Name: Transplantation von induzierten pluripotenten Stammzellen-abgeleiteten mesoangioblast-ähnlichen myogenen Vorläufern in Mausmodellen der Muskelregeneration (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-01-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 3 s
Description: Erfahren Sie die Transplantation von iPSC-abgeleiteten myogenen Vorläufern zur Muskelregeneration in Mausmodellen. Diese Methode umfasst intramuskuläre und arterielle Injektionstechniken sowie funktionelle Bewertungen.

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Die Autoren danken Giulio Cossu, Martina Ragazzi und dem gesamten Labor für die hilfreiche Diskussion und Unterstützung und Jeff Chamberlain für die freundliche Bereitstellung von MyoD-ER-Vektoren. Alle Versuche mit lebenden Tieren wurden in Übereinstimmung mit allen relevanten regulatorischen und institutionellen Behörden, Vorschriften und Richtlinien abgeschlossen. Die Arbeit im Autorenlabor wird vom UK Medical Research Council, den 7. Rahmenprogrammen der Europäischen Gemeinschaft Optistem und Biodesign und dem italienischen Duchenne-Elternprojekt unterstützt.

1. Bewertung des myogenen und Engraftment-Potenzials
<ol><li>
In vitro: MyoD-induzierte Differenzierung<ol>
<li>Generieren Sie eine stabile Zelllinie von IDEMs, die mit dem tamoxifen-induzierbaren MyoD-ER lentiviralen Vektor transduziert werden und die Vielzahl der Infektionen titifizieren (MOI; z. B. 1, 5 und 50) unter Verwendung der in 1.1.9 (MyHC) beschriebenen Färbung als Ergebnis der Effizienz des Verfahrens.</li>
		<li>Eine 3,5 cm große Schale mit 1 ml 1% Matrigel beschichten und 30 min bei 37 °C bebrüten.</li>
		<li>Waschen Sie den Teller zweimal mit Medium, Samen 1 x 105 MyoD-ER transduzierte IDEMs in der 3,5 cm Gewebekulturschale und inkubieren bei 37 °C in Wachstumsmedium.</li>
		<li>Erwarten Sie, dass Zellen in ein oder zwei Tagen den Zusammenfluss erreichen, und fügen Sie dann 1 M 4OH-Tamoxifen in das Wachstumsmedium(1. Dosis) ein.</li>
		<li>Ersetzen Sie nach 24 Stunden das Wachstumsmedium durch differenzierungsmittel, ergänzt durch 1 M 4OH-Tamoxifen(2. und letzte Dosis).</li>
		<li>Ersetzen Sie die Hälfte des Mediums jeden zweiten Tag durch ein frisches Differenzierungsmedium.</li>
		<li>Untersuchen Sie täglich die Kulturen auf Myotube-Bildung.</li>
		<li>Nach einer Woche (5 Tage im Differenzierungsmedium) die Platten vorsichtig mit PBS waschen und mit 4 % Paraformaldehyd für 5 min bei RT fixieren.</li>
		<li>Führen Sie eine Immunfluoreszenzfärbung mit Antikörpern gegen Myosin-schwere Kette (MyHC) durch, um das Vorhandensein von Myotuben zu bestätigen. Gegenfleck mit einem Kernfarbstoff(z.B. Hoechst).</li>
	</ol>
</li>
</ol>Die Effizienz der Differenzierung wird als Prozentsatz der Kerne in MyHC-positiven Zellen bewertet: Fahren Sie mit dem nächsten Schritt fort, wenn die Effizienz >50% beträgt.
<ol start="2"><li>
In vivo: Engraftment in ein Modell der akuten Muskelregeneration Um den In-vivo-Beitrag von MyoD-ER IDEMs zur Muskelregeneration zu bewerten, sind die Zellen zuvor mit einer Vektorkodierung für das grüne Fluoreszenzprotein (GFP) gekennzeichnet, die es ermöglicht, sie im Gewebe zu verfolgen. MyoD-ER GFP IDEMs werden dann in erwachsene murinische Muskeln injiziert, die zuvor mit einem Myotoxin(z.B. Kardiotoxin) verletzt wurden. Um eine Immunabstoßung gegen xenogene (z. B. HIDEMs) oder genetisch manipulierte/korrigierte Zellen zu vermeiden, ist es erforderlich, entweder immundefizienten oder immunsuppressiven Mäusen zu verwenden.<ol>
<li>Die Tiere mit einer intraperitonealen Injektion von 3,5 l/g 10 mg/ml Tamoxifen (lipolösliche Form) 24 Stunden vor der Transplantation und Pretreat-Zellen, die 1 M 4OH-Tamoxifen (wässrige Form) in das Wachstumsmedium über Nacht vor dem Transplantationstag hinzufügen, zurücknehmen.</li>
		<li>Verabreichen Sie der Maus Anästhesie und Analgesie gemäß den spezifischen Richtlinien, die chirurgische Eingriffe in der Tiereinrichtung regeln.</li>
		<li>Injizieren Sie 25 l von 100 m Kardiotoxin (CTX; von Naja mossambica mossambica; VORSICHT: potenziell schädliche Substanz) in den tibialis anterioren (TA) Muskeln.</li>
		<li>24 Stunden nach der Behandlung der Tiere mit Tamoxifen und CTX, lösen Sie die Zellen durch Trypsinisierung und Zählen.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie die Zellen bei 232 x g für 5 min.</li>
		<li>Waschen Sie das Zellpellet in Ca2+- und Mg2+- frei PBS, Zentrifuge und dann sanft das Zellpellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS auf eine Endkonzentration von 106 Zellen/30 l, die das endgültige Volumen jeder Injektion sein wird.</li>
		<li>Injizieren Sie 30 l Zellsuspension in die zuvor verletzten Muskeln mit einer Spritze mit 29 oder 30 G Nadel. Achten Sie besonders darauf, während Sie die Nadel aus dem Muskel entfernen. Tun Sie es langsam, um zu vermeiden, dass die Zellsuspension durch die Spur der Nadel verschüttet wird. Transplantieren Sie die kontralaterale TA nicht und verwenden Sie sie nicht als Kontrolle, indem Sie 30 l Ca2+- und   Mg2+-freie PBS injizieren, um die Bedingungen des transplantierten ZU replizieren.</li>
		<li>Behandeln Sie die Tiere sechs weitere Tage mit Tamoxifen und verabreichen Sie analgesie(z.B. Carprofen) für zwei weitere Tage.</li>
		<li>Expflanzen Sie die Muskeln ab 14 Tagen nach der Transplantation. Verarbeiten und analysieren Sie die Proben gemäß den Protokollen 4 und 5.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Transplantation bei Mausmodellen der Muskeldystrophie
Dieser Transplantationstest ermöglicht die Bewertung des Ausmaßes der Transplantation von IDEMs in Mausmodellen der Muskeldystrophie. Die Tiere, die wie folgt behandelt werden, können auch auf funktionelle Verbesserung des Krankheitsphänotyps untersucht werden. Funktionelle Tests können ab zwei Wochen nach der Transplantation durchgeführt werden. Um die Engraftment zu verbessern, sollten Sie die Durchführung von VortransplantationLaufbandübungen (wie in Protokoll 3 beschrieben) und/oder serielleZellinjektionen alle drei Wochen für 3x(d. h. für insgesamt 3 Injektionen/Muskel) in Betracht ziehen.
