer (1 x PBS, pH 7,2, 1 mM EDTA) in einer Konzentration von 0,1 mM. </li><li> Add 4 ul Quervernetzer bis 50 ul des gelösten Peptid (Protein-NH2) bei 1 mM Endkonzentration (das ist ein 10-facher molarer Überschuß für 0,1 mM Peptidlösung). </li><li> Inkubieren der Reaktion für 2 h bei 4 ° C. </li><li> Läutern vernetzten Peptid unter Verwendung einer Entsalzungssäule (Thermo Scientific Inc., Rockford IL), äquilibriert mit Konjugationspuffer (1 x PBS, pH 7,2, 1 mM EDTA) durch Zentrifugation bei 1.500 xg1 min bei Raumtemperatur. </li><li> Einrichten einer Reaktionsmischung kombiniert VLPs (Protein-SH) und vernetztes Peptid (Protein-NH2) in einem molaren Verhältnis der Anzahl von Thiolen und Aminen aktiviertes in der Reaktion und die Differenz im Molekulargewicht zwischen VLPs und Peptid beteiligt bestimmt. </li><li> Inkubieren der Reaktionsmischung bei Raumtemperatur für 2 h bei 4 ° C. </li><li> Für die Western-Blot-Analyse, mischen Sie die resultierende konjugierte Produkt 1:1 mit Laemmli-Puffer, kochen für 10 min, und fahren Sie mit SDS-PAGE auf einem pre-cast 10-20% Tris-Glycin-Gel (Invitrogen), gefolgt von Elektroblotten auf eine Nitrocellulosemembran (Invitrogen). Blockieren der Membranen mit 1 x PBS, pH 7,2, enthaltend 0,05% Tween-20 (PBS-Tween) und 5% Magermilchpulver und Sonde mit Peptid-spezifischen Antikörper, die in geeigneten Phosphatase-markierten sekundären Antikörper folgt. </li></ol>

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</ol>

Die Erwähnung von den Handelsnamen von kommerziellen Produkten in der Publikation ist ausschließlich für den Zweck der Bereitstellung von Informationen und impliziert nicht, Empfehlung oder Billigung durch das US Department of Agriculture.

Das hier vorgestellte Verfahren erlaubt eine sehr empfindliche und schnelle Analyse von reaktiven Cysteine ​​auf der Oberfläche der Pflanzen produzierte VLPs sowie auf anderen Proteinkomplexen. Maleimide sind Thiol-spezifische Reagenzien, die mit freien Sulfhydryl enthaltenden Molekülen reagieren, um eine stabile Thioether-Bindungen zu bilden. Diese Methode stützt sich auf die Spezifität der Maleimide mit Sulfhydrylgruppen nicht in Wechselwirkungen mit anderen Aminosäuren beteiligt reagieren. Die Erhaltung der nativen S...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalognummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Thinwall, Ultra-Clear Tubes </td><td> Beckman </td><td> 344059 </td><td></td></tr><tr><td> mMessage mMachine T7 Kit </td><td> Leben Tecnologies </td><td> AM1344M </td><td></td></tr><tr><td> Fluorescein-5-maleimid </td><td> Thermo Scientific Life Technologies </td><td> 46130 F150 </td><td> 46130 ist nicht in Ordnung Ersatz für F150 </td></tr><tr><td> Pierce Biotin Quantifizierungskit </td><td> Thermo Scientific </td><td> 28005 </td><td></td></tr><tr><td> EZ-Link Maleinimid-PEG2-Biotin, No-Wiegen Format </td><td> Thermo Scientific </td><td> 21901 </td><td></td></tr><tr><td> SM (PEG) n Vernetzer </td><td> Thermo Scientific </td><td> 22107 </td><td></td></tr><tr><td> 10-20% Tris-Glycin-Gel </td><td> Invitrogen </td><td> EC61352 </td><td></td></tr><tr><td> Laemmli Buffer </td><td> Bio-Rad </td><td> 1610737 </td><td></td></tr><tr><td> Tris Glycine SDS Laufpuffer </td><td> Invitrogen </td><td> LC2675 </td><td></td></tr><tr><td> Tris Glycine Transfer-Buffer </td><td> Invitrogen </td><td> LC3675 </td><td></td></tr><tr><td> Nitrocellulose Membrane Filter Paper Sandwich </td><td> Invitrogen </td><td> LC2001 </td><td></td></tr><tr><td> Phosphatase markiert Affinity Purified Antibody to Kaninchen IgG </td><td> Kirkegaard und Perry Laboratories </td><td> 0751516 </td><td></td></tr><tr><td> NBT / BCIP Phosphatasesubstrat </td><td> Kirkegaard und Perry Laboratories </td><td> 508107 </td><td></td></tr></tbody></table>

analyse der solvent zugänglichkeit des cystein rückstände auf<em&gt; mais rayado fino-virus</em&gt; virus-ähnliche partikel produziert in<em&gt; nicotiana benthamiana</em&gt; pflanzen und vernetzung der peptide an vlps

