Name: Ratiometric Biosensors, dass die mitochondriale Redox Staats-und ATP in lebenden Hefezellen Messen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-07-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 22 s
Description: Erfahren Sie die Verwendung ratiometrischer Biosensoren zur Messung des mitochondrialen Redoxzustands und ATP-Spiegels in lebenden Hefezellen. Diese GFP-basierte Methode ermöglicht subzelluläre Auflösung für die Analyse mitochondrialer Funktion.

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Diese Arbeit wurde durch Auszeichnungen von HHMI 56006760 zu JDV, die National Institutes of Health (NIH) (2 TL1 RR 24158-6) zu dmaw, und aus der Ellison Medical Foundation (AG-SS-2465) und der NIH (GM45735 unterstützt, GM45735S1 und GM096445) auf LP. GM45735S1 wurde vom NIH im Rahmen des American Recovery and Reinvestment Act von 2009. Die Mikroskope für diesen Studien verwendet wurden zum Teil durch ein NIH / NCI Zuschuss (5 P30 CA13696) unterstützt.

1. Transformation von Hefezellen mit den Biosensoren <ol><li> Verwandeln Sie den gewünschten Hefestamm mit Plasmid Lager mito-roGFP oder mitGO-ATeam2 mit dem Lithiumacetatverfahren 27. </li><li> Zur Transformation mit dem Plasmid-borne Biosensor zu bestätigen und um den Verlust des Plasmids zu verhindern, auszuwählen und aufzubewahren Transformanten auf den entsprechenden selektiven synthetischen Vollmedium (SC-Ura für Mito-roGFP oder SC-Leu für mitGo-ATeam2). Wenn das fluoreszierende Sonde in einem anderen Plasmid als hier beschrieben subkloniert worden, verwenden Sie die entsprechende selektiven Medium. Visualisieren Transformanten mittels Fluoreszenzmikroskopie, um zu bestätigen, dass sie die fluoreszierenden Biosensor ausdrücken und zeigen normale mitochondriale Morphologie. </li></ol> 2. Wachstum von Zellen und Vorbereitung für den Imaging Zellfunktion und Ansprechen auf medikamentöse Behandlung sind stark abhängig von der Zelldichte und Stoffwechselaktivität. Die besten Ergebnisse werden erhalten, wenn die Zellenaktiv Teilen (mid-log-Phase, ~ 0.5 - 1 x 10 7 Zellen / ml). Der zuverlässigste Weg bis zur mittleren logarithmischen Phase Kulturen gleichmäßige Dichte zu erzeugen, ist von einer stationären Phase pre-Kultur zu impfen. <ol><li> Bereiten Sie einen stationären Phase Vorkultur: wählen Sie eine einzelne Kolonie von transformierten Zellen von einem Teller und impfen selektiven flüssigen Medien (5 ml in einem 50 ml konischen Boden-Rohr). Wachsen bei 30 ° C unter Schütteln bei 225 rpm, bis die optische Dichte der Kultur bei 600 nm (OD 600) ein Plateau (24-48 h) erreicht hat. </li><li> Bereiten Sie eine mid-log-Phase Kultur für die Beobachtung: verwenden Sie die entsprechende Volumen Vorkultur bis 5 ml selektives Medium in einem 50 ml konischen Röhrchen-bottom impfen. YPD Medien autofluoreszierenden und sollte nicht für diese Studien eingesetzt werden. Verwenden synthetische vollständige, Glucose basiert, Dropout (SC-Ura) Medien. Wachsen Zellen bei 30 ° C, Schütteln bei 225 rpm für 4-16 h, bis sie Mitte der log-Phase (~ 0.5 - 1 x 10 7 Zellen / ml) zu erreichen. Die Zelldichte bestimmt werdendurch Messung OD 600; kalibrieren Spektralphotometer, um die korrekte Lesung OD 600 zu bestimmen. Auf unserer Beckman DU530 (Beckman Coulter, Indianapolis, IN), entspricht mid-log-Phase bis zu einer OD 600 von 0,1-0,3. </li></ol> Mito-roGFP1 Sinne Schwankungen in der Organellen in Reaktion auf metabolische Veränderungen. Zum Beispiel wird in diesem Assay mitochondrialen Redox-Zustand ändert, wenn Hefe auf fermentierbaren Kohlenstoffquellen (zB Glucose, wie in SC-Medien) im Vergleich zu nicht-fermentierbaren Kohlenstoffquellen (zB Glycerin, wie in SGlyc Medien) wachsen, und sogar in verschiedenen Chargen des gleichen Medien. Daher verwenden die gleiche Charge von Medien für alle Experimente. <ol start="3"><li> Zellen bereit für die Konzentration (siehe Schritt 2.4) und Bildgebung, wenn keine Behandlung durchgeführt wird. Wenn Zellen behandelt werden, inkubieren Zellen mit der entsprechenden Behandlung und fahren Sie mit dem nächsten Schritt. </li><li> Konzentrat 1 ml Kultur durch Zentrifugation bei 6.000 xg für 15 sec undResuspension des Zellpellets in 20 ul Medien. Diese Bedingungen zur Maximierung der Anzahl der unterscheidbaren Zellen im Blickfeld. </li><li> Tragen Sie 2 ul der resuspendierten Zellen auf einen Objektträger. Deckel mit einem Deckglas (Nr. 1,5, vorzugsweise High-Performance 170 ± 5 um Dicke), und die Ränder des Deckglases mit klarem Nagellack oder valap (siehe Reagenzien). Um mit valap versiegeln, schmelzen Sie eine kleine Menge auf einem Metall-Spatel, indem es über einen Bunsenbrenner, dann können Sie ein wenig an den Rändern des Deckglases. </li><li> Pflegen Zellen bei 30 ° C während der Bildgebung. Ein Ziel Heizer an den 100x Ölimmersionslinse zur Abbildung funktioniert gut für diese Anwendung. Unter diesen Bedingungen bleiben Mitochondrienmorphologie, Redox-Zustand und ATP-Spiegel während der Bildgebung für 10-15 min unverändert. </li></ol> 3. Imaging-Setup <ol><li> Setup for Imaging mito-roGFP1 auf einer Weitfeld-Fluoreszenzmikroskop Die Schritte werden hier zum AxioObse zugeschnittenrver.Z1 Mikroskop mit einer Colibri LED Erregungsquelle, einem Weitwinkel-Kamera und Orca ER Axiovision Erwerb Software ausgestattet. Photobleaching beider Kanäle und Photokonversion oxidiert mito-roGFP1 deutlich mit LED-Beleuchtung im Vergleich zu Quecksilberbogenlampe Beleuchtung (siehe unten) reduziert. Um Signal und Auflösung zu maximieren, verwenden Sie die höchste numerische Apertur möglich in das Ziel und die niedrigste Vergrößerung für die ausreichende räumliche Auflösung bietet. Darüber hinaus ist für mito-roGFP Bildgebung, sicherzustellen, dass das Ziel auch bei 365 nm überträgt. Die 100x/1.3NA EG PlanNeofluar Objektiv (Zeiss) funktioniert gut für diese Anwendung. Konfigurieren Sie die Software, um die Übernahme oxidierten und reduzierten mito-roGFP1 Arten zu erfassen. Wir verwenden die folgenden Bedingungen. <ol><li> Konfigurieren Sie den Kanal für oxidierte mito-roGFP der Anregung bei 365 nm (100% LED-Leistung) und einer Emission Filter geeignet für GFP, wie der 38 HE Filter Set (Zeiss) verwenden, mit dem mitgelieferten excitation-Filter aus dem Cube entfernt. Entfernen der Anregungsfilter ermöglicht Anregung bei 365 nm und sowohl 470 nm, ohne dass Filter wechseln, wodurch erreichbar Zeitauflösung. </li><li> Konfigurieren Sie den Kanal für reduzierte mito-roGFP auf Anregung bei 470 nm (100% Leistung LED) nutzen und, wie oben erwähnt, das gleiche Emissionsfilters Würfel für die oxidierte mito-roGFP verwendet. Stellen Sie die Kamera auf 1x1 Binning auf räumliche Auflösung zu optimieren. </li><li> Set Software az Stapel bestehend aus 11 Scheiben mit 0,5 um Abstand, sammeln beide Kanäle an jeder z-Position zu erwerben. Diese Art der Erfassung ist langsamer als der Erwerb jedes z Stapel wiederum, aber es verhindert Artefakte aus mitochondrialen Bewegung zwischen Erwerb der oxidierten und reduzierten Kanäle. </li><li> Bild mehrere Zellen zu bestimmen, eine geeignete Belichtungszeit, die Erzeugung eines starken, aber nicht sättigenden Signals. Es ist wichtig, das Verhältnis der Belichtungszeiten für