<ol><li>Intramuskuläre Transplantation<ol>
<li>Die Tiere mit einer intraperitonealen Injektion von 3,5 l/g 10 mg/ml Tamoxifen (lipolösliche Formulierung) 24 Stunden vor der Transplantation und Pretreat-Zellen, die 1 M 4OH-Tamoxifen (wässrige Formulierung) in das Wachstumsmedium über Nacht vor dem Transplantationstag hinzufügen, zurücknehmen.</li>
		<li>Lösen Sie die Zellen bei 232 x g für 5 min durch Trypsinisierung, zählen und zentrifugieren.</li>
		<li>Waschen Sie das Zellpellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS, Zentrifuge und setzen Sie dann das Pellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS auf eine Konzentration von 106 Zellen/30 l aus.</li>
		<li>Analgesie verabreichen und die Haut des Tieres (optional) mit einem Povidon-Jod- oder Chlorexidin-desin-basierten Desinfektionsmittel desinfizieren. Dies wird auch helfen, die Tibialis anterior (TA), Gastrocnemius (GC) und Quadriceps femoris (QC; speziell die vastus intermedius) Muskeln zu lokalisieren.</li>
		<li>Injizieren Sie 30 l Zellsuspension in die Muskeln mit einer Spritze mit 29 oder 30 G Nadel. Legen Sie für die TA 5 mm der Nadel 2 mm unter die Einfügung der proximalen Sehne (Kraniokaalrichtung) mit einer Neigung von 15° relativ zur Tibia ein und injizieren Sie langsam die Zellsuspension beim Einziehen der Nadel (leeren Sie die Spritze mit 2 mm der Nadel noch im Muskel). Für die GC und QC, wiederholen Sie das gleiche Verfahren wie für die TA detailliert, mit dem Hauptunterschied ist die kaudokranielle Insertion der Nadel 2 mm über der myotendinösen Kreuzung der Achillessehne für die GC und 2 mm über der distalen Sehne für die QC (15° Neigung in Bezug auf den Oberschenkelknochen). Achten Sie beim Entfernen der Nadel aus dem Muskel, um zu vermeiden, dass die Zellsuspension durch die Nadelspur verschüttet wird. TROUBLESHOOTING: Bei geringer Engraftment erwägen, juvenile (1-2 Wochen alt) Mäuse7 mit 3 x 105 Zellen/10 l zu injizieren (beachten Sie, dass in diesem Fall Tamoxifen subkutan verabreicht werden muss).</li>
	</ol></li>
	<li>Intraarterientransplantation Dieser Teil des Protokolls ermöglicht die Bewertung der Fähigkeit von MIDEMs und HIDEMs, in der arteriellen Zirkulation geliefert zu werden, die Gefäßwand zu überqueren und zur Regeneration der Skelettmuskulatur in den Muskeln flussabwärts zur Injektionsstelle beizutragen.<ol>
<li>Pretreat Tiere und Zellen wie oben in Schritt 2.1.1 beschrieben.</li>
		<li>Lösen Sie sich durch Trypsinisierung und Filter mit einem 40 m Zellsieb (um Cluster aus der Zellsuspension zu entfernen, falls die nächtliche Exposition gegenüber Tamoxifen die Fusion und Bildung von Myoröhren aus benachbarten Zellen antreiben könnte) die Zellen bei 232 x g für 5 min zählen und zentrifugieren</li>
		<li>Waschen Sie das Zellpellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS, Zentrifuge und setzen Sie dann das Pellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS mit 0.2 International Einheiten von Natriumheparin (optional) bis zu einer endgültigen Zellkonzentration von 106 Zellen/50 l. Fügen Sie 10% Patent blauer Farbstoff (Endkonzentration: 1,25 mg/ml in normaler Saline oder Ca2+- und Mg2+-frei PBS) in die Lösung, um die Verteilung der Zellsuspension zu visualisieren.</li>
		<li>Verabreichen Sie der Maus anästhesie und analgesie gemäß den Richtlinien, die chirurgische Eingriffe in der jeweiligen institutionellen Tiereinrichtung regeln.</li>
		<li>Rasieren Sie die Leistenregion (auch bekannt als Femoral oder Scarpas Dreieck) und desinfizieren Sie die Haut mit einem Povidon-Jod- oder Chlorhexidin-basierten Desinfektionsmittel.</li>
		<li>Machen Sie einen 5-7 mm Schnitt und lokalisieren Sie das Oberschenkelbündel: Vene, Arterie und Nerven (der Nerv liegt seitlich auf der Arterie und die Vene medial).</li>
		<li>Entfernen Sie vorsichtig die Bindefaszien, die das Bündel mit Zangen bedeckt.</li>
		<li>Trennen Sie die Femoralvene und den Nerv von der Arterie, indem Sie sanft die Spitze einer Zange (oder einer 30 G Nadel) dazwischen einführen und das Loch schrittweise vergrößern. TROUBLESHOOTING: Die femorale Vene ist zerbrechlich: Achten Sie darauf, sie während ihrer Ablösung von der Oberschenkelarterie nicht mit der Zange zu kneifen. Im Falle einer Blutung, abtropfen lassen Sie das Blut mit steriler Gaze und verwenden Sie einen Mikro-Kauteris, um Hämostase zu erleichtern.</li>
		<li>Heben Sie die Arterie mit einer Spitze der Zange an und klemmen Sie die Arterie mit der anderen Spitze.</li>
		<li>Punktieren Sie die Arterie mit einer Spritze, die mit einer 30 G Nadel ausgestattet ist. Injizieren Sie 50 l Zellsuspension nach dem gespannten Bereich mit einer Infusionsgeschwindigkeit von ca. 5 l/sek. TROUBLESHOOTING: Setzen Sie die Zellen in der Spritze vor der Injektion vorsichtig wieder auf: Es ist wichtig, die Ausfällung von Zellen und die Bildung von Luftblasen in der Spritze zu vermeiden. Der Durchmesser der Oberschenkelarterie ist etwas kleiner als eine 30 G Nadel: Achten Sie darauf, die Arterie nicht beim Einsetzen der Nadel zu fällen. Patent blauer Farbstoff ermöglicht die Erkennung der Wirksamkeit der Injektion: wenn richtig injiziert, wird die gesamte Gliedmaße schnell hellblau.</li>
		<li>Entfernen Sie langsam die Nadel und die Zange aus der Arterie, um den Blutkreislauf in der Gliedmaße wiederherzustellen.</li>
		<li>Setzen Sie Druck mit steriler Gaze auf, um Blutungen zu vermeiden und/oder nach Bedarf zu kauterisieren.</li>
		<li>Die Wunde besonieren und die Tiere bis zur Genesung von der Anästhesie überwachen.</li>
		<li>Analgesie 3 Tage lang verabreichen und die Wunde täglich inspizieren (bei einer Wundinfektion besprechen Sie dies mit dem Personal der Tiereinrichtung und verabreichen Sie bei Bedarf Antibiotika).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Ergebnismaßnahmen an transplantierten dystrophischen Tieren: Laufbandtest
