Name: Ex-vivo-Verfahren für High Resolution Imaging von Cilia Motilität in Nagetier Atemwegsepithelien (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Lernen Sie ein ex-vivo-Verfahren zur hochauflösenden Bildgebung der Cilienmotilität in Maus-Atemwegsepithelien. Diese Methode ermöglicht die quantitative Analyse von Schlagfrequenz und Flüssigkeitsfluss für die Atemwegsforschung.

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Das Projekt wurde vom NIH U01HL098180 vom National Heart, Lung, and Blood Institute unterstützt. Der Inhalt ist allein in der Verantwortung der Autoren und nicht unbedingt den offiziellen Standpunkt des National Heart, Lung, and Blood Institute oder die National Institutes of Health

1. Reagenzien-Setup 1.1 Dissection und Imaging Medium Leibovitz L-15-Medium (L15) mit FBS (10%) und Penicillin-Streptomycin (100 Einheiten / ml Penicillin G-Natrium und 100 ug / ml Streptomycin Sulfat) ergänzt wird sowohl während der Ernte und Abbildung Luftröhre Proben verwendet. 2. Shallow Walled Kultur Chamber Assembly Die Kammer zur Luftröhre Gewebe halten ist in Abbildung 1 dargestellt. Der Boden der Kammer ist der Glasboden 35 mm Kulturschale. Die obere und die Seite der Kammer wird, indem ein kleines Stück 0,3 mm dicken Silikon Folie über die Glasschale generiert. Der Rand der Platte geschnitten wird, um die runde Bodenschale passen und das Zentrum weiter getrimmt, um eine flache zentrale Kammer zu bilden (siehe Schritte 2.1-2.3). Am Anfang dieser Montage wird ein 18 mm runden Deckglas platziert, um eine geschlossene Kammer für Bildgebung erzeugen. <ol><li> Komplett decken ein 18 mm runden Deckglas mit einem Quadrat von 0,3 mm dicke Folie Silikon. </li><li> Mit Standard scharfe Sektion Schere überstehendes Silikon Folie aus um den Rand des Deckglases (resultierend in einer kreisförmigen Schicht aus Silikon-Folie). </li><li> Mit einem scharfen Skalpell ausgeschnitten und Entfernen eines zentralen Platz von Silikon-Folie (ca. 10 mm im Quadrat) von der Mitte der überdachten Deckglas (wodurch die Oberseite und die Seiten des bildgebenden Kammer). </li></ol> 3. Luftröhre Ernte und Vorbereitung <ol><li> Euthanize Mäusen in Übereinstimmung mit den örtlichen Institutionen Tierpflege und verwenden Ausschuss und / oder staatlichen Richtlinien und entfernen Luftröhre in einem Standard-Kunststoff 35 mm Kulturschale mit genug L15 Medien zu versenken Gewebe (Autoren haben Mäuse kurz vor der Geburt bei Trächtigkeitstag 16.5 verwendet, bis hin zu Neugeborenen, Neugeborenen und erwachsenen Tieren 2). </li><li> Entfernen nicht-Trachea zugehörigen Gewebe an der Außenseite desdie Luftröhre mit stumpfen Dissektion. </li><li> Entfernen Sie den Kehlkopf mit einem Schnitt quer unterhalb des Ringknorpels mit Mikro Schere Dissektion (2A, Zeile 1). </li><li> Entfernen Sie die linke und rechte primäre bronchiale Äste mit einem Schnitt quer oberhalb der Carina mit Mikro Schere Dissektion (2A, Zeile 2). </li><li> Halten Sie das Luftröhre mit feinen Pinzetten und bündig die Lumen 2-3 mal mit ~ 1 ml der Baden L15 Medium mit einem P1000 und P1000 Pipetman Spitze, um Schleim und Blut zu löschen. </li><li> Schneiden Sie einen Ring 3-4 Segment der Luftröhre mit einem Schnitt quer mit Mikrodissektion Schere (2B, Zeile 1). </li><li> Schneiden in Längsrichtung durch die Mitte des trachealis Muskel dieser kurzen Luftröhrensegment mit Mikro Schere Dissektion (2B, Zeile 2). </li><li> Schneiden in Längsrichtung durch die Mitte der Trachealknorpels Ringe mittels Mikrodissektion Schere (2C </strong&gt;, Zeile), so dass zwei Abschnitte der Luftröhre