oxidierten und reduzierten Mito-roGFP1 für alle Experiment erhaltens. Zum Beispiel sollte, wenn die Belichtungszeiten für oxidierten und reduzierten mito-roGFP1 sind 300 und 100 ms, bzw. dann die Belichtungszeit für oxidierte mito-roGFP1 3 mal sein, dass für reduzierte mito-roGFP für alle Experimente. </li></ol></li><li> Setup for Imaging mitGO-ATeam2 auf einer spektralen konfokalen Mikroskop Um ATP-Spiegel mit mitGO-ATeam2, die Fluoreszenz von GFP (Emissionsmaximum 510 nm) zu quantifizieren müssen aus, dass von OFP (Emissionsmaximum 560 nm) unterschieden werden. Es gibt Fluoreszenzfilter Sätze, die die Fluoreszenz von diesen Fluorophoren emittierte lösen. Allerdings finden wir, dass eine spektrale Detektor, auf vielen konfokalen Laser-Scanning-Mikroskope, funktioniert am besten für diese Anwendung. Eine spektrale Detektor trennt die Fluoreszenzemission in viele Komponenten (typischerweise 32 oder mehr) entsprechend der Wellenlänge. Mehrere benachbarte Wellenlängenbändern kann in einem Bild Kanal kombiniert werden. Die Wellenlängen kombiniert werden empirisch so Signals von G maximiert wirdFP und OFP bei gleichzeitiger Vermeidung von Crossover-Signal, das würde beschämen die FRET-Messung. Verwenden Sie die höchste numerische Apertur Objektiv zur Verfügung. Wir verwenden eine 100x/1.49 oder 60x/1.49 Apo-TIRF Objektiv. Wir verwenden die Nikon A1R konfokalen Mikroskop NIS Elements Software. Konfigurieren Sie die Software, um die Übernahme ATP-gebundenen und ungebundenen ATP-mitGO-ATeam2 Arten zu erfassen. Wir verwenden die folgenden Bedingungen. <ol><li> Set Lochkamera bis 1,0 Airy-Einheiten (AU), die auf unserem System entspricht az Auflösung von etwa 0,42 um. </li><li> Set Scan Zoom, um die Nyquist Grenze, die räumliche Information in das Bild zu maximieren nähern. Auf unserem System die Pixelgröße beträgt 0,12 um. </li><li> Weil Mitochondrien während der Bildgebung bewegen kann, kann es hilfreich sein, Imaging Geschwindigkeit durch Beschneiden des Feldes zu 512 x 256 Pixel erhöhen. Die gesamte Zeit benötigt, um Bilder einzeln in unserem System beträgt 1,0 sec, darunter ein 2-fach-Scan Durchschnitt. Je nach gewünschten räumlichen Auflösung kann das Feld weiter zuneh beschnitten werdene Zeitauflösung. </li><li> Excite bei 488 nm, und sammeln Emission 500-520 nm für GFP, und 550 bis 580 nm für OFP. Tatsächliche optimalen Werte können mit Merkmalen des bildgebenden Systems variieren. </li><li> Die optimale Laserleistung für unser System ist zwischen 6,0 und 6,4%. Die optimale Laserleistung für jede Mikroskopsystem variieren, aber wird idealerweise so niedrig wie möglich und dabei dennoch eine interpretierbare Bild. Eine interne oder externe Leistungsmesser Änderungen der Laserleistung, welche normalerweise im Laufe der Zeit in einem optischen System zu überwachen. </li><li> Stellen-Verstärkung und Beleuchtungslichtintensität um den erfassten Bereich von Pixelwerten zu maximieren aber vermeiden Sättigung des Signals, so viele Zellen wie möglich. Nicht analysieren alle Zellen mit mehr als 1% gesättigten Pixel. Bild alle Proben mit dem gleichen Ziel, Laserleistung, Scan Zoom, Pixelgröße, Gain und Offset. </li></ol></li></ol> 4. Image Acquisition <ol><li> Suchen Sie den Schwerpunkt pla<html> ne von Zellen von Interesse mit Durchlicht zu minimieren Bleichen der fluoreszierenden Sonde. </li><li> Nach dem Auffinden einer oder mehrerer Zellen von Interesse, muss eine z-Reihe durch die gesamte Tiefe einer typischen Zelle (ca. 7 um) mit einer Schrittweite von 0,5 um. </li><li> Bild anderen Zellen von Interesse auf der Folie, aber nicht ein einziges Bild Rutsche für länger als 15 min. Nach 15 min auf der Folie, verlieren Zellen Lebensfähigkeit. </li></ol> 5. Analyse Mitochondriale ATP-Ebene wird durch die Messung des Verhältnisses der mitGO-ATeam2 Emission bei 560 nm zu der bei 510 nm bestimmt 27 Die Redox-Zustand der Organellen als oxidiert (R / O)-Verhältnis von Mito-roGFP reduziert gemessen wird;. Dh Emission bei 510 nm nach Anregung bei 470 nm Emission bei 510 nm nach Anregung bei 365 nm unterteilt. Vor der Berechnung des Verhältnisses, subtrahieren wir Hintergrund und Bestimmen eines Schwellenwertes für Pixel, die zu der fluoreszierenden Mitochondrien. Zelt &quot;&gt; Public Domain (zB ImageJ 30) oder im Handel erhältlich (z. B. Volocity, Perkin-Elmer) Software für die Analyse von Mito-roGFP1 oder mitGO-ATeam2. Je nach Software für die Bildaufnahme verwendet und für die Analyse verwendet werden können, werden die Bilder können müssen zunächst in ein anderes Format umgewandelt werden, wie z. B. TIFF, vor dem Öffnen in der Analyse-Software. Werden Bilder umgewandelt werden, ist es wichtig zu überprüfen, ob Pixelwerte nicht während der Konvertierung geändert. Analyse der mito-roGFP1 Daten mit beide Programme ist unten beschrieben. Die Programm-Menüs und Optionen innerhalb jedes Menü in fett und kursiv hervorgehoben. 5.1 ImageJ Analyse <ol><li> Öffnen von Bildern und Art der Änderung auf 32-Bit: Bild → Typ → 32 bit. </li><li> Zeichnen Sie eine Region of Interest (ROI) in einem Gebiet, wo es keine Zellen. Berechnen Sie die mittlere Intensität in dieser ROI: Analysieren → Messen. </li><li> Subtrahieren Sie die berechnete Mittelwert Hintergrund aus dem Stapel: Prozess → Math → Subtrahieren. </li><li> Mit dem Z-Stapel abgezogen, um den mittleren Scheibe und die Schwelle von Mitochondrien: Bild → Einstellen → Threshold und klicken Sie an der Schwelle Fenster auf Übernehmen. Auf alle Scheiben in dem Stapel. Prüfen Set Hintergrund Pixel auf NaN. </li><li> Erstellen Sie das Verhältnis z Stapel: Prozess → Bild Calculator Teilen Sie die reduzierten Stapel durch den oxidierten für Z-Stapel für mito-roGFP1 Analyse. Teilen Sie die 560 nm (ATP gebundenen) Bild von den 510 nm (ATP ungebundenen) für mitGO-ATeam2 Analyse. </li><li> Zeichnen Sie eine ROI um den Bereich von Interesse. Wählen Analysieren → Extras → ROI-Manager, und klicken Sie auf Hinzufügen, um den ROI aufzeichnen. Mehrere Bereiche können im Manager gespeichert werden. In ROI-Manager, wählen Sie alle ROIs, dann wählen Sie MErz → Multi-Measure, um alle Stapel Scheiben zu messen. Exportieren von Daten in eine Tabellenkalkulation für die Analyse. </li></ol> 5.2 Volocity Analyse <ol><li> Importieren von Bildern in einem Volocity Bibliothek und erstellen Sie eine Bildsequenz mit 2 Kanälen. </li><li> Zeichnen Sie eine Region of Interest (ROI) in einem Gebiet, wo es keine Zellen. Wählen Sie: Extras → Verhältnis. </li><li> Verwenden Volocity, um den Hintergrund zu berechnen: Holen Von ROI. </li><li> Stellen Sie die Schwelle zur mitochondrialen Strukturen umfassen. </li><li> Aktivieren Sie die Option, um einen Regenbogen LUT dem Verhältnis Kanal anwenden. Die intensitätsmoduliert Kanal kann einen weniger laut Bild für Präsentations-, aber es sollte nicht zur Quantifizierung der durchschnittlichen Verhältnis verwendet werden. </li><li> Wählen Sie die Registerkarte Messung, wählen Sie das Verhältnis Kanal und ziehen eine ROI um den Bereich von Interesse. Messen Sie den Kanal-Verhältnis, ohne Null-Werte. Mehrere Bereiche können ausgewählt und gemessen werdengleichzeitig. Exportieren von Daten in eine Tabellenkalkulation für die Analyse. </li></ol>