Ab zwei Wochen nach der Zelltransplantation ist es möglich, die funktionelle Verbesserung der motorischen Kapazität behandelter Mäuse mit den Laufbandtests zu bewerten. Dieser Test ermöglicht die Bewertung der Trainingstoleranz/Ausdauer behandelter Mäuse. Eine Maus gilt als ermüdet, wenn sie sich für mehr als 5 Sek. im Ruhebereich legt, ohne zu versuchen, das Laufband nach einer Reihe von 3 aufeinanderfolgenden mechanischen Reizen (eine alle 5 Sek.) wieder einzubinden. Die Basismessungen beginnen etwa einen Monat vor der Behandlung und werden verwendet, um die Verbesserung jedes einzelnen getesteten Tieres zu bewerten. Diesem Test können zusätzliche Tests zur Überwachung der Faserfragilität, Der Kraftverbesserung, der Engraftmentierung, der Differenzierung transplantierter Zellen und der morphologischen Verbesserung der transplantierten Muskeln folgen (siehe Diskussion).
<ol><li>Akklimatisieren Sie die Tiere (in der Regel drei Gruppen: behandelt, unbehandelt und wilde Typ/nicht dystrophische Kontrollen) an die Übung vor der ersten Messung: Stellen Sie das Laufband auf eine Geschwindigkeit von 6 m/min für 10 min. Wiederholen Sie den Vorgang jeden zweiten Tag für eine Woche. TROUBLESHOOTING: Zeichnen Sie alle Messungen zur gleichen Tageszeit auf, um Verzerrungen aufgrund der zirkadianen Zyklen zu vermeiden.</li>
	<li>Legen Sie die Tiere in das Laufband, das zuvor mit einer Neigung von 10° eingerichtet wurde.</li>
	<li>Schalten Sie das Laufband mit einer Startgeschwindigkeit von 6 m/min ein (sorgen Sie für einen sanften mechanischen Reiz, falls die Tiere nicht bereit sind, die Übung zu beginnen).</li>
	<li>Starten Sie den Timer und erhöhen Sie die Geschwindigkeit 2 m/min alle 2 min.</li>
	<li>Sobald ein Tier mehr als 5 Sek. im Ruhebereich liegt, ohne zu versuchen, das Laufband wieder einzubinden, berühren Sie es vorsichtig mit einem Stock, um den Neustart der Übung zu stimulieren (siehe oben).</li>
	<li>Zeichnen Sie die Leistung (Zeit und Entfernung) jedes Tieres auf.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Messungen wöchentlich oder alle 10 Tage für mindestens 3x.</li>
	<li>Wiederholen Sie das gleiche Verfahren nach der Transplantation.</li>
	<li>Analysieren Sie Leistungsdaten, die die Messung jedes Tieres mit der Basisleistung vergleichen. Wir schlagen vor, die Werte in einem Diagramm als Prozentsatz der durchschnittlichen Motorkapazität relativ zum Ausgangswert darzustellen und sie durch einen ein- oder zweiseitigen ANOVA-Test zu analysieren, gefolgt von einem entsprechenden Post-Test, um die Gruppen zu vergleichen.</li>
</ol>TROUBLESHOOTING: Mindestens 5 Alters-, Genotyp- und geschlechtsspezifische Tiere/Gruppen verwenden und die Messungen für mindestens das 3-fache nach der Transplantation wiederholen.
4. Bewertung der Zelltransplantation und Differenzierung in transplantierten Muskeln
Transplantierte und Kontrollmuskeln werden zum geeigneten Zeitpunkt geerntet (<2 Tage für die kurzfristige Transplantationsanalyse, 2-3 Wochen für die mittelfristige und >1 Monat für Langzeitanalysen). Wenn die transplantierten Zellen mit GFP gekennzeichnet sind, kann die Engraftmentierung in frisch isolierten Muskeln durch direkte Fluoreszenz unter einem UV-ausgestatteten Stereomikroskop beurteilt werden.
<ol><li>Legen und orientieren Sie sich entlang der vertikalen Achse frisch isolierte Muskeln in tragachanth Kaugummi (6% w/v)</li>
	<li>Die Proben in vorgekühltem Isopentan für eine Minute dehydrieren, mindestens 2 min in flüssigem Stickstoff einfrieren und sofort bei -80 °C zur Lagerung aufbewahren.</li>
	<li>Verarbeiten Sie die Proben mit einem Kryostat, um 7 m dicke Abschnitte auf polarisierten Dias zu erhalten. Probieren Sie den Großteil des Muskels auf den Dias und sammeln Sie ca. 8-10 Dias mit 30-40 Abschnitten/Dia. Es ist ratsam, eine Reihe von Abschnitten in eine 1,5 ml-Röhre zu sammeln, um molekularbiologische/biochemische Tests durchzuführen.</li>
	<li>Bewerten Sie die Zellengraftierung mit unterschiedlichen immunfluoreszierenden Färbungen, je nach Versuchsaufbau. Zum Beispiel, im Falle einer HIDEM-Transplantation bei Sgca-null/scid/bg-Mäusen, Fleckenabschnitte mit: a) einem Antikörper gegen Lamin A/C zum Nachweis von transplantierten menschlichen Zellkernen; b) einen Antikörper gegen Laminin, um die Gesamtstruktur des Muskels zu visualisieren; und c) einen Antikörper gegen Sgca, um eine von Spendern abgeleitete Wiederherstellung des Proteins zu erkennen, das bei dem dystrophischen Tier fehlt.</li>
	<li>Quantifizieren Sie mit Hilfe eines Fluoreszenzmikroskops die Anzahl der Spenderkerne pro Muskelabschnitt innerhalb und außerhalb der Muskelfasern und die Anzahl der von Spendern abgeleiteten Skelettmyofiber pro Abschnitt.</li>
</ol>5. Muskelhistopathologie
Histopathologische Analysen ermöglichen die Beurteilung der morphologischen Struktur des transplantierten Muskels. Als Ergebnis des Zelltherapieansatzes wird eine architektonische Verbesserung der Gewebestruktur erwartet.
<ol><li>Fixieren Sie die frisch isolierten Muskeln mit 4% Paraformaldehyd für 1 Stunde bei 4 °C.</li>
	<li>Dehydrieren Sie die Proben mit einem aufsteigenden Saccharosegradienten(z.B. 7.5-15-30% w/v).</li>
	<li>Lassen Sie die Muskeln über Nacht in der höchsten Saccharoselösung.</li>
	<li>Die Proben in Tissue Tek OCT einbetten, in vorgekühltes Isopentan einbetten, bis das OCT fest wird (vermeidung eines vollständigen Eintauchens der Proben), sie mindestens 2 min in flüssigen Stickstoff einfrieren und sofort bei -80 °C zur Lagerung platzieren.</li>
	<li>Verarbeiten Sie die Proben mit einem Kryostat, um 7 m dicke Abschnitte wie oben beschrieben zu erhalten.</li>
	<li>Färben Sie die Abschnitte mit Hämatoxylin und Eosin oder Massons Trichrom nach den Standard-Herstellerprotokollen.</li>
</ol>Hämatoxylin und Eosin Färbung ermöglicht die Berechnung von Kennzeichen der regenerierenden Muskeln, wie: a) die Anzahl der Myofiber; b) Querschnittsfläche; c) die Anzahl der Myofiber, die einen zentralen Kern enthalten. Massons Trichrom wird verwendet, um den fibrotischen Index zu berechnen, indem die Gesamtfläche der Skelettmyofiber von der Gesamtfläche des Bildes subtrahiert wird: der resultierende Bereich spiegelt hauptsächlich das Bindemittel und das Fettinfiltrat des Muskels wider. Alle Analysen auf den Bildern konnten mit ImageJ Software (NIH) mit dem Messwerkzeug und dem Zellzähler-Plugin durchgeführt werden.