Gewebe geeignet zur Bildgebung (einzigen Abschnitt in 2D gezeigt). </li></ol> 4. Cilia Imaging <ol><li> Übertragen Luftröhre Gewebe Segmenten Lumen unten, auf der Mitte eines 35 mm Glasboden Kulturschale mit 100-200 ul L-15-Medium. </li><li> Zur Quantifizierung Zilien generierte Strom eine geringe Menge von 0,20 um fluoreszierenden Mikrosphären auf den L-15-Medium baden die Luftröhre Gewebeprobe (~ 1 x 10 11 Partikel / ml oder 20 ul / ml des Fluoresbrite 2,5% wässrige Mikrokugel-Suspension). </li><li> Legen Sie die Imaging-Kammer zuvor (siehe Vorgehensweise 1-3 oben) auf der Oberseite der Luftröhre Probe Silikon-Blatt nach unten vorbereitet, mit der Luftröhre Probe in der Mitte des flachen ummauerten Kammer durch das Fenster in die Silikon-Folie geschnitten gebildeten (Abbildung 1 ). </li><li> Drücken Sie vorsichtig auf dem Deckglas, um im Platz zu sichern und entfernen Sie überschüssiges L-15 Medien aus dem Kanten usinga P1000 und P1000 Pipetman Spitze. </li><li> Montieren Sie das 35 mm Glasboden Kulturschale und Luftröhre Probe auf einem inversen Mikroskop mit 100x-Objektiv und DIC-Optik. </li><li> Mit einem High-Speed-Kamera und Film-Erfassungs-Software sammeln Filme von Zilien Motilität bei 200 + Frames pro Sekunde entlang der Luftröhre ciliated Epithelien der zusammengerollt Rand des trachealis Muskel (Abbildung 2D eingerahmten Feld, E: Beispiel Standbild aus aufgezeichneten Film) (Supplementary Film 1). </li><li> Mit FITC epifluoreszenten Bildgebung und ein wenig Licht CCD-Kamera (siehe Ausstattungsliste oben), sammeln Filme von fluoreszierenden Mikrokügelchen Bewegung über die Oberfläche des ciliated trachealen Epithel später Quantifizierung der Zilien erzeugte Strömung (Ergänzende Movie 2) zu ermöglichen. </li></ol> 5. Quantifizierung von Cilia Motilität <ol><li> Legen DIC abgebildeten Filme in der ImageJ Software-Paket und im Anschluss an die Technik, die von I beschriebenain Drummond 13 verwenden Sie die Zeile Werkzeug, um ein Raster-Linie über den Wimpern schlagen zu ziehen. A &quot;reslice&quot; dieser Linie erzeugt eine Art Bild kymograph wo Zilien Bewegung über die Linie erzeugt ein Wellenmuster. Die Anzahl der Pixel zwischen jedem Wellenberg ist sie gemessen (ein Pixel = ein Film-Frame), aus denen die Anzahl der Schläge pro Minute (dh Hz) kann dann berechnet werden. </li><li> Um Zilien erzeugte Strömung Last fluoreszierenden Kügelchen Filme in der ImageJ Software-Paket zu messen, und verwenden Sie das Plugin MTrackJ 14 manuell verfolgen fluoreszierende Kügelchen über die Oberfläche der Luftröhre Epithelien und lassen Sie die Software erzeugen Wulst Geschwindigkeit und Ausrichtung für jede Perle verfolgt. </li></ol> Es sollte darauf geachtet bei der Verwendung von fluoreszierenden Kügelchen zu fließen wie der Abstand von dem schlagenden Cilien quantifizieren stark beeinflussen können gemessenen Flußbetrags werden. Der Wulst Bewegung in Supplemental Movie 2 ist ein gutes Beispiel dafür. In diesem Beispiel WulstBewegung an der Oberfläche des schlagenden Cilien schnell und deutlich fällt für Perlen weiter weg in den baden-Medien. Um dies zu kontrollieren, sollte Wulst Kurven nur in einem festen Abstand über der Flimmerepithelien in allen Proben gesammelt werden, damit die korrekte Vergleich möglich ist. Schließlich, um repräsentative Daten über Strömung zu erhalten, sollte Perlen für so lange wie möglich verfolgt werden; wir lieber zu Wulst Tracks, 10 + Flimmerzellen decken zur Berechnung Strömung verwenden.

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</ol>

Autoren haben nichts zu offenbaren.