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<li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Image+to+ImageJ%3A+25+years+of+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nature Methods. 9, 671-675 (2012).</li>
<li>Patterson, G. H., Lippincott-Schwartz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+photoactivatable+GFP+for+selective+photolabeling+of+proteins+and+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science+%28New+York%2C+N.Y.%29%22%5BJournal%5D)">A photoactivatable GFP for selective photolabeling of proteins and cells.</a> Science (New York, N.Y.). 297 (5588), 1873-1877 (2002).</li>
<li>Dairaku, N., Kato, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oligomycin+and+antimycin+A+prevent+nitric+oxide-induced+apoptosis+by+blocking+cytochrome+c+leakage%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Lab.+Clin.+Med%22%5BJournal%5D)">Oligomycin and antimycin A prevent nitric oxide-induced apoptosis by blocking cytochrome c leakage.</a> J. Lab. Clin. Med. 143 (3), 141-153 (2004).</li>
<li>Cannon, M. B., Remington, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Re-engineering+redox-sensitive+green+fluorescent+protein+for+improved+response+rate%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Sci%22%5BJournal%5D)">Re-engineering redox-sensitive green fluorescent protein for improved response rate.</a> Protein Sci. , 45-57 (2006).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Hier beschreiben wir Methoden, um mito-roGFP1 und mitGO-ATeam2 als Biosensoren nutzen zu mitochondrialen Redox-Zustand und ATP-Spiegel in lebenden Hefezellen zu beurteilen. Wir finden, dass die Expression von Plasmid-borne mito-roGFP1 oder mitGO-ATeam Ergebnisse in quantitativer Ausrichtung auf Mitochondrien, ohne offensichtliche Wirkung auf die mitochondriale Morphologie oder die Verbreitung oder auf zellulären Wachstumsraten. 3 Mito-roGFP1 können Änderungen in der mitochondrialen Redox-Zustand von stark erk...