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</ol>

F.S.T. hat eine internationale Patentanmeldung eingereicht (Nr. PCT/GB2013/050112) einschließlich eines Teils der in diesem Artikel beschriebenen Strategie. Er erhielt finanzielle Unterstützung von Promimetic und DWC ltd. für seine Forschung.

iPSCs können auf unbestimmte Zeit erweitert werden, wobei ihr Selbsterneuerungspotenzial erhalten bleibt und so in eine breite Palette von Zelllinien12differenziert werden. Aus diesem und anderen Gründen gelten iPSC-abgeleitete Stamm-/Vorläuferzellen als vielversprechende Quelle für autologe Gen- und Zelltherapieansätze13. Eine zuvor veröffentlichte Arbeit der Autoren berichtete über die Erzeugung von Maus- und humanen myogenen Vorläufern aus iPSCs mit einem Phänotyp, der dem von Pericyt-abgeleitete...

Mesoangioblasten (MABs) sind gefäßassoziierte Muskelvorläufer, die aus einer Teilmenge von Pericyten1-3abgeleitet sind. Der Hauptvorteil von MABs gegenüber kanonischen Muskelvorläufern wie Satellitenzellen4 liegt in ihrer Fähigkeit, die Gefäßwand zu überqueren, wenn sie intraarteriell geliefert werden, und trägt somit zur Skelettmuskelregeneration in Zelltherapieprotokollen bei. Diese Funktion wurde sowohl in murinen als auch in Canine Modellen der Muskeldystrophie1,5,6bewertet und bestätigt. Diese präklinischen Studien haben die Grundlagen für eine klinische Erstphase-I/II-Studie auf der Grundlage einer intraarteriellen Transplantation von Spender-HLA-identischen MABs bei Kindern mit Duchenne-Muskeldystrophie (EudraCT-Nr. 2011-000176-33; derzeit im San Raffaele Hospital in Mailand, Italien) aufgebaut. Eine der Haupthürden der Zelltherapie-Ansätze, bei denen Milliarden von Zellen benötigt werden, um den Muskel eines ganzen Körpers zu behandeln, ist das begrenzte proliferative Potenzial des "Arzneimittels" (die Zellen). Darüber hinaus wurde vor kurzem gezeigt, dass es nicht möglich ist, MABs von Patienten zu erhalten, die von einigen Formen von Muskeldystrophien betroffen sind, da es bei Muskeldystrophie 2D (LGMD2D; OMIM #608099)7.
Um diese Einschränkungen zu überwinden, wurde vor kurzem ein Protokoll zur Ableitung von MAB-ähnlichen Stamm-/Vorläuferzellen aus menschlichen und murinen iPSCs eingerichtet7. Dieses Verfahren erzeugt leicht erweiterbare Zellpopulationen mit einer vaskulären Gensignatur und einem Immunphenotyp, der erwachsenen, von Muskel-abgeleiteten MABs sehr ähnlich ist. Nach Expression des myogenen Regulatorischen Faktors MyoD werden sowohl murine als auch menschliche IDEMs (bzw. MIDEMs und HIDEMs) terminaler Skelettmuskeldifferenzierung unterzogen. Um dieses Ziel zu erreichen, können IDEMs mit Vektoren transduziert werden, die myoD-Expression antreiben können, entweder konstitutiv oder in duetzbarer Weise8-10. Es wird ein lentiviraler Vektor verwendet, der MyoD cDNA enthält, der mit dem Östrogenrezeptor (MyoD-ER) verschmolzen ist, wodurch seine kernnukleare Translokation auf Tamoxifen (ein Östrogen-Analog-)Verabreichungermöglicht wird 11. Diese Strategie führt zur Bildung von hypertrophen mehrkernigen Myotuben mit hoher Effizienz7. Insbesondere IDEMs sind nichttumorigen, können bei der Transplantation die Wirtsmuskulatur ein- und differenzieren und können mit verschiedenen Vektoren(z. B. Lentiviren oder menschlichen künstlichen Chromosomen) genetisch korrigiert werden, was den Weg für zukünftige autologe therapeutische Strategien ebnet. Die Ableitung, Charakterisierung und Transplantation von IDEMs wurde in der obigen Publikation7beschrieben. Dieses Protokollpapier beschreibt die Assays, die durchgeführt wurden, um die in vitro myogene Differenzierung von IDEMs und die anschließenden Ergebnismessungen zu bewerten, um die Wirksamkeit ihrer Transplantation in Mausmodellen der Muskelregeneration zu testen.