Messung der Zilien Überlagerungsfrequenz (CBF) ist relativ einfach mit hoher Leistung Mikroskop-Objektive und schnelle Bildaufnahme Hardware 13,15, und erklärt, warum CBF-Messungen die Grundlage der meisten Studien untersuchen mukoziliäre Clearance bei Gesundheit und Krankheit bilden. Doch während CBF-Messung ist für das Verständnis mukoziliäre Clearance, Messung der CBF allein wesentlichen ignoriert die zugrunde liegende Bedeutung sowohl ciliary erzeugt Strom und Cilienschlag Wellenform, die beide mehr schwe...

Analyse von beweglichen Zilien Funktion im Atemwegsepithelien ist experimentell wichtig für die Aufklärung der genetischen und umweltbedingten Faktoren, die mukoziliäre Clearance und pulmonale Gesundheit 1 beeinflussen können. Das einfache Protokoll für die Bildgebung der Maus Atemwegsepithelien entwickelt bietet eine effiziente Methode, um Atemwege Zilien Motilität in Mutanten und Knockout Mausmodelle verhören und erfordern nur Grundkenntnisse in Maus Luftröhrengewebe Dissektion und ex-vivo-Bildgebung der Atemwege Zilien Motilität mit hoher Auflösung Videomikroskopie. Dieses Protokoll wurde gegründet und während eines großen Maus Mutagenese Bildschirm verfeinert, um eine schnelle Auswertung der beweglichen Zilien Funktion (Zilien Überlagerungsfrequenz, Cilienschlag Form, Zilien erzeugte Strömung) in Mutanten mit angeborenen Herzfehlern mit Heterotaxie 2-5 ausgesetzt sind. Aktuelle Techniken zur Atemwege Zilien Motilität studieren kann entweder in der akuten ex vivo-Typ oder lon gruppiert werdenger Begriff in vitro experimentelle Ansätze. Akute Experimente umfassen ex vivo Visualisierung der menschlichen Nase / Atemwege Pinsel Biopsien 6,7 und Analyse einfacher quer Atemwege Abschnitte 8. Die in-vitro-Ansätze nutzen verschiedene Techniken, um Zellkultur Blatt differenzierte Flimmerepithelien wie in Luft Grenzfläche Kulturen oder Atemwege Suspensionskulturen 9-11 erzeugen. Jedoch erfordern diese Atemwegsepithelien reciliation Techniken sehr bedeutende Investition in Zeit und Training, bevor irgendwelche brauchbaren Flimmerepithelzellen zum Experimentieren (4-6 Wochen 9,10) hergestellt werden. Während akute ex vivo Analyse der Atemwegsepithelzellen Pinsel Biopsien häufig für klinische Studien am Menschen verwendet werden, ist diese Methode nicht verwendbar in Mäusestudien aufgrund verschärft mechanische Gewebeschädigung 12. Die Technik in diesem Protokoll für die Analyse von mous skizziertene tracheal Atemwegsepithelien ist nicht nur einfach auszuführen, aber es erfordert keine speziellen Fähigkeiten Dissektion noch irgendeine spezielle Ausrüstung außer denjenigen Standard für die Bildgebung von Videomikroskopie. Es gibt viele Vorteile dieser einfachen Protokoll. Zunächst wird, wie die Maus Luftröhre Gewebe Ernte ist schnell und einfach durchzuführen, ermöglicht es eine schnelle Beurteilung der Atemwege Cilien-Funktion in einer großen Anzahl von Mäusen. Dazu kann auch scharfsinnige Analyse der kurzfristigen Auswirkungen der verschiedenen in vitro-Behandlungen. Zweitens ist eine Ex-vivo-Technik bleibt die ciliated Atemwegsepithel attached to it zugrunde Stützgewebe und behalten somit verbundenen Zelle Signalwege. Daher im Vergleich zu in vitro reciliated Atemwegsepithelien, ist dieses Präparat eine bessere Darstellung des natürlichen Gewebe in vivo Umgebung. Drittens erlaubt das Protokoll der Erwerb einer Reihe von verschiedenen quantitativen Parameter, die die objektive Beurteilung der beweglichen Zilien f liefern kannSalbung. Schließlich, im Gegensatz zu anderen aktuellen Methoden zur Sicherung der Atemwege Zilien Visualisierung, ermöglicht dieses Protokoll für die Visualisierung der Flimmerhärchen im rechten Winkel zu der Cilienschlag Richtung, so dass Profilansicht der Zilien, die optimal für hochauflösende Bildgebung von Cilienschlag und metachronal Welle Generation . Dieses Protokoll kann in einer Reihe von Möglichkeiten, um eine breite Palette von experimentellen Anforderungen wie die Rolle von pharmakologischen Mitteln, genetische Faktoren, Umwelteinflüsse und / oder mechanische Faktoren wie Schleim Belastung der Atemwege Cilien-Funktion und Erzeugung / Wartung adressieren geändert werden Atemwege Cilienschlag und metachronal Wellenausbreitung.