Mitochondrien sind Organellen wichtig für die ATP-Produktion, Biosynthese von Aminosäuren, Fettsäuren, Häm, Eisen-Schwefel-Clustern und Pyrimidine. Mitochondrien spielen auch eine entscheidende Rolle bei Calcium-Homöostase, und in der Regulation der Apoptose. 1 Zunehmende Anzeichen Links Mitochondrien Altern und altersbedingte Krankheiten wie Parkinson, Alzheimer, Amyotrophe Lateralsklerose und Huntington-Krankheit. 2 Während Einzelpersonen ihr ganzes Leben leben Mutationen in mitochondrialer Proteine, die mit neurodegenerativen Erkrankungen assoziiert sind, treten die Krankheitssymptome erst im späteren Leben. Dies deutet darauf hin, dass Veränderungen in den Mitochondrien mit zunehmendem Alter, die Krankheit Pathologie entstehen lassen. Tatsächlich mitochondrialen Fitness mit insgesamt Zelle Gesundheit und Lebensdauer in Hefe-und Säugerzellen korreliert ist. 3,4 Hier beschreiben wir, wie man genetisch kodierten, ratiometrischen Fluoreszenzbiosensoren verwenden, um zwei kritische Merkmale Mitoc beurteilenhondria in lebenden Hefezellen: Redox-Zustand und ATP-Spiegel. Funktion der Mitochondrien bei der aeroben Energie Mobilisierung ist gut etabliert. Mitochondrialen Redox-Zustand ist ein Produkt der reduzierenden und oxidierenden Spezies in der Organelle, wie NAD + / NADH, FAD / FADH 2, NADP + / NADPH, Glutathion / Glutathion-disulfid (GSH / GSSG) und reaktive Sauerstoffspezies (ROS). Uncoupling Mitochondrien oder Hypoxie beeinflusst mitochondrialen Atmungskette Aktivität und verändert das Verhältnis von NAD + zu NADH in der Organellen. ROS, die durch ineffiziente Elektronentransfer zwischen Komplexe der Atmungskette in der inneren mitochondrialen Membran, sowie von der Desaminierung von Aminen über Monoaminoxidase in der äußeren mitochondrialen Membran 5 Schaden Lipide, Proteine ​​und Nukleinsäuren hergestellt werden und wurde zum Altern und altersbedingte neurodegenerative Erkrankungen 6,7,8 verknüpft. ROS spielen auch eine Rolle bei der Signaltransduktion in mitochondria, durch Oxidation von GSH. Zum Beispiel, NADH-Dehydrogenase trägt nicht nur zur ROS-Produktion, sondern auch durch Wechselwirkungen mit der Glutathion-Pool 9,10 geregelt. α-Ketoglutarat-Dehydrogenase und Aconitase, Komponenten des TCA-Zyklus, zeigen reduzierte Aktivität in oxidierenden Umgebungen 11,12. Tatsächlich ist Redox-abhängige Regulation der Aconitaseaktivität von Bakterien bis zu Säugetieren 13,14 konserviert. So, die Überwachung der Redox-Zustand und ATP-Konzentrationen von Mitochondrien ist entscheidend für das Verständnis ihrer Funktion und Rolle in Pathologie. Biochemische Methoden wurden verwendet, um das Redox-Zustand oder ATP-Spiegel von ganzen Zellen oder isolierten Mitochondrien beurteilen. Weit verbreitet Methoden, um die Redox-Zustand von ganzen Zellen oder beurteilen isolierten Mitochondrien sind auf der Messung der Werte des Redoxpaares GSH / GSSG 15 basiert. Das Luciferin-Luciferase-System wird häufig verwendet, um zu messen mitochondrialenATP-Spiegel entweder in permeabilisierten ganzen Zellen oder isolierten Mitochondrien. 16,17,18,19,20 In diesem Assay bindet Luciferase und ATP katalysiert die Oxidation von Luciferin und Chemilumineszenz. 21 die Intensität des emittierten Lichts ist proportional zu der Menge von ATP in der Reaktionsmischung. 22 Diese Methoden wurden grundlegende Informationen zur mitochondrialen Funktion, einschließlich der Feststellung, dass Patienten mit neurodegenerativen Erkrankungen, wie Alzheimer-Krankheit, abnormal niedrigen ATP-Spiegel haben gezeigt. 23 sie jedoch nicht verwendet werden, um Aufnahmen von lebenden, intakten Zellen werden. Darüber hinaus bieten Methoden Ganzzell-Analyse einen Durchschnitt von Redox-Zustand oder ATP-Spiegel in allen Kammern der Zelle. Messungen in isolierten Organellen sind potentiell problematisch, weil mitochondrialen Redox-Zustand oder ATP-Spiegel während der subzellulären Fraktionierung ändern kann. Schließlich zeigen neuere Studien aus unserem Labor und andere, dieMitochondrien innerhalb der einzelnen Zellen sind in ihrer Funktion heterogen, was sich wiederum auf die Lebensdauer von Mutter und Tochter-Zellen. 3 So gibt es eine Notwendigkeit, mitochondriale ATP-Spiegel und Redox-Status in lebenden Zellen mit subzellulären Auflösung zu messen. Die Biosensoren für die Funktion der Mitochondrien hier beschrieben werden sowohl auf Basis von GFP. Redox-sensitive GFP (roGFP) 24,25 ist eine GFP-Variante, in der Oberflächen-exponierten Cysteine ​​an das Molekül angefügt werden. roGFP wie Wildtyp-GFP, zwei Anregung Peaks (bei ~ 400 nm und ~ 480 nm) und ein Emissionsmaximum bei ca. 510 nm liegt. Oxidation der Cysteinreste in roGFP führt zu einer Erhöhung der Erregung bei ~ 400 nm. Reduction dieser Cysteine ​​begünstigt Anregung bei ~ 480 nm. Somit zeigt das Verhältnis von 510 nm Emission bei Anregung roGFP bei 480 nm und 400 nm die relative Menge von reduziertem und oxidiertem roGFP, die die Redox-Zustand des Fluorophors der Umgebung reflektiert. Zwei versIonen roGFP sind weit verbreitet: roGFP1 und roGFP2. Sowohl die gleichen Cystein Insertionen. roGFP1 auf Wildtyp-GFP und roGFP2 basierend auf S65T-GFP, die eine effizientere Anregung bei 480 nm hat und weniger effiziente Anregung bei 400 nm im Vergleich zu wtGFP 24 basiert. roGFP1 ist weniger empfindlich als pH roGFP2 und seine Dynamikbereich erstreckt sich weiter in die reduzierte Reichweite. So kann roGFP1 mehr nützlich für die Überwachung stärker reduzierenden Kompartimente wie Mitochondrien oder das Cytosol und Fächer mit variablen pH-Wert, wie Endosomen. roGFP2 bietet heller Signal und, in einigen Studien eine größere Dynamik als roGFP1 24,26. Studies in Arabidopsis thaliana zeigen, dass die Zeit für das Ansprechen auf Änderungen in Redox-Zustand erforderlich ist ähnlich für beide Sensoren (t ½ für die Oxidation, 65 und 95 sec und t ½ für die Reduktion, 272 und 206 sec für roGFP1 und roGFP2 bezeichnet) ist. 26 MitGO-ATeam2 ist eine minimal-invasive, sichereSensor, der mitochondrialen ATP-Maßnahmen in der Bäckerhefe Saccharomyces cerevisiae. GO-ATeam ist ein Förster-Resonanz-Energie-Transfer (FRET)-Sonde, die der ε-Untereinheit des F o F 1-ATP-Synthase besteht die zwischen FRET-Donor und Akzeptor fluoreszierende Proteine ​​(GFP und orange fluoreszierenden Protein (OFP), respectively). 27 Bindung von ATP an der ε-Untereinheit führt zu Konformationsänderungen in dem Protein, das die FRET-Donor bringen in enger Nähe zu dem Akzeptor und damit für Energieübertragung vom Donator zum Akzeptor. Es gibt zwei Varianten von GO-ATeam, GO-GO-ATeam1 und ATeam2. GO-ATeam2 hat eine höhere Affinität für MgATP als GO-ATeam1, so dass es für die Messung der in der Regel niedriger [ATP] in den Mitochondrien im Vergleich zum Cytosol. 27 Um mitochondrialen Redox-Zustand untersuchen, konstruierten wir ein Fusionsprotein (mito-roGFP1), bestehend aus roGFP1 fusioniert mit dem ATP9 Leader-Sequenz einnd ausgedrückt aus einer Zentromer-basierte (low copy number) Hefe-Expressionsplasmid unter Kontrolle des starken Glycerinaldehyd-3-Phosphat-Dehydrogenase (GPD) Promotor (p416GPD, Addgene). Wir verwendeten roGFP1 die Redox-Status von Mitochondrien in zunehmender Alterung des Modells Pilz Saccharomyces cerevisiae sondieren. Wir finden, dass roGFP1 können Veränderungen in der mitochondrialen Redox-Zustand, während des Alterns und in Reaktion auf die Verfügbarkeit von Nährstoffen auftreten, aber keinen offensichtlichen nachteiligen Effekt auf die Hefe-Zellen zu detektieren. Wir sehen auch, Variabilität in der Redox-Zustand der Mitochondrien innerhalb der einzelnen lebenden Hefezellen, ein Befund, der die Bedeutung eines Biosensors mit subzelluläre räumliche Auflösung unterstreicht. MitGO-ATeam2 ist eine Variante des GO-ATeam2, die die mitochondriale Signalsequenz von Cytochrom c Oxidase Untereinheit VIIIA am Aminoterminus von GO-ATeam2 eingesetzt ist. 27 Wir modifizierten die mitGO-ATeam2 Sonde (freundlicherweise vom Labor bereitgestellt H. Noji, Institut of Scientific and Industrial Research, Osaka University, Japan) zur Verwendung in Hefe durch Subklonierung es über Xba1 und HindIII in den Hefe-Expressionsvektor pAG415GPD-ccdB (Addgene, Cambridge, MA, USA), ein low-copy Plasmid mit dem starken konstitutiven GPD-Promotors. Wir drückten mitGO-ATeam2 in Bäckerhefe, und finden Sie durch Gegenfärbung mit dem DNA-bindenden Farbstoff DAPI, dass es lokalisiert ausschließlich auf Mitochondrien, wo es als ein effektives Sonde zu physiologischen Veränderungen in der mitochondrialen ATP-Spiegel zu messen. roGFP und GO-ATeam sowohl genetisch codiert. Als Ergebnis können sie eingeführt und stabil beibehalten in intakten Zellen, und Informationen über Redox-Zustand oder ATP-Spiegel in einzelnen lebenden Zellen. Darüber hinaus überwachen beide Biosensoren Änderungen in Redox-Zustand oder ATP-Spiegel, die auftreten, unter physiologischen Bedingungen. 28. Beide Sonden sind auch ratiometrischen. Als Ergebnis werden die Messungen mit diesen Fühlern aus nicht schwiernges in Biosensor Konzentration oder Probenbeleuchtung oder Dicke. Schließlich bieten beide Biosensoren subzelluläre räumliche Auflösung. Tatsächlich roGFP auf Mitochondrien, ER wurde gezielt Endosomen und Peroxisomen 24 und kann Änderungen in Redox-Zustand von jedem dieser Organellen, weitgehend unabhängig vom pH erkennen.