<table><tbody><tr><td colspan="4">REAGENZIEN</td></tr><tr><td>MegaCell DMEM</td><td>Sigma</td><td>M3942</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Sigma</td><td>D5671</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>IMDM</td><td>Sigma</td><td>I3390</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Pferdeserum</td><td>Euroclone</td><td>ECS0090L</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum</td><td>Lonza</td><td>DE14801F</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>PBS Calcium/Magnesium frei</td><td>Lonza</td><td>BE17-516F</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>L-Glutammin</td><td>Sigma</td><td>G7513</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomicin</td><td>Sigma</td><td>P0781</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>2-Mercaptoethanol</td><td>Gibco</td><td>31350-010</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>ITS (Insulin-Transferrin-Selen)</td><td>Gibco</td><td>51500-056</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Nichtessentielle Aminosäurelösung</td><td>Sigma</td><td>M7145</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Fer-In-Sol</td><td>Mead Johnson</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Ferlixit</td><td>Aventis</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Ölsäure</td><td>Sigma</td><td>01257-10 mg</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Linolsäure</td><td>Sigma</td><td>L5900-10 mg</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Mensch bFGF</td><td>Gibco</td><td>AA 10-155</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Anbaufaktoren reduziert Matrigel</td><td>Becton Dickinson</td><td>356230</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Sigma</td><td>T3924</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Natriumheparin</td><td>Mayne Pharma</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Trypanblau-Lösung</td><td>Sigma</td><td>T8154</td><td>SCHÄDLICH</td></tr><tr><td>Patentblauer Farbstoff</td><td>Sigma</td><td>19, 821-8</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma</td><td>E-4884</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>TAAB</td><td>P001</td><td>SCHÄDLICH</td></tr><tr><td>Tamoxifen</td><td>Sigma</td><td>T5648</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>4-OH Tamoxifen</td><td>Sigma</td><td>H7904</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>pLv-CMV-MyoD-ER(T)</td><td>Addgen</td><td>26809</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Cardiotoxin</td><td>Sigma</td><td>C9759</td><td>SCHÄDLICHES</td></tr><tr><td>Povidon-Jod</td><td></td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Tragachant Kaugummi</td><td>MP Biomedicals</td><td>104792</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Isopenthan</td><td>VWR</td><td>24.872.323</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Tissue-tek OCT</td><td>Sakura</td><td>4583</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>VWR</td><td>27.480.294</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Objektträger aus polarisiertem Glas</td><td>Thermo</td><td>J1800AMNZ</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Eosin Y</td><td>Sigma</td><td>E4382</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Hämatoxylin</td><td>Sigma</td><td>HHS32</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Masson's Trichrome</td><td>Bio-Optica</td><td>04-010802</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Maus Anti Myosin Schwerkette Antikörper</td><td>DSHB</td><td>MF20</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Maus Anti Lamin A/C Antikörper</td><td>Novocastra</td><td>NLC-LAM-A/C</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Sigma Fluka</td><td>B2261</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Kaninchen Anti Laminin Antikörper</td><td>Sigma</td><td>L9393</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td colspan="4">MATERIALIEN UND AUSRÜSTUNG</strong</td></tr><tr><td>>Adsorbierbares antibakterielles Nahtmaterial 4-0</td><td>Ethicon</td><td>vcp310h</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>30 G Nadelspritze</td><td>BD</td><td>324826</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Laufband</td><td>Columbus Instrument</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Steromikroskop</td><td>Nikon</td><td>SMZ800</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Inverses Mikroskop</td><td>Leica</td><td>DMIL LED</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Isofluran-Einheit</td><td>Harvad Apparatus</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Glasfaser</td><td>Euromecs (Holland)</td><td>EK1</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>Vet Tech</td><td>C17A1</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Skalpelle</td><td>Swann-Morton</td><td>11REF050</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Chirurgische Zange</td><td>Fine Scientific Tools</td><td></td><td>5/45</td></tr><tr><td>Hochtemperatur-Kauterisator</td><td>Bovie Medical</td><td>AA01</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td colspan="4">MEDIA COMPOSITION<</td></tr><tr>td colspan="4">Die Zusammensetzung des Mediums ist unten aufgeführt. HIDEMs Wachstumsmedium: <ul> <li>MegaCell Dulbecco's Modified Eagle Medium (MegaCell DMEM)</li> <li>5% fötales Rinderserum (FBS)</li> <li>2 mM Glutamin</li> <li>0,1 mM &beta;-Mercaptoethanol</li> <li>1% nichtessentielle Aminosäuren</li> <li>5 ng/ml humaner basischer Fibroblasten-Wachstumsfaktor (bFGF)</li> <li>100 I.E., Penicillin</li> <li>100 mg/ml, Streptomycin</li> </ul> Alternativ, wenn einige der oben genannten Reagenzien nicht verfügbar sind, können HIDEMs gezüchtet werden in: <ul> <li>Iscove's Modified Dulbecco's Medium (IMDM)</li> <li>10% FBS</li> <li>2 mM Glutamin</li> <li>0,1 mM &beta;-Mercaptoethanol</li> <li>1% nicht-essentielle Aminosäuren (NEAA)</li> <li>1% ITS (Insulin/Transferrin/Selen)</li> <li>5 ng/ml Mensch bFGF</li> <li>100 I.E. ml Penicillin</li> <li>100 mg / ml Streptomycin</li> <li>0,5 &mu; Möl- und Linolensäure</li> <li>1,5 &mu; M Fe2+ (Fer-In-Sol)</li> <li>0.12 &mu; M Fe3+ (Ferlixit)</li> </ul> MIDEMs Wachstumsmedium: <ul> <li>DMEM</li> <li>20% FBS</li> <li>2 mM Glutamin</li> <li>5 ng/ml humanes bFGF</li> <li>100 IE ml Penicillin</li> <li>100 mg/ml Streptomycin</ li> </ul> Differenzierungsmedium: <ul> <li>DMEM</li> <li>2% Pferdeserum (HS)</li> <li>100 IE ml Penicillin</li> <li>100 mg/ml Streptomycin</li> <li>2 mM Glutamin</li> </ul> </td></tr><tr><td colspan="4"><stark>Tabelle 1. Liste der Reagenzien, Materialien, Geräte und Medien.</td></tr></tbody></table>