<table><tbody><tr><td>Leibovitz' s L-15 Medium </td><td>Invitrogen</td><td>21083-027</td><td>Kein Phenolrot </td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum </td><td>Hyclone</td><td>SH30088.03</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin </td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>2x feine Pinzette </td><td>Roboz</td><td>RS-4976</td><td></td></tr><tr><td>Präparierschere </td><td>Roboz</td><td>RS-5676</td><td></td></tr><tr><td>Mikrodissektionschere </td><td>Roboz</td><td>RS-5620</td><td></td></tr><tr><td>Skalpell </td><td>Roboz</td><td>RS-9801-15</td><td></td></tr><tr><td>P1000 Pipettierer </td><td>Gilson, Inc</td><td>F123602</td><td></td></tr><tr><td>P1000 Spitzen </td><td>Molecular BioProducts</td><td>2079E</td><td></td></tr><tr><td>18 mm runde Glasabdeckfolien </td><td>Fisher Scientific</td><td>430588</td><td></td></tr><tr><td>35 mm Kulturschalen aus Kunststoff </td><td>Corning</td><td>430588</td><td></td></tr><tr><td>35 mm Kulturschalen mit Glasboden </td><td>Warner Instruments</td><td>W3 64-0758</td><td></td></tr><tr><td>Silikonfolie 0,012" (0,3 mm) dick </td><td>AAA Acme Rubber Co</td><td>CASS-.012X36-63908</td><td></td></tr><tr><td>0,20 &mu; m Durchmesser Fluoresbrite YG Carboxylate Mikrosphären </td><td>Polysciences</td><td>09834-10</td><td></td></tr><tr><td>Inverses Mikroskop, mit 100x Ölobjektiv und DIC-Filtern </td><td>Lecia</td><td>DMIRE2</td><td>Marke ist nicht kritisch. </td></tr><tr><td>100-Watt-Quecksilberlampe, epifluoreszierende FITC-Anregungs-/Emissionsfilter</td><td>Lecia</td><td></td><td>Brand ist nicht kritisch.</td></tr><tr><td>Mikroskoptisch Inkubator</td><td>Lecia</td><td>11521749</td><td>Nicht erforderlich, wenn die Bildgebung von Zilien bei Raumtemperatur</td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeitskamera Hellfeld </td><td>Vision Research</td><td>Phantom v4.2</td><td>Marke ist nicht kritisch. Muss schneller als 125 fps</td></tr><tr><td>sein Hochgeschwindigkeits-Leuchtstofflampe </td><td>Hamamatsu</td><td>C9100-12</td><td>Marke ist nicht kritisch. Muss schneller als 10 fps</td></tr><tr><td>sein Filmanalysesoftware</td><td>National Institutes of Health</td><td>ImageJ mit MtrackJ-Plugin</td><td></td></tr></tbody></table>

ex-vivo-verfahren für high resolution imaging von cilia motilität in nagetier atemwegsepithelien

Ex vivo Method for High Resolution Imaging of Cilia Motility in Rodent Airway Epithelia

Ex-vivo-Imaging-Technik für Maus Atemwegsepithelien für die quantitative Analyse von beweglichen Zilien Funktion wichtig für Einblick in mukoziliäre Clearance-Funktion wurde eingerichtet. Frisch geerntete Maus Luftröhre wird in Längsrichtung durch den trachealis Muskel geschnitten und in einer flachen ummauerten Kammer auf einem Glasboden-Gericht. Die Luftröhre Probe wird entlang seiner Längsachse positioniert, um von der trachealis in Längsrichtung gewellt nehmen. Dies ermöglicht die Abbildung von Flimmerbewegung im Profil entlang der gesamten Länge Luftröhre. Videos mit 200 Bildern / sec werden unter Verwendung von Differential-Interferenz-Kontrast-Mikroskopie und eine Hochgeschwindigkeits-Digitalkamera der quantitativen Analyse der Cilienschlag Frequenz und Wellenform ciliary ermöglichen. Mit dem Zusatz von fluoreszierenden Kügelchen während der Bildgebung, Zilien erzeugten Fluidstroms bestimmt werden kann. Das Protokoll Zeit erstreckt sich über etwa 30 min mit 5 min für Kammer Vorbereitung, 5-10 min für ProbeMontage und 10-15 min für Videomikroskopie.