Analysis of the Solvent Accessibility of Cysteine Residues on Maize rayado fino virus Virus-like Particles Produced in Nicotiana benthamiana Plants and Cross-linking of Peptides to VLPs

Imitieren und Nutzung Virus Eigenschaften und physikalisch-chemischen und physikalischen Eigenschaften verspricht, um Lösungen für einige der weltweit dringlichsten Herausforderungen. Die schiere Reichweite und Arten von Viren mit ihren faszinierenden Eigenschaften gekoppelt potenziell geben unendlich viele Möglichkeiten für Anwendungen in der Virus-basierten Technologien. Viren haben die Fähigkeit, zu Teilchen mit diskreten Form und Größe, Spezifität Symmetriegründen polyvalence und stabile Eigenschaften in einem weiten Bereich von Temperatur und pH-Bedingungen selbst zusammen. Es überrascht nicht, mit einer solchen Reihe von bemerkenswerten Eigenschaften, werden Viren zur Verwendung in Biomaterialien 9, Impfstoffen 14, 15, elektronische Materialien, chemische Werkzeuge und molekularen elektronischen Behälter 4, 5, 10, 11, 16, 18, ​​12 vorgeschlagen. Um Viren in der Nanotechnologie zu verwenden, müssen sie aus ihren natürlichen Formen modifiziert werden, um neue Funktionen zu verleihen. Diese anspruchsvolle prozess kann durch verschiedene Mechanismen, einschließlich genetischer Modifikation des viralen Genoms und chemisch Anbringen fremden oder gewünschten Moleküle an die Viruspartikel reaktiven Gruppen 8 durchgeführt werden. Die Fähigkeit, einen Virus zu modifizieren vorwiegend abhängig von den physikalisch-chemischen und physikalischen Eigenschaften des Virus. Darüber hinaus müssen die genetische oder physiochemischen Modifikationen ohne Beeinträchtigung der nativen Struktur Virus und Virus-Funktion ausgeführt werden. Maize rayado fino Virus (MRFV) Hüllproteinen in Escherichia coli Herstellung stabiler und leere VLPs, die durch Protein-Protein stabilisiert sind selbstorganisieren Interaktionen und die in Virus-basierten Technologien Anwendungen 8 verwendet werden. VLPs in Tabakpflanzen hergestellt wurden als ein Gerüst, auf dem eine Vielzahl von Peptiden kovalent angezeigt werden 13 untersucht. Hier beschreiben wir die Schritte 1) bestimmen, welche der Lösungsmittel-zugänglichen Cysteine ​​in einem Virus-Kapsid sind für ModifikationenKation, und 2) Bioconjugate Peptide an den modifizierten Kapside. Durch die Verwendung von nativem oder durch Mutation eingefügten Aminosäurereste und Standardkoppelstellen Technologien haben eine breite Vielfalt von Materialien auf der Oberfläche von Pflanzenviren wie Brome Mosaic Virus 3, Carnation-Mottle-Virus 12, Cowpea chlorotic mottle virus 6, Tabak Mosaik angezeigt worden Virus 17, Turnip yellow mosaic virus 1 und MRFV 13.

Transiente Expression von mutierten MRFV Hüllproteins (CP) Gene in N. benthamiana Pflanzen in einem PVX-basierten Vektor Herstellung VLPs ist in Abbildung 1 beschrieben. Das modifizierte MRFV Hüllproteingen wird durch PCR amplifiziert und dann platziert unter der transkriptionellen Kontrolle des duplizierten subgenomische CP-Promotor in einem PVX-basierten Vektor, pP2C2S 2, (ein Geschenk von D. Baulcombe, Sainsbury Laboratories, Norwich, England). Im vitro RNA-Transkription ...

Ein Verfahren, um das Lösungsmittel Zugänglichkeit der Thiolgruppe von Cystein-Resten der Analyse<em&gt; Mais rayado fino-Virus</em&gt; (MRFV)-Virus-ähnliche Partikel (VLP) durch ein Peptid Vernetzungsreaktion folgt beschrieben. Das Verfahren nutzt die Verfügbarkeit von mehreren chemischen Gruppen auf der Oberfläche der VLPs, die als Ziele für spezielle Reaktionen sein kann.