transplantation von induzierten pluripotenten stammzellen-abgeleiteten mesoangioblast-ähnlichen myogenen vorläufern in mausmodellen der muskelregeneration

Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration

Patienten-abgeleitete iPSCs könnten eine unschätzbare Quelle von Zellen für zukünftige autologe Zelltherapieprotokolle sein. iPSC-abgeleitete myogene Stamm-/Vorläuferzellen, ähnlich wie pericyt-abgeleitete Mesoangioblasten (iPSC-abgeleitete Mesoangioblast-ähnliche Stamm-/Vorläuferzellen: IDEMs) können aus iPSCs hergestellt werden, die von Patienten generiert werden, die von verschiedenen Formen der Muskeldystrophie betroffen sind. Patientenspezifische IDEMs können mit unterschiedlichen Strategien(z.B. lentivirale Vektoren, menschliche künstliche Chromosomen) genetisch korrigiert und in ihrem myogenen Differenzierungspotenzial bei Überexpression des Myogenese-Reglers MyoD verbessert werden. Dieses myogene Potenzial wird dann in vitro mit spezifischen Differenzierungstests bewertet und durch Immunfluoreszenz analysiert. Das regenerative Potenzial von IDEMs wird in vivo,bei intramuskulärer und intraarterieller Transplantation in zwei repräsentativen Mausmodellen mit akuter und chronischer Muskelregeneration weiter evaluiert. Der Beitrag von IDEMs zum Wirtsskelettmuskel wird dann durch verschiedene Funktionstests an transplantierten Mäusen bestätigt. Insbesondere wird die Verbesserung der Motorkapazität der Tiere mit Laufbandtests untersucht. Die Zelltransplantation und -differenzierung wird dann durch eine Reihe von histologischen und immunfluoreszenz-Assays auf transplantierte Muskeln bewertet. Insgesamt beschreibt dieses Papier die Assays und Werkzeuge, die derzeit zur Bewertung der Differenzierungsfähigkeit von IDEMs eingesetzt werden, wobei der Schwerpunkt auf den Transplantationsmethoden und anschließenden Ergebnismaßnahmen zur Analyse der Wirksamkeit von Zelltransplantationen liegt.

Die gemeldeten repräsentativen Ergebnisse folgen den wichtigsten In-vitro/in-vivo-Assays, die im Workflow in Abbildung 1dargestellt sind. 48 Stunden nach 4OH-tamoxifen Verabreichung MyoD-positive Kerne sind innerhalb von MyoD-ER transduced IDEMs in Kultur identifizierbar (Abbildung 2A). Die Zellen verschmelzen dann und differenzieren sich in mehrkernige Myoröhren (Abbildung 2B). Bei der intramuskulären Transplantation in ein murines Modell akuter Muskelverletzun...

Induzierte pluripotente Stammzell (iPSC)-abgeleitete myogene Vorläufer sind vielversprechende Kandidaten für Zelltherapiestrategien zur Behandlung von Muskeldystrophien. Dieses Protokoll beschreibt Transplantations- und Funktionsmessungen, die erforderlich sind, um die Engraftmentierung und Differenzierung von iPSC-abgeleiteten Mesoangioblasten (eine Art von Muskelvorläufern) in Mausmodellen der akuten und chronischen Muskelregeneration zu bewerten.

Transplantation von induzierten pluripotenten Stammzellen-abgeleiteten mesoangioblast-ähnlichen myogenen Vorläufern in Mausmodellen der Muskelregeneration