Steuerung Atemwege Zilien muss deutlich sichtbar sein und gesehen in einer koordinierten Art und Weise (Supplemental Film 1; Filmwiedergabe auf 15% verlangsamt Echtzeit) zu schlagen, mit spürbarer Strömung in Richtung der Zilien schlagen (Supplemental Movie 2; Filmwiedergabe ist 100% real time). Die Quantifizierung der Zilien Filme sollten zu Ergebnissen führen ähnlich wie in Abbildung 3 zu sehen. Sammlung von High-Speed-DIC Filme ermöglicht die Quantifizierung der Cili...

Eine einfache und zuverlässige Technik für die Visualisierung und Quantifizierung Atemwege Zilien Motilität und Zilien erzeugte Strömung mit der Maus Luftröhre beschrieben. Dieses Verfahren kann modifiziert werden, um zu bestimmen, wie eine Vielzahl von Faktoren Zilien Motilität beeinflussen, einschließlich pharmakologischer Wirkstoffe, genetische Faktoren, Umwelteinflüssen und / oder mechanische Faktoren wie Schleim zu laden.

Ex-vivo-Verfahren für High Resolution Imaging von Cilia Motilität in Nagetier Atemwegsepithelien

An ex vivo technique for imaging mouse airway epithelia for quantitative  analysis of motile cilia function important for insight into mucociliary  ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Beweglichkeit der Atemwegs-CLIA und den von der CLIA erzeugten Fluss unter Verwendung frisch isolierter Maus-Trachea sichtbar zu machen und zu quantifizieren. Dies wird erreicht, indem zunächst eine flache Abbildungskammer vorbereitet wird. Die nächsten Schritte des Verfahrens sind die Gewinnung und Montage des Trachealgewebes zur Bildgebung.Anschließend wird gezeigt, wie man die C-Beweglichkeit und den durch CLIA erzeugten Fluss mithilfe eines invertierten Mikroskops mit Hochgeschwindigkeitsvideografie über ein 100×DIC-Objektiv sichtbar macht und aufzeichnet. Der letzte Schritt besteht darin, das Video zu analysieren, indem die Schlagfrequenz der CLIA und der von der CLIA erzeugte Fluss mit der Image-J-Software quantifiziert werden. Letztendlich können die Ergebnisse Veränderungen in der respiratorischen CLIA-Beweglichkeit und im durch CLIA erzeugten Fluss mittels Hochgeschwindigkeits-Videomikroskopie aufzeigen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden liegt darin, dass sie eine reproduzierbare Abbildung des Atemwegsepithels von Nagetieren ermöglicht, um konsistente quantitative Bewertungen der Flimme

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Hier entwickeln wir die notwendigen Werkzeuge...

Ex vivo Live-Imaging von Single Cell Divisionen in Maus Neuroepithel

Zilien olfaktorischer sensorischer Neuronen enthalten Proteine der Signaltransduktionskaskade, aber eine detaillierte räumliche Analyse ihrer Verteilung ist in Kryosektionen schwierig. Wir beschreiben hier einen optimierten Ansatz für die Markierung von  Ganzbetten und die Visualisierung von ziliären Proteinen.

Ganze Berge Kennzeichnung von Cilia im Hauptriechsystem der Mäuse

Mit hochauflösenden Differentialinterferenzkontrast (DIC) Mikroskopie wird eine ex vivo Beobachtung des schlagenden motiler ependymaler Zilien innerhalb der Maus Hirnkammern entfernt von Live-Bildgebung nachgewiesen. Die Technik ermöglicht eine Aufnahme von der einzigartigen Zilienschlag Frequenz und Schlagwinkel sowie deren intrazellulären Calcium-Oszillation Stimulationseigenschaften.

Live-Imaging des Ependymale Cilia in der Seitenventrikel des Maus-Gehirn-

In dieser Studie wurde eine detaillierte lichtmikroskopische Technik für die Echtzeitbeobachtung und -analyse der Bewegung von CPEC-Zilien ex vivo zusammen mit einer elektronenmikroskopischen Methode zur Ultrastrukturanalyse optimiert.