Analyse der Solvent Zugänglichkeit des Cystein Rückstände auf<em&gt; Mais rayado fino-Virus</em&gt; Virus-ähnliche Partikel Produziert in<em&gt; Nicotiana benthamiana</em&gt; Pflanzen und Vernetzung der Peptide an VLPs

Mimicking  and exploiting virus properties and physicochemical and physical  characteristics holds promise to provide solutions to some of  the world's ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, eine Analyse der Lösungsmittelzugänglichkeit von Cystein-Resten auf der Oberfläche von Virus-ähnlichen Partikeln oder VLPs durchzuführen, gefolgt von einer Vernetzung von Peptiden mit Cystein auf den virusähnlichen Partikeln. Dies wird erreicht, indem zunächst das Hüllprotein des Maisstreifenvirus (Maize rayado fino virus, MRFV) in einem auf dem Kartoffelvirus X basierenden Virusvektor kloniert wird. Anschließend werden N. benthamiana-Pflanzen mit dem modifizierten Virus infiziert, und die aus dem Hüllprotein gebildeten MRFV-VLPs werden gereinigt. Schließlich werden die VLPs und Peptide mittels Ammoniak-PEG4-Maleimid vernetzt und per Western Blot nachgewiesen. Die Ergebnisse zeigen die Herstellung von VLP-Peptid-Komplexen durch Western-Blot-Analyse. Die Methode erweitert das Wissen darüber, wie die Oberfläche von Viren und virusähnlichen Partikeln chemisch modifiziert werden kann, um neue Materialien für die Nanotechnologie herzustellen. Nach der Herstellung von kappten T7-RNA-Transkripten aus auf einem Kartoffelvirus-X-basierten Vektorplasmid, das die Wildtyp- und cys-mutierte H&uuml;llprotein-Genen von MRFV tr&auml;gt, jeweils zwei Aliquots zu je 10 Mikrolitern verwenden, um zwei N. benthamiana-Bl&auml;tter zu infizieren. Die Pflanzen 10 Tage lang in einem Gew&auml;chshaus bei 60 % Luftfeuchtigkeit und 16 Stunden Licht bei 25 Grad Celsius sowie acht Stunden Dunkelheit bei 20 Grad Celsius inkubieren. Am Ende der Inkubation die virusinfizierten Bl&auml;tter ernten, das Pflanzengewebe wiegen und auf Eis legen. Nach der Reinigung der virus&auml;hnlichen Partikel gem&auml;&szlig; dem schriftlichen Protokoll eine einmillimolare L&ouml;sung von Fluorescein-5-maleimid in 50 Millimolar Natriumphosphatpuffer, pH 7,0, 1 Millimolar EDTA herstellen. Durch Vortexen vollst&auml;ndig aufl&ouml;sen und die L&ouml;sung mit Aluminiumfolie vor Licht sch&uuml;tzen. Ungef&auml;hr 30 Mikroliter einer L&ouml;sung mit einer Konzentration von einem Mikrogramm pro Mikroliter an VLPs und 60 Mikroliter des Fluorescein-5-maleimids mischen und zwei Stunden bei Raumtemperatur oder &uuml;ber Nacht bei vier Grad Celsius inkubieren. Die Reaktion durch Zugabe von DTT in einer Endkonzentration von 50 Millimolar beenden. Mithilfe einer Desalting-Spin-S&auml;ule das nicht reagierende Fluorescein entfernen. Um die VLPs mit verf&uuml;gbaren Cysteinresten f&uuml;r die Vernetzung sichtbar zu machen, eine SDS-Page-Analyse durchf&uuml;hren, indem 10 Mikroliter 2x-Probel&ouml;sung zu 10 Mikrolitern jeder Reaktion gegeben werden. Das markierte Protein bis zu einem Monat lang lichtgesch&uuml;tzt bei vier Grad Celsius lagern oder in Einmalaliquote bei minus 20 Grad Celsius bis zu drei Monate lang.Stellen Sie eine frische Vorratslösung des Vernetzers her, indem Sie 10 Milligramm NHS-PEG4-Maleimid-Vernetzer in 680 Mikroliter Dimethylsulfoxid auflösen. Lösen Sie ein 17 (F)-Aminosäuren langes Peptid in 50 Mikroliter Konjugationspuffer bei einer Konzentration von 0,1 Millimolar. Geben Sie vier Mikroliter des Vernetzers zu 50 Mikrolitern der gelösten Peptidlösung, um eine Endkonzentration von einem Millimolar zu erreichen. Inkubieren Sie die