Patient-derived iPSCs could be an invaluable source of cells for future autologous cell therapy protocols. iPSC-derived myogenic stem/progenitor cells ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, das myogene Potenzial aus induzierten pluripotenten Stammzellen abgeleiteter Muskelvorläuferzellen in Mausmodellen der akuten und chronischen Muskelregeneration zu bewerten. Dies wird erreicht, indem zunächst das myogene Potenzial der Zellen in vitro untersucht wird. Der zweite Schritt besteht darin, die Zellen mittels intramuskulärer Injektion zu transplantieren.Alternativ werden Zellen über ein mikrochirurgisches Verfahren in die Arteria femoralis injiziert. Der letzte Schritt besteht in der Bewertung der funktionellen Verbesserung des dystrophen Phänotyps der behandelten Tiere. Schließlich werden Immunfluoreszenz- und Histologieanalysen verwendet, um die Integration und den funktionellen Beitrag der Spenderzellen in die Muskulatur des Wirts nachzuweisen.Mit dieser Methode lassen sich zentrale Fragen im Bereich der Regeneration des Skelettmuskels beantworten, beispielsweise die Untersuchung von Zelltherapieansätzen. Die Bedeutung dieser Technik reicht bis zur Therapie von Muskeldystrophien, da sie den Weg zu autologen Zelltherapiestrategien unter Verwendung von IPS-Zellen und DER-Progenitoren ebnen könnte. Obwohl diese Methode Einblicke in stammzellbasierte Therapien ermöglicht, kann sie auch auf andere Systeme angewendet werden, wie beispielsweise die intramuskuläre oder intraarterielle Applikation von Molekülen und die anschließende Analyse der Wirkung auf Muskelphysiologie und -morphologie.Die Idee für diese Methode entstand zunächst, als uns bewusst wurde, dass die Kultur von IPSL eine Möglichkeit bieten könnte, einige der Einschränkungen adulten Stammzellen zu überwinden, wie beispielsweise die Verfügbarkeit aus Gewebeproben und ihr Expansionspotenzial. Erzeugen Sie zunächst eine stabile Zelllinie von Zellen, die mit einem Tamoxifen-induzierbaren Vektor transduziert wurden, der den Myogenese-Regulator MyoD überexprimiert. Beschichten Sie eine Platte mit 1 % MatriGel, waschen Sie sie mit Medium aus und besäen Sie sie mit den transduzierten Zellen. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 Grad Celsius in Wachstumsmedium. Die Zellen sollten innerhalb eines oder zwei Tage konfluent werden.Wenn sie bereit sind, fügen Sie ein Mikromolar Hydroxytamoxifen in das Wachstumsmedium hinzu. Nach 24 Stunden ersetzen Sie das Wachstumsmedium durch Differenzierungsmedium, das mit einem Mikromolar Hydroxytamoxifen ergänzt ist.Untersuchen Sie die Kulturen täglich auf die Bildung von Myoröhren und ersetzen Sie abwechselnd die Hälfte des Mediums durch frisches Differenzierungsmedium, sobald die Kulturen bereit sind. Sie werden in Transplantationsassays verwendet.Hier werden dystrophe und immundefiziente Mäuse verwendet, um das Ausmaß der Einwanderung nach intramuskulärer Transplantation zu bestimmen. Behandeln Sie die Tiere 24 Stunden vor der Transplantation mit einer Injektion von Tamoxifen. Die Zellen sollten ebenfalls am Vorabend durch Zugabe von Tamoxifen in das Wachstumsmedium vorbehandelt werden.Am Tag der Transplantation werden die Zellen durch Trypsin abgel&ouml;st, gez&auml;hlt und zentrifugiert; anschlie&szlig;end werden sie einmal mit PBS gewaschen und in kalzium- und magnesiumfreiem PBS suspendiert, um eine Konzentration von zehn hoch sechs Zellen pro 30 Mikrolitern zu erreichen. Nach der An&auml;sthesie des Tieres und der Desinfektion der Haut wird der Musculus tibialis anterior lokalisiert. Der Ansatzpunkt des proximalen Sehnenansatzes wird identifiziert und die Nadel eingef&uuml;hrt.Spitze zwei Millimeter unterhalb dieses Punkts. Führen Sie fünf Millimeter der Nadel in einem Winkel von 15 Grad relativ zur Tibia ein und injizieren Sie langsam die Zellsuspension, während Sie die Nadel zurückziehen. Leeren Sie die Spritze, wobei zwei Millimeter der Nadel noch im Muskel verbleiben.Beachten Sie Vorsicht beim Entfernen der Nadel aus dem Muskel, um ein Verschütten der Zellsuspension durch die Nadelbahn zu vermeiden. Nach denselben Verfahren werden Gastroanämie-Injektionen zwei Millimeter oberhalb der myotendinösen Verbindung der Achillessehne und des Quadrizeps durchgeführt. Femme-Injektionen werden zwei Millimeter oberhalb der distalen Sehne für eine intraarterielle Transplantation durchgeführt.Behandeln Sie die Tiere und Zellen wie zuvor gezeigt mit Tamoxifen vor. Wenn die Zellen zur Transplantation bereit sind, werden sie wie zuvor beschrieben vorbereitet, mit dem Unterschied, dass sie vor der Zentrifugation filtriert werden. Resuspendieren Sie das Pellet in kalzium- und magnesiumfreier PBS und geben Sie 10 % Patentblaufärbung hinzu, um die Verteilung der Zellsuspension sichtbar zu machen.Hängen Sie die Zellen vorsichtig im Spritzeninhalt auf und entfernen Sie alle Luftblasen vor der Injektion. Nach der Anästhesie rasieren und desinfizieren Sie die Region wie gezeigt, führen Sie einen fünf bis sieben Millimeter langen Schnitt durch und lokalisieren Sie das femorale Bündel. Entfernen Sie vorsichtig mit einer Pinzette die das Bündel umgebende Bindegewebsfaszie. Trennen Sie anschließend vorsichtig die Vena femoralis und den Nervus femoralis von der Arterie, indem Sie die Spitze einer Pinzette vorsichtig zwischen sie einführen und die Öffnung schrittweise vergrößern.Die Vena femoralis ist empfindlich. Achten Sie darauf, sie beim Lösen von der Arteria femoralis nicht einzuklemmen. Nach der Trennung heben Sie die Arterie mit einer Pinzettenspitze an und klemmen die Arterie mit der anderen Spitze ab.Mit einer 30-G-Nadel die Arterie punktieren und 50 Mikroliter der Zellsuspension stromabwärts des geklammerten Bereichs mit einer Infusionsgeschwindigkeit von etwa fünf Mikrolitern pro Sekunde injizieren. Die Nadel und die Pinzette langsam aus der Arterie entfernen, um den Blutfluss in das Gliedmaßen wiederherzustellen. Mit steriler Gaze Druck ausüben, um Blutungen zu vermeiden, und gegebenenfalls kauterisieren.Der Patentblau-Farbstoff ermöglicht die sofortige Erkennung einer korrekt platzierten Injektion; bei korrekter Injektion färbt sich das gesamte Gliedmaß rasch hellblau. Nähen Sie die Wunde und überwachen Sie die Tiere, bis sie sich erholt haben. Verabreichen Sie drei Tage lang Analgetika und untersuchen Sie die Wunde. Tägliche Veränderungen der motorischen Leistungsfähigkeit behandelter Mäuse werden mittels des Laufbandtests evaluiert. Die Basislinienmessungen beginnen etwa einen Monat vor der Behandlung und dienen zur Beurteilung der Verbesserung jedes getesteten Tieres. Der erste Schritt besteht darin, die Tiere vor dem Test an die körperliche Betätigung zu gewöhnen. Stellen Sie dazu das Laufband auf eine Geschwindigkeit von sechs Metern pro Minute für 10 Minuten ein. Wiederholen Sie diesen Vorgang an jedem zweiten Tag über eine Woche hinweg.Nachdem sie mit dem Gerät vertraut sind, stellen Sie die Neigung auf 10 Grad ein und setzen Sie die Tiere in die Laufbandspuren. Schalten Sie das Laufband mit einer Startgeschwindigkeit von sechs Metern pro Minute ein. Stupsen Sie jedes Tier sanft an, das nicht bereit ist, die Bewegung zu beginnen.Als Nächstes starten Sie die Stoppuhr und erhöhen die Geschwindigkeit alle zwei Minuten um zwei Meter pro Minute, sobald ein Tier länger als fünf Sekunden im Ruhebereich liegt. Berühren Sie es vorsichtig mit einem Stab, um den Wiedereinstieg in das Laufbandtraining zu stimulieren, ohne das Laufband erneut zu aktivieren. Eine Maus gilt als ermüdet, wenn sie länger als fünf Sekunden im Ruhebereich liegt, ohne einen Wiedereinstieg in das Laufbandtraining zu versuchen.Nach einer Serie von drei aufeinanderfolgenden mechanischen Reizen, jeweils einem alle fünf Sekunden, die Leistung jedes Tieres aufzeichnen und die Messungen wöchentlich oder alle 10 Tage mindestens dreimal wiederholen, beginnend zwei Wochen nach der Zelltransplantation. Dieselbe Prozedur bei den behandelten Mäusen nach der Testung erneut durchführen.Verwenden Sie Vergleiche mit dem Ausgangswert, um Veränderungen der Leistung zu bewerten. 48 Stunden nach der Verabreichung von vier Hydroxytamoxifen sind myo-de-positive Kerne in myo-DER-transduzierten Objekten in Kultur nachweisbar. Wie hier zu sehen ist.Nach einer Woche verschmelzen die Zellen und differenzieren sich zu mehrkernigen Myotuben. Bei intramuskulärer Transplantation in ein Spiegelmodell einer akuten Muskelverletzung tragen die Präparate zur Geweberegeneration bei, was sich in den Ergebnissen des Laufbandtests zeigt. Der Belastungstest zeigt eine Verbesserung der motorischen Kapazität der behandelten Mäuse nach der Transplantation.Ex-vivo-Analysen von transplantierten Muskeln zeigen GFP-positive Bereiche, die das Ausmaß der Kolonisation von IMS im Wirtsgewebe widerspiegeln, und belegen somit, dass Spenderzellen in dystrophische Muskulatur einwandern. Wichtig ist, dass transplantierte Zellen in der Lage sind, sich in vivo zu differenzieren und neue skelettmuskuläre Myofasern zu bilden. Dieses Beispiel zeigt die Expression von Alpha-Sarkoglykan aus genetisch korrigierten IMS in Alpha-Sarkoglykan-defizienten Skid-Beige-Mäusen.Die Masson-Trichrom-Färbung zeigte eine Abnahme der Menge an fibrotischem Gewebe im behandelten Muskel. Im Anschluss an dieses Verfahren können Methoden wie der FreeWheel-Test, der Evans-Blau-Diop-Test sowie Einzelfaser- oder Ganzmuskelmechanik durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zur Verbesserung der willkürlichen motorischen Kapazität, der Faserbrüchigkeit und der spezifischen Kraft zu beantworten. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Differenzierungsfähigkeit, das Transplantationspotenzial und die funktionelle Wirksamkeit von aus IPS-Zellen abgeleiteten myogenen Vorläuferzellen mithilfe von In-vitro-, In-vivo- und Ex-vivo-Assays bewerten kann.