<table><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Reagenzien</td></tr><tr><td>Antimycin A</td><td>Sigma-Aldrich (St. Louis, MO)</td><td>1397-94-0</td><td>Gelöst in Ethanol zu einer 2 mg/ml Stammlösung.</td></tr><tr><td>SGlyc (synthetisches Glycerin) Hefewachstumsmedium *SGlyc-Ura weglassen **SGlyc-Leu</td><td></td><td></td> weglassen In <td>H2O auflösen. pH-Wert mit NaHCO3 auf 5,5 einstellen. Autoclave. Zutaten: 0,67% Hefestickstoffbase ohne Aminosäuren 3% Glycerin 0,05% Glucose 2 mg/ml Adenin 2 mg/ml Uracil* 1 mg/ml, L-Arginin 1 mg/ml, L-Histidin 1 mg/ml, L-Leucin** 3 mg/ml L-Lysin 2 mg/ml, L-Methionin 4 mg/ml, L-Phenylalanin 2 mg/ml, L-Tryptophan 3 mg/ml, L-Tyrosin-SC</td></tr><tr><td>(synthetisches vollständiges, glukosebasiertes) Hefewachstumsmedium *für SGlyc-Ura weglassen für SGlyc-Leu</td><td></td><td></td> In <td>H2O auflösen. pH-Wert auf 5,5 einstellen mit NaHCO3. Autoklav. Zutaten: 0,67% Hefestickstoffbase ohne Aminosäuren 3% Glucose 2 mg/ml, Adenin 2 mg/ml, Uracil* 1 mg/ml, L-Arginin 1 mg/ml, L-Histidin , 1 mg/ml, L-Leucin** 3 mg/ml, L-Lysin 2 mg/ml, L-Methionin 4 mg/ml L-Phenylalanin 2 mg/ml L-Tryptophan 3 mg/ml L-Tyrosin</td></tr><tr><td>Valap</td><td></td><td></td><td>Kombinieren Sie die Zutaten in einem Verhältnis von 1:1:1 (w:w:w). Schmelzen durch Eintauchen in einen 70°; C H2O Bad. Aliquot in Petrischalen aus Glas. Bei Raumtemperatur lagern. Zutaten: Vaseline, Hartparaffin, Lanolin</td></tr> <tr><td>&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Equipment und Software</td></tr><tr><td>Vorgereinigtes Gold Seal Rite-on Micro Slides</td><td>Thomas Scientific (Swedesboro, NJ)</td><td>3050</td><td>Größe: 25 x 75 mm; Dicke: 0,93 bis 1,05 mm</td></tr><tr><td>Hochleistungs-Deckgläser, Nr. 1,5, 18x18 mm</td><td>Zeiss (Thornwood, NY)</td><td>474030-9000-000</td><td>Diese sind weniger variabel in der Dicke (170&plusmn; 5 &mu; m) als Standard-Deckgläser, reduziert die sphärische Aberration und verbessert die 3D-Bildgebungsleistung</td></tr><tr><td>Fisherbrand Mikroskop-Deckglas, Nr. 1.5</td><td>Fisher Scientific (Pittsburgh, PA)</td><td>12-545E</td><td>Größe: 22 x 22 mm, Nr. 1.5 Dicke (170 &mu; m)</td></tr><tr><td>A1 konfokales Laser-Scanning-Mikroskop mit Spektraldetektor und 100x/1.49 NA Apo-TIRF Objektiv</td><td>Nikon (Melville, NY)</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>AxioObserver.Z1 Mikroskop, ausgestattet mit einem 100x/1,3NA EC Plan-Neofluar Objektiv (Zeiss) und Orca ER gekühlter CCD-Kamera (Hamamatsu) und gesteuert von der Axiovision Software</td><td>Zeiss (Thornwood, NY); Hamamatsu (Hamamatsu City, Japan)</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Volocity 3D-Bildanalysesoftware</td><td>Perkin Elmer (Waltham, MA)</td><td></td><td>Wiederherstellungsmodul für Dekonvolution; Quantifizierungsmodul für die Berechnung und Messung des Verhältnisses</td></tr><tr><td>ImageJ software</td><td>National Institutes of Health (Bethesda, MD)</td><td></td><td><a href="http://rsb.info.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsb.info.nih.gov/ij/</a></td></tr></tbody></table>

ratiometric biosensors, dass die mitochondriale redox staats-und atp in lebenden hefezellen messen

Ratiometric Biosensors that Measure Mitochondrial Redox State and ATP in Living Yeast Cells

Mitochondrien haben Rollen in vielen zellulären Prozessen, von Energiestoffwechsel und Calcium-Homöostase auf zellulärer Lebensdauer und den programmierten Zelltod steuern. Diese Vorgänge beeinflussen und werden durch die Redox-Status und die ATP-Produktion durch Mitochondrien beeinträchtigt. Hier beschreiben wir die Verwendung von zwei ratiometrischen, genetisch kodierte Biosensoren, die mitochondrialen Redox-Zustand und ATP-Spiegel in subzellulären Auflösung erkennen in lebenden Hefezellen können. Mitochondrialen Redox-Zustand wird unter Verwendung von Redox-sensitive Green Fluorescent Protein (roGFP), die an der mitochondrialen Matrix ausgerichtet ist. Mito-roGFP enthält Cysteine ​​an den Positionen 147 und 204 der GFP, die reversibel und umwelt-abhängige Oxidation und Reduktion, die wiederum verändern das Anregungsspektrum des Proteins unterzogen. MitGO-ATeam ist ein Förster-Resonanz-Energie-Transfer (FRET)-Sonde, in dem der ε-Untereinheit des F o F 1-ATP-Synthase eingeklemmt zwischen FRET-Donor und Akzeptor fluozierenden Proteinen. Die Bindung von ATP an die ε-Untereinheit führt zu Konformationsänderungen im Protein, die bringen FRET-Donor und Akzeptor in unmittelbarer Nähe und ermöglichen Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfer vom Spender zum Akzeptor.