Beobachtung der Flimmerbewegung von Plexus Epithelzellen<em&gt; Ex Vivo</em

Wir beschreiben eine Methode zur Visualisierung von GFP-markierten IELs mit intravitaler Bildgebung des murinen Dünndarms durch invertierte Konfokalmikroskopie der Spinnscheibe. Diese Technik ermöglicht die Verfolgung von lebenden Zellen innerhalb der Schleimhaut für bis zu 4 h und kann verwendet werden, um eine Vielzahl von darmen immun-epitheliale Wechselwirkungen zu untersuchen.

Intravitale Bildgebung von intraepitheliale Lymphozyten im murinen Dünndarm

Wir beschreiben ein einfaches Protokoll zur Entwicklung von mukociliären Epithelorganoiden aus tiefen Ektodermzellen, die aus Xenopus laevis Embryonen isoliert sind. Die multipotenten Vorläufer regenerieren epitheliale Kelchenzellvorläufer und ermöglichen eine Live-Tracking der Initiation und Progression der Zellübergänge auf der Oberfläche von Organoiden.

Mukociliäre Epithelorganoide aus Xenopus Embryonal cells: Generation, Culture und High-Resolution Live Imaging

In dieser Publikation beschreiben wir Protokolle zur Beurteilung der Atemwegs-Mukociliären Clearance (MCC) bei Mäusen in vivo unter Verwendung von Dual-Modality-Radionuklid-Bildgebung. Dieses Protokoll ist für eine einzelne Photonenemissions-Computertomographie (SPECT) und Einerfassungsprotokoll für Computertomographie (CT) mit Maus-Ganzkörper-Kollimatoren (MWB) in einem dualen SPECT/CT-System konzipiert.

In vivo Bewertung der mukociliären Clearance bei Mäusen

Um eine erfolgreiche und qualitativ hochwertige ziliäre Funktionsanalyse für die PCD-Diagnostik zu gewährleisten, ist eine präzise und sorgfältige Methode zur Probenahme und Verarbeitung des respiratorischen Epithels unerlässlich. Um während der COVID-19-Pandemie weiterhin PCD-diagnostische Dienstleistungen anbieten zu können, wurde das ziliäre Videomikroskopieprotokoll aktualisiert, um geeignete Maßnahmen zur Infektionskontrolle aufzunehmen.

Probenahme und Verarbeitung von Nasenbürsten mittels digitaler Hochgeschwindigkeits-Ziliar-Videomikroskopie – Anpassung an die COVID-19-Pandemie

Dieses Protokoll beschreibt die Entnahme, Expansion und Differenzierung nasaler Epithelzellen zu organotypischen Atemwegsepithelzellmodellen und die Quantifizierung der Zilienschlagfrequenz mittels Live-Cell-Bildgebung und maßgeschneiderten Skripten.

Sammlung, Expansion und Differenzierung primärer humaner Nasensepithelzellmodelle zur Quantifizierung der Zilienschlagfrequenz

Die Grenzflächenkultur zwischen Luft und Flüssigkeit wird häufig verwendet, um pseudostratifiziertes Atemwegsepithel zu entwickeln, indem primäre normale menschliche Bronchialepithelzellen differenziert werden, die die apikale Seite der Lungenatemwege nachahmen. Hier beschreiben wir ein einfaches Protokoll zur Bestimmung seiner Qualität durch Überwachung seiner biophysikalischen Eigenschaften, wie z. B. der Ziliarfunktion und der Membranintegrität.

Bestimmung der Ziliarfunktion und Membranundurchlässigkeit des pseudostratifizierten Lungenepithels der Atemwege

Diese Methode beschreibt die Nutzung des endogenen Signals in einem transgenen ARL13B-CENTRIN-2-Mausmodell, um primäre Zilien in situ dreidimensional über große Bereiche mineralisierten Gewebes abzubilden, von der Gewebeentnahme bis zur Analyse der Zilienorganisation. Dieses Protokoll kann auch auf andere Arten von Geweben angewendet werden.

Volumetrische Bildgebung und Analyse von primären Zilien im Muskel-Skelett-Gewebe mit dem Mausmodell ARL13B-CENTRIN-2

Lernen Sie ein ex-vivo-Verfahren zur hochauflösenden Bildgebung der Cilienmotilität in Maus-Atemwegsepithelien. Diese Methode ermöglicht die quantitative Analyse von Schlagfrequenz und Flüssigkeitsfluss für die Atemwegsforschung.

Ex-vivo-Verfahren für High Resolution Imaging von Cilia Motilität in Nagetier Atemwegsepithelien

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