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Forschung

JoVE Journal

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Biotechnik

Tracking-Dynamics of Muscle Engraftment bei Kleintieren durch In Vivo Fluorescent Imaging

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Minimal-Invasive Muskel einbetten (MIME) - eine neuartige experimentelle Technik, Spender-Zell-vermittelten Myogenesis zu erleichtern

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Durchführung von Human Skeletal Muscle Xenografts bei immundefizienten Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt die Umwandlung von Hautfibroblasten in Myoblasten und deren Differenzierung in Myotuben. Die Zelllinien stammen von Patienten mit neuromuskulären Störungen und können zur Untersuchung pathologischer Mechanismen und zur Erprobung therapeutischer Strategien verwendet werden.

Direkte Umprogrammierung menschlicher Fibroblasten in Myoblasten zur Untersuchung von Therapien für neuromuskuläre Störungen

Dieses Protokoll beschreibt und vergleicht zwei repräsentative Methoden zur Differenzierung von hiPSCs in mesenchymale Stromazellen (MSCs). Die Monolayer-Methode zeichnet sich durch geringere Kosten, einfachere Bedienung und leichtere osteogene Differenzierung aus. Die Methode der Embryoidkörper (EBs) zeichnet sich durch einen geringeren Zeitaufwand aus.

Vergleich zweier repräsentativer Methoden zur Differenzierung humaner induzierter pluripotenter Stammzellen in mesenchymale Stromazellen

Erfahren Sie die Transplantation von iPSC-abgeleiteten myogenen Vorläufern zur Muskelregeneration in Mausmodellen. Diese Methode umfasst intramuskuläre und arterielle Injektionstechniken sowie funktionelle Bewertungen.

Transplantation von induzierten pluripotenten Stammzellen-abgeleiteten mesoangioblast-ähnlichen myogenen Vorläufern in Mausmodellen der Muskelregeneration (Video) | JoVE Journal

Transplantation von induzierten pluripotenten Stammzellen-abgeleiteten mesoangioblast-ähnlichen myogenen Vorläufern in Mausmodellen der Muskelregeneration

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