Messen mitochondrialen Redox-Zustand mit Mito-roGFP Hier zeigen wir, dass mito-roGFP1 den dynamischen Bereich hat, um Änderungen in der mitochondrialen Redox-Zustand von vollständig oxidiert zu erfassen, um in lebenden Hefezellen reduziert, ohne die Hefe das Zellwachstum oder die mitochondriale Morphologie. Zunächst finden wir Zellen, Mitochondrien gezielte GFP und roGFP1 wachsen zu normalen Tarifen (Abbildung 1A). Die maximale Wachstumsrate, wie maximale Steigung der Wachstums...

Wir beschreiben die Verwendung von zwei ratiometrischen, genetisch kodierte Biosensoren, die auf GFP basieren, zu mitochondrialen Redox-Zustand und ATP-Spiegel in subzellulären Auflösung in lebenden Hefezellen überwachen.

Ratiometric Biosensors, dass die mitochondriale Redox Staats-und ATP in lebenden Hefezellen Messen

Mitochondria have roles in many cellular processes, from energy metabolism and calcium homeostasis to control of cellular lifespan and programmed cell ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die mitochondriale Funktion in lebenden Hefezellen mit Hilfe von zwei grün fluoreszierenden Protein- oder GFP-Varianten zu messen. Redox-Sensing-GFP enthält oberflächenexponierte Cystine, die einer reversiblen und umgebungsabhängigen Oxidation und Reduktion unterzogen werden, die das Anregungsspektrum der proteinreduzierten Reihe verändert. GFP hat ein Anregungsmaximum bei 470 Nanometern, während oxidiertes Reihen-GFP bei 365 Nanometern einen erhöhten Anregungsmangel aufweist.Der redoc-Zustand wird als RO-GFP-Emission bei 470 Nanometern Anregung über die RO-GFP-Emission bei 365 Nanometern Anregung go gemessen. Ein Team ist eine Bundsonde, bei der die Epsilon-Untereinheit der F-Null-F1-A-TP-Synthase zwischen einem Bunddonor-GFP und einem Bundakzeptor eingebettet ist, orange fluoreszierendes Protein oder OFP-Bindung eines TP an die Epsilon-Untereinheit führt zu bestätigenden Veränderungen im Protein, die Der Bunddonor und der Akzeptor befinden sich in unmittelbarer Nähe, was eine Energieübertragung vom Donor zum Akzeptor ermöglicht. Die a TP-Spiegel werden dann als OFP-Emission bei Anregung bei 488 Nanometern über GFP-Emission bei Anregung bei 488 Nanometern gemessen. Es werden Ergebnisse erzielt, die Veränderungen des Redoxzustands oder eines TP-Spiegels überwachen, die unter physiologischen Bedingungen auftreten.Der Hauptvorteil dieser Methoden gegenüber bestehenden Methoden besteht darin, dass man GFP auf die Straße schickt und losfährt. Ein Team ist genetisch kodiert und kann in lebenden Zellen eingeführt und stabil gehalten werden. Dadurch können sie zur Messung des mitochondrialen Redoxzustands und eines TP in lebenden Zellen verwendet werden, ohne die Fitness der Zellen oder der Organellen zu beeinträchtigen.Beide Sonden überwachen Veränderungen des Redoxzustands oder eines TP-Spiegels unter physiologischen Bedingungen. Beide Sonden sind daher auch verhältnismetrisch. Messungen, die mit diesen Sonden durchgeführt werden, werden nicht durch Änderungen der Biosensorkonzentration oder der Probenbeleuchtung oder -dicke beeinflusst.Beide Biosensoren liefern eine Auflösung auf der Ebene einzelner Organellen. Tatsächlich wurden RO-GFP-Varianten auf Mitochondrien, er, Endosomen und Peroxisomen ausgerichtet, wo sie Veränderungen des Redoxzustands festgestellt haben, die weitgehend unabhängig vom pH-Wert sind. Diese Methoden können dazu beitragen, Schlüsselfragen in den Bereichen der mitochondrialen Qualitätskontrolle und der Veränderung von Mitochondrien mit dem Alter zu beantworten.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist nützlich, da die Schwellenwert- und Verhältnisschritte während der Bildanalyse schwierig sind und unter Verwendung einheitlich definierter Richtlinien durchgeführt werden müssen. Um dieses Verfahren zu beginnen. Führen Sie die Transformation der Hefe mit Biosensoren durch, wie im Textprotokoll beschrieben. Züchten Sie die Zellen in fünf Millilitern selektivem vollständigem Dropout-Medium in einem konischen 15-Milliliter-Bodenröhrchen bis zur mittleren logarithmischen Phase.Verwenden Sie für alle Experimente denselben Medienstapel. Nachdem Sie einen Milliliter Kultur auf 20 Mikroliter konzentriert haben, geben Sie zwei Mikroliter der resuspendierten Zellen auf einen Objektträger und decken Sie die Zellen mit einem Deckglas ab. Schmelzen Sie dann eine kleine Menge VAP auf einem Metallspatel und verteilen Sie es zum Versiegeln entlang der Deckglaskanten.Alternativ kann Klarlack für die Bildgebung von mito RO GFP one auf einem Weitfeld-Fluoreszenzmikroskop verwendet werden. Verwenden Sie ein Objektiv mit der höchstmöglichen numerischen Apertur, das Licht bei 365 Nanometern durchlässt, wie z. B. den EEC-Plan von 100 x 1,3 NA. Neo-Fluor-Objektiv.Konfigurieren Sie das Mikroskop so, dass es bei 365 und 470 Nanometern anregt, um oxidiertes bzw. reduziertes Gehrungsreihen-GFP zu detektieren. Verwenden Sie LEDs, um die Anregungswellenlänge zu ändern, und einen für GFP geeigneten Emissionsfilterwürfel. Wenn der Anregungsfilter entfernt ist, stellen Sie die Kamera auf eine nacheinander Benning ein, um eine optimale räumliche Auflösung zu erzielen.Stellen Sie als Nächstes die Software so ein, dass sie einen Zack erfasst, der aus 11 Schichten mit einem Abstand von 0,5 Mikrometern besteht und beide Kanäle an jeder Z-Position sammelt. Lokalisieren Sie die Brennebene von Zellen mit Durchlicht, um das Ausbleichen der Fluoreszenzsonde zu minimieren. Nehmen Sie dann eine Z-Serie über die gesamte Tiefe einer typischen Zelle mit einer Schrittweite von 0,5 Mikrometern auf, um sie für die Bildgebung einzurichten.Könnte ein Team zu zweit an einem spektralen konfokalen Mikroskop gehen. Verwenden Sie das Objektiv mit der höchsten numerischen Apertur, das hier erhältlich ist. Zum Einsatz kommt eine 100 x 1,49 APO Rasenlinse.Konfigurieren Sie das Mikroskop so, dass es migo a team two bei 488 Nanometern anregt und die Emission von 500 bis 520 Nanometern für eine TP-Bindung und von 550 bis 580 Nanometern sammelt. Für ein TP ungebundene Formulare. Die tatsächlich optimalen Werte können je nach den Eigenschaften des Bildgebungssystems variieren.Stellen Sie die Lochblende auf 1,0 Flächeneinheiten ein und legen Sie sie dann fest. Scan-Zoom, um sich dem Nyquist-Sampling-Limit zu nähern. Um die Bildgeschwindigkeit zu erhöhen, schneiden Sie das Feld auf 512 x 256 Pixel zu.Verwenden Sie bei Bedarf die Scan-Mittelwertbildung, um das Rauschen zu reduzieren. Verbrauchen Sie so wenig Laserleistung wie möglich und erzeugen Sie dennoch ein interpretierbares Bild. Verwenden Sie ein internes oder externes Leistungsmessgerät, um Änderungen der Laserleistung zu