Reaktion zwei Stunden bei vier Grad Celsius. Reinigen Sie danach die Reaktion mithilfe einer Desaltingsäule. Unter Verwendung von VLPs mit verfügbaren Cysteinresten zum Vernetzen und dem vernetzten Peptid stellen Sie eine Reaktionsmischung in einem molaren Verhältnis ein, das sich aus der Anzahl der beteiligten Thiole und aktivierten Amine sowie dem Unterschied im Molekulargewicht zwischen VLPs und Peptid ergibt. Nach einer zweistündigen Inkubation bei Raumtemperatur verwenden Sie die Probe, um gemäß dem Textprotokoll SDS-Page und Western Blotting durchzuführen.Ein Beispiel für reaktive Aminosäuren des MRFV-Hüllproteins wird hier gezeigt. Jede ausgewählte Aminosäure kann zur Anheftung von Moiety-Gruppen verwendet werden, sofern sie an der Oberfläche liegt. Zu den chemischen Methoden zählen traditionelle Bio-Konjugationsstrategien wie die Acylierung der Aminogruppe von Lysin, die Alkylierung der Sulfhydrylgruppe von Cystein sowie die Aktivierung von Carbonsäureresten und deren Kopplung mit zugesetzten Aminen.Außerdem können die aromatischen Gruppen von Tyrosin und Tryptophan attraktive Zielstrukturen für die bio-konjugative Reaktion mittels Diazotierung und Alkylierung darstellen. Hier dargestellt ist die Lösungsmittelzugänglichkeit von Cys-Resten in VLPs gegenüber thiol-spezifischen Reagenzien. Gereinigte Wildtyp-VLPs und Cys-VLP-Mutanten mit Cysteinresten an den Positionen 107 bis 111 sowie 192 bis 194 des CP-Gens reagieren unter nativen Bedingungen nicht mit einem thiol-spezifischen Reagenz. Fluorescein-5-maleimid verleiht nur der Cys-VLP-Mutante, die Cysteinreste an den Positionen 125 bis 129 des CP-Gens trägt, eine orange Fluoreszenz. Das Ergebnis zeigt, dass die VLPs in Spur zwei eine geometrische Anordnung von Cysteinresten aufweisen, die zu lösungsmittel-exponierten freien Thiolgruppen führt, während die Cysteinreste in den Proben der Spuren eins und drei möglicherweise an Disulfidbrücken in der Faltung des Hüllproteins beteiligt sind. Markierungsreaktionen mit Maleimid-PEG2-Biotin, gefolgt von einem Biotinylierungs-Assay, stellen ein weiteres Beispiel für die Analyse der Lösungsmittelzugänglichkeit von Cys-Resten dar. Da Biotin ein relativ kleines Molekül ist, kann es in mehreren Kopien an die VLPs konjugiert werden, wobei jedes Molekül ein Molekül Avidin binden kann, wie hier gezeigt. Der Biotinylierungsgrad von 84,74 Mol Biotin pro Mol Protein gibt die Anzahl der an die VLPs gebundenen Biotinmoleküle und damit die Anzahl der Liganden an, die auf der äußeren Oberfläche präsentiert werden können. Aufgrund der Verfügbarkeit mehrerer Thiolgruppen auf den VLPs können Peptide durch Vernetzungsreaktionen mit NHS-PEG4-Maleimid angebunden werden.Dieses Reagenz ist ein hetero-bifunktioneller Vernetzer, der reaktive Endgruppen wie N-Hydroxy-Succinimid oder NHS-Ester und Maleimidgruppen enthält, wodurch die kovalente Konjugation von Molekülen mit Amin- und Sulfhydrylgruppen ermöglicht wird. In diesem Beispiel reagiert der NHS-Ester mit primären Aminen und bildet Amidsynthese, während das Maleimid mit Sulfhydrylgruppen reagiert und stabile Thioestersynthese eingeht. Wie hier zu sehen ist, erzeugen Vernetzungsreaktionen VLP-Peptid-Komplexe, die im Westernblot mit den spezifischen Antikörpern immunreaktiv sind.Diese Entwicklung zeigt Forschern auf dem Gebiet der Virologie, wie sie die Verwendung von Viruspartikeln als Gerüst für die Anheftung einer großen Vielfalt von Liganden in einer regelmäßigen geometrischen Anordnung für zahlreiche Anwendungen untersuchen können.

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