überwachen, die normalerweise im Laufe der Zeit in jedem optischen System auftreten.Passen Sie die Detektorverstärkung und die Beleuchtungsintensität an, um den Dynamikbereich zu maximieren. Aber vermeiden Sie Sättigung. Analysieren Sie keine Zellen mit mehr als 1 % gesättigten Pixeln.Lokalisieren Sie die Fokusebene von Zellen mit Durchlicht, bevor Sie eine Z-Serie durch die Haltetiefe einer typischen Zelle mit einer Schrittweite von 0,5 Mikrometern sammeln. Bilden Sie alle Proben mit demselben objektiven Laserleistungsscan ab, zoomen Sie die Pixelgröße, die Verstärkung und den gleichen Offset. Öffnen Sie die aufgenommenen Bilder und ändern Sie den Typ auf 32 Bit, um den Hintergrund zu bestimmen. Zeichnen Sie einen Interessenbereich oder ROI in einem Bereich, in dem keine Zellen vorhanden sind.Auswählen, analysieren, messen, um die mittlere Intensität in diesem ROI zum Ergebnisfenster hinzuzufügen. Um diesen Wert vom Stapel zu subtrahieren, wählen Sie Prozessmathematik und Subtrahieren. Geben Sie dann die mittlere Intensität des Hintergrunds ein und wählen Sie Vorschau.Okay und ja, die Festlegung von Schwellenwerten ist der schwierigste Aspekt des Verfahrens. Um den Erfolg sicherzustellen, definieren Sie Schwellenwertparameter so, dass das resultierende Bild die tatsächliche Größe des fluoreszierenden Objekts im Originalbild beibehält. Die Verwendung exakt der gleichen Belichtungsbedingungen für jedes Experiment trägt dazu bei, eine konsistente Schwellenwertbestimmung während der gesamten Bildverarbeitung zu erzielen.Ein zu niedriger Schwellenwert schließt Hintergrundpixel ein. Ein zu hoher Schwellenwert eliminiert Teile der Mitochondrien aus der Analyse mit dem subtrahierten Zack, findet die mittlere Schicht und wählt Bildanpassung und Schwellenwert und dann den Schwellenwert für die Mitochondrien aus, nachdem ein geeigneter Schwellenwert gefunden wurde. Klicken Sie auf Anwenden, um diesen Schwellenwert auf alle Slices im Stack anzuwenden.Aktivieren Sie dann die Option Hintergrundpixel auf NAN oder keine Zahl festlegen und klicken Sie auf OK und ja, wiederholen Sie diesen Vorgang für das andere Bild. Erstellen Sie den Z-Stapel des Verhältnisses, indem Sie auf Verarbeiten und dann auf Bildrechner klicken. Teilen Sie den reduzierten Stack durch den oxidierten C-Stack für die MIT O-R-G-F-P one-Analyse.Das gleiche Protokoll wird für die migo AAM two Analyse verwendet. In diesem Fall dividieren Sie das 560-Nanometer-Bild von A TP durch das ungebundene 510-Nanometer-Bild von A TP. Zeichnen Sie einen ROI um den Interessenbereich.Wählen Sie Analysewerkzeuge aus. ROI-Manager und klicken Sie auf Hinzufügen, um den ROI aufzuzeichnen, und wählen Sie dann mehr Multi-Measure und OK. Kopieren Sie abschließend die Zeilenzahl, den Bereich und den Mittelwert und exportieren Sie die Daten zur Analyse in eine Tabelle, verwenden Sie die Tabelle, um die Flächenmultizitate zu berechnen, die gewichtete Summe und die gewichteten durchschnittlichen Zellen, die Mitochondrien exprimieren, zielen GFP und Zeile GFP eins mit normalen Raten an.Die maximale Wachstumsrate ist in Zellen, die mito GFP exprimieren, und MIT, Reihe GFP eins, ähnlich. Darüber hinaus sind Mitochondrien und Hefen, die MIT RO GF P one exprimieren, röhrenförmig entlang der Mutterknospenachse ausgerichtet und reichern sich an den Spitzen der Mutter- und Tochterzellen an. Diese normale Morphologie deutet darauf hin, dass MIT RO GF P one die mitochondriale Funktion nicht stört.Um den dynamischen Bereich von mitg FP einer Midlock-Phase Wildtyp-Hefezellen mit Wasserstoffperoxid und Dihi drei Etol, zu beurteilen, wurde das mittlere Verhältnis von mitochondrial reduziert zu oxidiert gemessen, um den mitochondrialen Redoxzustand zu beurteilen, die Titration des mitochondrialen Redoxzustands mit Wasserstoffperoxid oder DTT von null bis 10 millimolar führt zu einer dosisabhängigen Änderung. Im mittleren Verhältnis von mitochondrialen reduzierten zu oxidierten Bedingungen mit einem gemessenen Bereich von 0,6 unter oxidierenden Bedingungen bis 1,23 unter reduzierenden Bedingungen. Damit ist mitg FP one ein effektiver Biosensor für die Analyse der mitochondrialen Datierung in lebenden Zellen.Mito RO GFP one bietet auch eine subzelluläre Auflösung des mitochondrialen Redoxzustands. Diese subzelluläre Auflösung zeigt, dass sich Mitochondrien innerhalb einzelner Hefezellen im relativen Redoxzustand unterscheiden: Licht kann Veränderungen im GFP Chromo vier induzieren, wenn es einer hohen Lichtintensität von 400 Nanometern ausgesetzt wird. Während des analysierten Zeitraums gibt es keine signifikante Fotokonversion.Die bevorzugte Methode zur Reduzierung der Photokonversion besteht darin, die oxidierte Form des Reihen-GFP bei 365 Nanometern anzuregen. MIGO AAM, zwei Co-Lokalisationen mit DAPI-gefärbter mitochondrialer DNA in Hefe und finden sich in röhrenförmigen Strukturen, die für Wildtyp-Hefe-Mitochondrien typisch sind. Darüber hinaus ist die Wachstumsrate von Zellen, die MIGO AAM zwei exprimieren, ähnlich wie die von Zellen, die Mitochondrien spezifisches GFP sowohl in Glukose- als auch in Glycerinmedien exprimieren. Daher scheint die Expression von migo A two für die Zelle oder die Mitochondrien nicht schädlich zu sein. Um zu testen, ob migo A two auf Veränderungen der mitochondrialen A TP-Spiegel reagiert, wurden die Zellen mit Antimycin A behandelt, einem Mittel, das die mitochondriale A TP-Produktion hemmt.Das mediane Bundverhältnis nimmt bei Zellen, die mit Antimycin behandelt werden, ab. Interessanterweise deuten die vorläufigen Daten darauf hin, dass es Unterschiede in den TP-Spiegeln in verschiedenen Mitochondrien innerhalb derselben Zelle geben kann. Einmal gemeistert, kann diese Technik in mehreren Stunden durchgeführt werden.Darüber hinaus ist es bei diesem Verfahren wichtig, die Bildgebungsparameter konstant zu halten und gleichzeitig die Zellen auf mitochondriale Fragmentierung und andere Anzeichen von Phototoxizität zu überwachen. Vermeiden Sie Photobleaching und entwickeln Sie einheitliche Kriterien für die Festlegung von Schwellenwerten. Diese Biosensoren können verwendet werden, um mitochondriale Veränderungen in lebenden Pflanzenpilzen und Säugetierzellen zu überwachen.Sie können auch verwendet werden, um mitochondriale Veränderungen bei Neurodegeneration, Stoffwechselerkrankungen und anderen Krankheiten, die mit Defekten in den mitochondrialen Funktionen verbunden sind, zu überwachen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie in der Lage sein, metrische Fluoreszenzfarbstoffe für Mitochondrien zu verwenden, um den mitochondrialen Redoxzustand und eine TP in lebenden Zellen zu überwachen.

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Forschung

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Biotechnik

Vacuolar und cytosolischen pH-Wert kann in lebende Hefe gemessen werden...

Messung von pH Vacuolar und Cytosolic<em&gt; In Vivo</em&gt; In Hefe Zellsuspensionen

Wasserstoffperoxid (H2O2) ist sowohl eine Quelle oxidativer Schäden als auch ein Signalmolekül. Dieses Protokoll beschreibt, wie mitochondrialesH2O2mit Hilfe von HyPer7 (mtHyPer7), einem genetisch kodierten ratiometrischen Biosensor, in lebender Hefe gemessen werden kann. Es wird beschrieben, wie die Bildgebungsbedingungen optimiert und quantitative zelluläre und subzelluläre Analysen mit frei verfügbarer Software durchgeführt werden können.

Bildgebung von mtHyPer7, einem ratiometrischen Biosensor für mitochondriales Peroxid, in lebenden Hefezellen

Die mitochondriale Atmung in ganzen Hefezellen ist ein wertvoller Indikator für die Bioenergetik der Zellen. Hier stellen wir ein Protokoll vor, um diesen Phänotyp zu quantifizieren, das auf verschiedene Hefearten anwendbar ist.

Quantifizierung der mitochondrialen Atmung in ganzen Hefezellen

"E-DNA"-Sensoren, Reagenzienfreier haben elektrochemische Biosensoren, die gute Leistungen, auch wenn direkt in Blut und anderen komplexen Matrices in Frage gestellt, um den Nachweis einer Vielzahl von Nukleinsäure-, Protein-und Small Molecule Analyten angepasst. Hier präsentieren wir ein allgemeines Verfahren für die Herstellung und Verwendung solcher Sensoren.

Herstellung von elektrochemischen DNA Biosensoren für die Reagenzienfreier Nachweis von Nukleinsäuren, Proteinen und kleinen Molekülen

Fluorescence Lifetime Imaging (FLIM) wurden als wesentliche Technik, um Bild die Umwelt und die Interaktion bestimmter Proteine ​​und Farbstoffe, die in lebenden Zellen entstanden. FLIM fluoreszierender molekularer Rotoren ermöglicht die Zuordnung der Viskosität in lebenden Zellen.

Fluorescence Lifetime Imaging für molekulare Rotoren in lebenden Zellen

Verfahren zum räumlichen-zeitlichen Steuerung der GTPase-Aktivität durch Licht beschrieben. Dieses Verfahren basiert auf Rapamycin-FKBP-induzierte FRB Heterodimerisierung und Foto einschließende Systeme. Optimierung der Licht-Bestrahlung ermöglicht die raum-zeitlich kontrollierte Aktivierung der kleinen GTPasen auf subzellulärer Ebene.

Räumlich-zeitliche Manipulation kleiner GTPase-Aktivität in subzellulären Ebene und auf Zeitskala von Sekunden in lebenden Zellen

Dieser Artikel beschreibt den Bau eines Multiplex-Mikronadel-basierten Sensor. Das Gerät wird für die in situ Probenahme und elektrochemischen Analyse von mehreren Analyten in einer schnellen und selektiven Weise entwickelt. Wir haben die Vision der klinischen Medizin und der biomedizinischen Forschung verwendet für diese Mikronadel-basierte Sensoren.

Hohle Mikronadel-basierten Sensor für Multiplex Transdermale elektrochemische Nachweis

Es wird ein Verfahren zur Stimulation der elektrischen Aktivität von in-vitro-Zellkulturen mit sichtbarem Licht beschrieben, das auf der Verwendung organischer halbleitender Polymere basiert.

Optische Kontrolle von lebenden Zellen elektrische Aktivität von konjugierten Polymeren

Vor kurzem wurde eine Reihe von FRET-basierten Kraft-Biosensoren entwickelt, die die proteinspezifische Auflösung der intrazellulären Kraft ermöglichen. In diesem Protokoll zeigen wir, wie einer dieser Sensoren, der für den Linker des Nukleoskelett-Zytoskelett (LINC)-Komplexproteins Nesprin-2G entwickelt wurde, zur Messung von Aktomyosinkräften auf den nukleären LINC-Komplex verwendet werden kann.

Ein Protokoll für die Verwendung von Förster Resonance Energy Transfer (FRET) -force Biosensoren mechanische Kräfte über den Kern LINC-Komplex zu messen

Dieser Beitrag stellt eine Reihe von Protokollen für die gentechnisch veränderten Zellen entwickeln und funktionalisierte Oberflächen , die synthetisch konstruierte E. coli steuern können , und programmierbare Materialoberflächen zu manipulieren.

Unter Verwendung der synthetischen Biologie lebenden Zellen zu entwickeln, die Schnittstelle mit programmierbarer Materialien

Erfahren Sie die Verwendung ratiometrischer Biosensoren zur Messung des mitochondrialen Redoxzustands und ATP-Spiegels in lebenden Hefezellen. Diese GFP-basierte Methode ermöglicht subzelluläre Auflösung für die Analyse mitochondrialer Funktion.

Ratiometric Biosensors, dass die mitochondriale Redox Staats-und ATP in lebenden Hefezellen Messen

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